Pré-quiasmática, injeção única de sangue autólogo para induzir hemorragia subaracnóidea experimental em modelo de rato

Resumo

A hemorragia subaracnóidea continua a carregar uma alta carga de mortalidade e morbidade no homem. Para facilitar novas pesquisas sobre a condição e sua fisiopatologia, um modelo pré-quiasmático de injeção única é apresentado.

Resumo

Apesar dos avanços no tratamento nas últimas décadas, a hemorragia subaracnóidea (HAS) continua a carregar uma alta carga de morbidade e mortalidade, acometendo em grande parte uma população bastante jovem. Vários modelos animais de HAS têm sido desenvolvidos para investigar os mecanismos fisiopatológicos por trás da HAS e testar intervenções farmacológicas. O modelo pré-quiasmático de injeção única no rato apresentado neste artigo é um modelo experimental de HAS com volume sanguíneo pré-determinado. Resumidamente, o animal é anestesiado, intubado e mantido em ventilação mecânica. A temperatura é regulada com uma almofada de aquecimento. Um cateter é colocado na artéria caudal, permitindo a medição contínua da pressão arterial, bem como a coleta de sangue. A membrana atlantooccipital é incisada e um cateter para registro de pressão é colocado na cisterna magna para permitir a medição da pressão intracerebral. Esse cateter também pode ser utilizado para intervenções terapêuticas intratecais. O rato é colocado em uma estrutura estereotáxica, um orifício de rebarba é perfurado anteriormente ao bregma, e um cateter é inserido através do orifício da broca e colocado logo anterior ao quiasma óptico. O sangue autólogo (0,3 mL) é retirado do cateter de cauda e injetado manualmente. Isso resulta em um aumento da pressão intracerebral e uma diminuição do fluxo sanguíneo cerebral. O animal é mantido sedado por 30 min e recebe soro fisiológico e analgésicos por via subcutânea. O animal é extubado e devolvido à gaiola. O modelo pré-quiasmático apresenta alta taxa de reprodutibilidade e variação limitada entre os animais devido à volemia pré-determinada. Ele mimetiza a HAS em humanos, tornando-se um modelo relevante para a pesquisa da HAS.

Introdução

A hemorragia subaracnóidea (HSA) não traumática é uma forma de acidente vascular cerebral, representando cerca de 5% de todos os casos. A causa mais comum de HAS não traumática é a ruptura súbita de um aneurisma (HAAS), que corresponde a 85% das HAS. Outras causas incluem a ruptura de malformação arteriovenosa, coagulopatias e ruptura de veias na hemorragia perimesencefálica¹. A taxa de incidência é de 9 por 100.000 pessoas-ano, com mortalidade em torno de um em cada três e outro terço necessitando do suporte da vida diária após a HAS ^2,3.

Após a estabilização inicial e a confirmação diagnóstica, o tratamento depende da gravidade da hemorragia. Os pacientes mais gravemente acometidos terão um dreno extraventricular inserido nos ventrículos para reduzir a pressão intracerebral (PIC) e serão internados na unidade de terapia neurointensiva, onde serão monitorados de perto. Os pacientes serão submetidos a uma angiografia para identificar o (provável) aneurisma e, posteriormente, terão o aneurisma enrolado ou cortado para evitar ressangramento⁴. Apesar de inúmeros estudos de terapias farmacológicas, apenas a nimodipina, um antagonista dos canais de cálcio, demonstrou melhorar os desfechos⁵. Vários ensaios clínicos estão atualmente em andamento. Por favor, veja a revisão de Daou e colegas para uma extensa lista⁶.

A ruptura de um aneurisma tem sido descrita como o início súbito da pior cefaleia já experimentada ou uma cefaleia trovoada. A ruptura resulta em um aumento acentuado da PIC seguido por uma redução no fluxo sanguíneo cerebral (FSC). Essa redução resulta em isquemia global do cérebro, o que pode resultar em perda de consciência. Esta via mais mecanicista, juntamente com a quebra iniciada dos elementos extravasados do sangue, dá origem à liberação de citocinas e ativação do sistema imune inato, resultando em neuroinflamação estéril. Além disso, a quebra da barreira hematoencefálica, resultando em edema cerebral e distúrbio na homeostase iônica, é frequentemente observada. Todas essas alterações e muito mais, denominadas lesão cerebral precoce (EBI), ocorrem nos primeiros dias e resultam em perda neuronal e apoptose⁷.

Aproximadamente 1/3 dos pacientes acometidos por HSA desenvolverá isquemia cerebral tardia (ICD) entre os dias 4-14⁸. A ICD é definida como a estreia de um comprometimento neurológico focal ou uma queda de no mínimo dois pontos na escala de coma de Glasgow com duração mínima de 1 h, quando outras causas, incluindo convulsões e ressangramento, são excluídas. A ICD está associada a um risco aumentado de morte e a um desfecho funcional diminuído após a HSA⁹. O vasoespasmo cerebral (CVS), o estreitamento das artérias cerebrais, é conhecido por estar associado à ICD há décadas e antigamente pensava-se ser a única razão para a ICD. Desde então, tem sido demonstrado que a SCV pode ocorrer sem o desenvolvimento de ICD e mais fatores, incluindo trombose e constrição microvascular, depressão disseminada cortical e resposta inflamatória de EBI foram identificados desde então10,11,12.

Devido à grande influência da EBI e DCI no curso da doença e na evolução dos pacientes acometidos, os modelos animais precisam mimetizá-los no maior grau possível, sem deixar de ser reprodutíveis. Os pesquisadores empregaram uma ampla gama de modelos diferentes em uma variedade de animais, de camundongos a primatas não humanos, para tentar simular a aSAH. Os ratos selvagens Sprague-Dawley e Wistar são atualmente os animais de laboratório mais utilizados, e os modelos mais comuns são o modelo de perfuração endovascular, o modelo de injeção dupla de cisterna-magna e, por último, o modelo de injeção única pré-quiasmática, que será descrito neste artigo¹³.

O modelo pré-quiasmático de injeção única foi originalmente desenvolvido por Prunell e colaboradores para combater algumas das deficiências dos outros modelos experimentais¹⁴. A cirurgia, quando dominada, é altamente reprodutível e minimiza a variação entre os animais. O modelo mimetiza a HAS em humanos em múltiplos pontos, incluindo o aumento súbito da PIC após a injeção de sangue, resultando em isquemia global transitória devido à queda do FSC^15,16. Acomete a circulação anterior, que é onde ocorre a maior parte da HAS em humanos¹⁷. A mortalidade varia de 10% a 33%, dependendo do estudo e da quantidade de sangue injetado^14,18. A morte celular tardia e a neuroinflamação podem ser detectadas nos dias 2 e 7, fornecendo variáveis para estudar as consequências da EBI e DCI ^19,20.

O estudo apresenta uma descrição atualizada do modelo de injeção única pré-quiasmática no rato, juntamente com uma descrição de como utilizar a sonda ICP como porta para administração intratecal de fármacos.

Protocolo

Este procedimento é feito de acordo com a Diretiva 2010/63/UE da União Europeia relativa à proteção de animais utilizados para fins científicos e aprovada pela Inspeção Dinamarquesa de Experiências Animais (licença n.º 2016-15-0201-00940). A cirurgia é realizada usando técnica asséptica na medida do possível, incluindo instrumentos estéreis, luvas, cateteres e suturas. Foram utilizados ratos machos e fêmeas da linhagem Sprague-Dawley, pesando entre 230 e 350 g, grupo alojados em ciclo claro/escuro de 12 horas, com temperatura constante de 22 °C (± 2 °C) e umidade de 55% (± 10%). Os animais recebem ração padrão e água ad libitum. Os animais são alojados em gaiolas individuais após a cirurgia, mas podem ser devolvidos ao grupo quando a sonda ICP tiver sido removida. O anestésico nesse protocolo é o gás isoflurano, mas uma mistura intraperitoneal de 1,5 mL/kg de quetamina (100 mg/mL) e xilazina (20 mg/mL) também é eficaz²¹.

1. Preparações

1. Modificar um cateter venoso periférico de 16 G para intubação. Para modificar, encurte a agulha em 1 cm e dobre o 1 cm distal restante em 30° em direção à válvula de injeção. Remova as asas do cateter (uso múltiplo).
2. Para fazer uma sonda ICP, corte um pedaço de tubo de polietileno de 20 mm (diâmetro interno (ID): 0,58 mm, diâmetro externo (OD): 0,96 mm) e queime uma extremidade para fazer uma placa circular, mantendo um lúmen aberto. Contornar a tubulação de polietileno com 1 mm de tubulação de silicone (ID: 1,0 mm, OD: 3,0 mm) antes de conectar 10 mm de tubulação de silicone (ID: 0,76 mm, OD: 2,4 mm) à extremidade da tubulação de polietileno.
3. Ligue o laptop e abra o software de aquisição de dados. Calibrar os transdutores de pressão arterial (PA) e pressão intracerebral (PIC) e o Laser-Doppler de acordo com as instruções do fabricante.
4. Preparar o aparelho analisador de gases sanguíneos.
   CUIDADO: Certifique-se de que há isoflurano suficiente no vaporizador.
5. Ligue o fluxo de ar O₂ e atmosférico. Defina o fluxo de O₂ em 30% e o ar atmosférico em 70%.
6. Coloque a almofada de aquecimento e ajuste a temperatura para 37 °C.

2. Anestesia

1. Colocar o rato na câmara de anestesia com fluxo de 30% de_O2 e 70% de ar atmosférico. Administrar 5% de gás isoflurano na câmara. A anestesia adequada levará cerca de 4 min. Controle a respiração com cuidado.
2. Quando anestesiado, colocar o rato em decúbito dorsal sobre uma placa grossa contornada por um elástico. Coloque os dentes da frente do rato abaixo do elástico.
3. Retire a língua cuidadosamente com pinças curvas. Limpe a laringe com uma ponta de algodão. Coloque uma luz externa na linha média da garganta para visualizar as cordas vocais.
4. Intubar durante a inspiração com cateter venoso periférico 16G modificado. Quando inserido corretamente, remova o estilete. Conecte o cateter ao ventilador.
   NOTA: A colocação correta do tubo é confirmada por movimentos torácicos em sincronia com a taxa de respiração. Se forem vistos movimentos do abdômen, extuba e reintroduza o rato no sino de anestesia. Não repita o procedimento mais de três vezes devido ao risco de danificar as vias aéreas.
5. Quando intubado, manter o animal em respiração artificial com 30% de_O2 e 70% de ar atmosférico. Manter a anestesia a 1,5%-3% de isoflurano. Ajustar o isoflurano para manter a pressão arterial entre 80-100 mmHg.
6. Manter o volume inspiratório do respirador em 3 mL e a frequência em 40-45 inspirações/min. Ajustar o volume inspiratório de acordo com a gasometria.
7. Faça um ponto através do tecido mole interno da bochecha com uma sutura 2-0. Amarre a sutura ao redor do tubo de injeção e da válvula de injeção do cateter venoso periférico para fixar o cateter.
8. Mover o rato para o campo operatório e colocá-lo em decúbito dorsal com a cauda voltada para o cirurgião.
9. Aplique o gel para os olhos quando necessário para combater os olhos secos.
10. Realizar uma pinça do dedo do pé para confirmar uma profundidade adequada de anestesia. Avaliar e manter a profundidade da anestesia durante a cirurgia.

3. Cateter de cauda

1. Desinfetar os 3-4 cm proximais da cauda com 0,5% de etanol de clorexidina.
   OBS: A partir de agora, utilizar o microscópio cirúrgico a critério do cirurgião.
2. Fazer uma incisão cutânea de 15-20 mm na extremidade proximal da cauda no lado ventral. Tenha cuidado para não incisar a artéria.
3. Solte a pele do tecido conjuntivo subjacente usando uma pinça curva.
4. Penetrar cuidadosamente na fáscia expondo a artéria.
5. Solte cuidadosamente a artéria caudal do tecido subjacente usando uma pinça curva.
6. Deslize três fios de seda preta sob o vaso. Coloque um fio o mais distalmente possível e amarre um nó cirúrgico firmemente ao redor da artéria. Segure as pontas soltas do fio com um hemostático.
7. Amarre os dois fios restantes frouxamente ao redor da artéria.
8. Empurre o fio proximal o mais proximalmente possível. Aplique um hemostático para segurar as extremidades do fio proximal. Puxe o hemostático levemente, mas o suficiente para restringir e bloquear o fluxo sanguíneo. Coloque o hemostático no abdômen.
9. Corte a ponta do cateter em um ângulo de 45°. Corte o ponto cortante para evitar a penetração na parede arterial.
10. Com uma tesoura de Vannas, fazer uma incisão arterial a 1/3 do diâmetro da artéria em um ângulo de 30°, a 3-5 mm do nó distal.
11. Insira o cateter na artéria usando duas pinças retas. Use uma pinça para segurar o cateter e a outra para puxar cuidadosamente a artéria sobre o cateter.
12. Insira o cateter até o vaso até o nó proximal e solte o nó do hemostático. Visualize o fluxo sanguíneo no cateter. Fixe o fio do meio frouxamente ao cateter.
13. Continue a inserção e, se possível, um pouco mais adiante, o ponto onde a artéria é coberta novamente pela fáscia.
14. Controle o posicionamento do cateter e possíveis vazamentos através da lavagem com soro fisiológico.
15. Fixar os dois fios proximais com nós cirúrgicos.
    OBS: A medida da pressão arterial precisa ser pulsátil; Caso contrário, o cateter não é colocado adequadamente.
16. Fixar o cateter no final da incisão amarrando um nó cirúrgico usando o fio distal.
17. Costurar a incisão da pele frouxamente com dois pontos monofilamentares 4-0 não reabsorvíveis. Tenha cuidado para não penetrar no cateter.
    OBS: Durante toda a cirurgia fique atento à amplitude da pulsação. Se isso estiver baixo, lave o cateter com soro fisiológico.
18. Solte o cateter arterial do transdutor de pressão para permitir o fluxo sanguíneo para a coleta de gases sanguíneos. Coloque um micro tubo capilar na extremidade do cateter. Deixe o sangue fluir para o tubo. Reconecte o cateter ao transdutor após a coleta de sangue e lave o cateter.
19. Insira o tubo capilar no analisador de gases sanguíneos. Meça o pH, a pCO2 e a pO2 e anote-os
    NOTA: Dependendo dos valores de gasometria e pressão arterial, altere a taxa de ventilação. Se a pressão arterial média (PAM) estiver muito baixa, tente diminuir o fluxo de isoflurano. Teste os reflexos para garantir a profundidade adequada da anestesia.

4. Sonda ICP

1. Coloque o rato na moldura estereotáxica. É importante posicionar o rato simetricamente.
2. Coloque um travesseiro cilíndrico sob a armação estereotáxica para criar uma flexão anterior do pescoço.
3. Faça a barba do couro cabeludo, pescoço e a área atrás das orelhas do rato. Retire os pelos supérfluos.
4. Desinfetar a área com etanol de clorexidina a 0,5%.
5. Anestesiar localmente com 0,7 mL de lidocaína 10 mg/5 μg/mL com adrenalina, inserir a agulha na extremidade caudal do crânio na linha média. Injetar na musculatura do pescoço com 0,3-0,4 mL. Injetar o restante por via subcutânea ao redor e anteriormente ao bregma.
6. Faça uma incisão na pele a partir da punção da agulha ~8 mm caudalmente na linha média.
7. Dissecar todos os músculos de forma romba em camadas para identificar a membrana atlantooccipital (triângulo cor de mármore caudalmente ao crânio na linha média).
8. Use o afastador Alm para conter a musculatura do pescoço. Coloque o afastador inclinado caudalmente, se necessário.
9. Verifique se a sonda ICP estéril está conectada ao transdutor ICP. Lave a sonda ICP com soro fisiológico. Certifique-se de que não há bolhas de ar presentes na sonda ICP.
10. Incisar a membrana atlantooccipital com agulha 23G. Faça um orifício para persuadir a sonda ICP através da membrana.
11. Coaxar a sonda através da membrana atlantooccipital suavemente. Puxe a sonda levemente e certifique-se de que ela mostre uma curva pulsátil variando entre 0-5 mmHg. Caso contrário, remova a sonda, verifique a conexão com o transdutor e confirme o fluxo através do lúmen.
12. Aplique duas gotas da cola de tecido. Mova a tubulação de silicone de 1 mm para frente para a membrana e aplique cola adicional para minimizar o risco de deslocamento da sonda ICP.
13. Remova o(s) afastador(es).
14. Realizar uma sutura horizontal do colchão na extremidade cefálica da incisão e uma sutura simples interrompida na extremidade caudal com fio monofilamentar 4-0 não reabsorvível.

5. Colocação da agulha e da sonda Laser-Doppler

1. Faça uma incisão na linha média logo anterior aos olhos, 15 mm caudalmente.
2. Retire o tecido conjuntivo e os músculos com pinças. Utilizar a extremidade de um cotonete estéril como rougina possibilitando a identificação do bregma e das suturas coronais.
3. Coloque o afastador de Alm.
4. Coloque uma agulha espinhal de 25 G na estrutura estereotáxica. Coloque a agulha exatamente sobre o bregma e observe a posição.
   NOTA: Coloque a articulação da linha média do quadro estereotáxico a 30° em direção ao animal no plano vertical.
5. Retire a agulha do bregma, mova a armação 65 mm anteriormente e, em seguida, substitua a agulha na linha média para marcar o local de perfuração.
6. Broca até que a dura-máter seja identificada abaixo do osso. Remova suavemente os fragmentos ósseos usando pinças retas e preencha a cavidade com cera de osso.
7. Realizar outro orifício 3-4 mm lateralmente à direita do bregma e logo anterior à sutura coronal para o Laser-Doppler. Não é necessário perfurar todo o caminho através do osso. Tenha cuidado para não penetrar na dura-máter.
8. Procure os vasos onde o laser-doppler pode medir o fluxo sanguíneo. Coloque o laser-doppler e verifique os valores. É necessário um valor mínimo de 100 FU. Retire o microscópio (luz artificial).
9. Se os valores ainda forem aceitáveis, adicione uma gota de cola para fixar a sonda.
10. Verifique novamente para confirmar se o valor está acima de 80 FU. Se o valor for inferior a 80 FU, remova e reposicione a sonda para atingir um valor acima de 80 FU.
    NOTA: O valor, FU, é uma unidade arbitrária que mostra o fluxo sanguíneo cerebral (FSC).

6. Indução da HAS

1. Insira a agulha suavemente através do crânio na linha média entre os hemisférios até que a resistência da base do crânio seja sentida. Retrair a agulha em 1 mm para garantir o posicionamento correto apenas anteriormente ao quiasma óptico.
2. Gire a agulha 90° no sentido horário para que a ponta da agulha aponte para a direita para garantir o resultado mais homogêneo ao injetar o sangue. Retire o estilete (Figura 3).
3. Equilibrar por 15 min e ajustar o nível de anestesia para obter uma pressão arterial média na faixa de 80-100 mmHg.
4. Realizar uma análise de gases sanguíneos. Ajuste o nível de anestesia de acordo.
5. Retirar 500 μL de sangue do cateter de cauda utilizando uma seringa de 1 ml com uma agulha romba de 23 G.
6. Preencha o espaço morto da câmara da agulha espinhal com sangue para evitar a injeção de ar. Retire a agulha 23 G da seringa cheia de sangue e confirme se a seringa contém 300 μL de sangue.
7. Conecte a seringa à agulha espinhal. Segure com firmeza e injete o sangue manualmente para superar a PAM.
8. Observe um aumento acentuado no ICP e uma queda acentuada no CBF no laptop.
   NOTA: O FSC deve ser 50% ou menor em comparação com o escore basal por pelo menos 5 minutos para que a cirurgia seja bem-sucedida, veja a Figura 4. Ratos sham não são submetidos às etapas 6.1-6.7, omitindo a introdução da agulha espinhal no cérebro, minimizando possíveis hemorragias espontâneas e danos cerebrais iatrogênicos.

7. Recuperação e despertar

1. Administrar 0,1 mL/100 g de peso animal de 5,0 mg/mL de carprofeno e 1 mL/100 g de peso animal de solução salina isotônica por via subcutânea. Certifique-se de que os líquidos estão pelo menos à temperatura ambiente antes de administrar.
2. Em seguida, manter o rato sob anestesia por 30 minutos após a HAS.
3. Remova a agulha, a sonda laser doppler e, em seguida, preencha as cavidades com cera de osso. Fechar a incisão com dois colchões horizontais com fio monofilamentar 4-0 não reabsorvível.
4. Para usar a sonda ICP para injeções na cisterna magna, remova a tubulação de silicone e insira um adaptador preciso na tubulação de polietileno.
5. Se nenhuma intervenção for planejada, corte a sutura simples e interrompida. Encurte a sonda de PIC tanto quanto possível usando uma tesoura e, em seguida, cole a extremidade para evitar vazamento de líquido cefalorraquidiano (LCR). Fechar a incisão com fio monofilamentar inabsorvível 4-0.
6. Retire o rato da estrutura estereotáxica e coloque em decúbito dorsal. Remova as suturas soltas da incisão da cauda.
7. Coloque uma única sutura proximal e profunda ao cateter arterial. Retire o cateter e amarre a sutura para evitar sangramento. Sutura da cauda com fio monofilamentar inabsorvível 4-0.
8. Desligue o isoflurano.
9. Limpe o rato e sua pele o máximo possível.
10. Quando o reflexo de retirada do pedal for recuperado e o rato tiver respiração espontânea quando desacoplado do ventilador, extubá-lo.
11. Coloque o rato em uma única gaiola com comida e água ad libitum. Coloque metade da gaiola sob uma placa de aquecimento e coloque o rato nesta área da gaiola.
12. Realizar a administração intratecal adaptando o injetor pinport a uma seringa de precisão e administrar o tratamento através do adaptador pinport. Essa intervenção é viável em animais acordados. Veja a Figura 5.

8. Remoção da sonda de PIC (se não for removida durante a cirurgia)

NOTA: Use um microscópio cirúrgico a critério do cirurgião.

1. Coloque o rato na câmara de anestesia conforme descrito anteriormente.
2. Quando anestesiado, colocar o rato em decúbito dorsal no campo de operação com almofada de aquecimento.
3. Coloque o nariz na máscara de anestesia. Definir os níveis de O 2 a 30%, ar atmosférico a 70% e isoflurano a₂ %.
4. Aplique continuamente o gel para os olhos para combater os olhos secos.
5. Cortar a sutura caudal simples interrompida. Abra a incisão e remova o possível tecido necrótico ou coágulos sanguíneos.
6. Encurte a sonda de PIC tanto quanto possível usando uma tesoura e cole a extremidade para evitar o vazamento de líquido cefalorraquidiano (LCR). Fechar a incisão com fio monofilamentar inabsorvível 4-0.
7. Desligue o isoflurano.
8. Quando o rato começar a se mover, coloque-o em uma única gaiola com comida e água ad libitum. Coloque metade da gaiola sobre uma placa de aquecimento e coloque o rato nesta área.
9. Quando retornarem ao estado habitual, reintroduzir os animais uns aos outros em uma gaiola conjunta sob supervisão durante os primeiros 15 minutos.

Resultados

As mulheres têm um risco aumentado de HSA em comparação com os homens. Apesar disso, roedores machos são usados principalmente em experimentos devido ao possível viés da heterogeneidade do ciclo estral em fêmeas. Os resultados representativos aqui apresentados são de uma publicação recente comparando ratos fêmeas e machos, confirmando que o modelo produz resultados semelhantes em fêmeas em comparação com^{machos 21}. Participaram do estudo 34 ratas da raça Sprague-Dawley (18 HSAs e 16 ...

Discussão

O modelo pré-quiasmático de injeção única de HAS mimetiza vários elementos importantes da HAS humana, incluindo a espícula da PIC, redução do FSC, isquemia global transitória, suprarregulação de marcadores neuroinflamatórios e SCV 14,15,16,18,19,20. A sonda ICP também foi utilizada como porta para administraçã...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
16 G peripheral vein catheter	BD Venflon	393229	Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed
Anesthesia bell/ chamber	Unknown
Blood gas analyzer	Radiometer	ABL80
Blood pressure (BP) monitor	Adinstruments	ML117	Connects to Powerlab
Curved forceps, 12 cm x 3	F.S.T	11001-12	For anesthesia
Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm	Homemade		Made from surgical towels
Data acquisition hardware	Adinstruments	ML870 Powerlab
Data acquistion software	Adinstruments	LabChart 6.0
Drill	KMD	1189
Drill controller	Silfradent	300 IN
Flexible light	Schott	KL200
Heating pad	Minco	1135
Hypodermic needle, 20 G	KD Medical	301300	Connects to stereotaxic frame
ICP monitor	Adinstruments	ML117	Connects to Powerlab
Isoflurane vaporizer	Ohmeda	TEC3
Laptop	Lenovo	T410
Laser doppler monitor	Adinstruments	ML191
Laser doppler probe	Oxford Optronics	MSF100XP	Connects to laser doppler monitor
Needle holder, 13 cm	F.S.T	12001-13	For anesthesia
Precision syringe, 0.025 mL	Hamilton	547407
Stereotaxic frame	Kopf Instruments	M900
Surgical microscope	Carl Zeiss	F170
Suture needle	Allgaier	1245	For anesthesia
Temperaure controller	CWE,INC.	TC-1000
Transducer x 2	Adinstruments	MLT0699	Connects to BP and ICP monitor
Ventilator	Ugo Basile	7025
Veterinary clipper	Aesculap	GT421
3-pronged Blair retractor, 13.5 cm	Agnthos	17022--13
Blunt Alm retractor	F.S.T	17008-07
Curved forceps, 12 cm x 2	F.S.T	11001-12
Needle holder, 13 cm	F.S.T	12001-13
Straight Dumont forceps, 11 cm	F.S.T	11252-00
Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2	F.S.T	13008-12
Straight Iris scissor, 9 cm	F.S.T	14090-09
Straight Vannas scissor, 10.5 cm	F.S.T	15018-10
Absorpable swabs	Kettenbach	31603
Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm	Vömel	14757
Bone wax	Aesculap	1029754
Carbomer eye gel 2 mg/g	Paranova
Cotton swab	Heinz Herenz	WA-1
Cotton tipped applicator x 4	Selefa	120788
Hypodermic needle, 23 G x2	KD Medical	900284	Connects to stopcock. Remove distal end
Hypodermic needle, 23 G x3	KD Medical	900284	Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe
ICP probe:	Homemade		Made of the following:
Polythene tubing, 20 mm	Smiths medical	800/100/200	Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm.
Silicone tubing, 10 mm	Fisher	15202710	ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm.
Silicone tubing, 2 mm	Fisher	11716513	ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm.
Micro hematocrit tubes	Brand	7493 11
OP-towel, 45 cm x75 cm	Mölnlycke	800430
PinPort adapter, 22 G	Instech	PNP3F22
PinPort injector	Instech	PNP3M
Polythene tubing, 2 x 20 cm	Smiths medical	800/100/200	Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm.
Rubberband	Unknown
Scalpel, 10 blade	Kiato	23110
Spinalneedle, 25 G x 3.5''	Braun	5405905-01
Stopcock system, Discofix x 2	Braun	16494C	Connects to transducer
Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3	Ethicon	EH7145H
Syringe, 1 mL	BD Plastipak	1710023
Syringe, luer-lock, 10 mL x 4	BD Plastipak	305959	Connects to transducer
Tissue adhesive glue	3M	1469SB
0.5% Chlorhexidine spirit	Faaborg Pharma	210918
Carprofen 50 mg/mL	ScanVet	43715	Diluted 1:10
Isoflurane	Baxter
Isotonic saline	Amgros	16404
Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL	Amgros	16318