مهارات الجراحة المجهرية لإنشاء قنية دائمة للوريد الوداجي في الفئران لأخذ عينات الدم التسلسلية من الدواء الذي يتم إعطاؤه عن طريق الفم

Summary

تم إثبات تقنيات الجراحة المجهرية التفصيلية لإنشاء نموذج فأر تقنية الوريد الوداجي على المدى الطويل لجمع الدم المتسلسل في نفس الحيوان. تم رصد المعلمات الفسيولوجية والدموية خلال مرحلة تعافي الفئران. تم تطبيق هذا النموذج لدراسة الحرائك الدوائية للبوليفينول الذي يتم إعطاؤه عن طريق الفم دون التسبب في الإجهاد الحيواني.

Abstract

يعد أخذ عينات الدم في المختبر الصغيرة ضروريا لتحسين الرصاص الصيدلاني ولكنه يمكن أن يسبب ضررا كبيرا وإجهادا لحيوانات التجارب ، مما قد يؤثر على النتائج. القنية الوريدية الوداجية (JVC) في الفئران هي نموذج يستخدم على نطاق واسع لجمع الدم المتكرر ولكنه يتطلب تدريبا كافيا على مهارات الجراحة ورعاية الحيوانات. تفصل هذه المقالة الإجراءات الجراحية المجهرية لإنشاء والحفاظ على نموذج دائم للفئران JVC مع التركيز بشكل خاص على وضع وختم القنية الوداجية. تم تسليط الضوء على أهمية المراقبة الفسيولوجية (على سبيل المثال ، وزن الجسم والطعام وتناول الماء) والمعلمات الدموية ، مع النتائج المقدمة لمدة 6 أيام بعد الجراحة أثناء تعافي الفئران. تم تحديد ملف تعريف وقت تركيز البلازما الدوائية لحمض الإيلاجيك الفينول الطبيعي الذي يتم إعطاؤه عن طريق الفم في نموذج الفئران JVC.

Introduction

يعد الحصول المتكرر على عينات الدم من المختبر الصغيرة ، مثل القوارض والخنازير الغينية والأرانب ، جانبا مهما لتحسين الرصاص الصيدلاني وأيضا لتقليل عدد الحيوانات المستخدمة في البحث ^1,2. يتطلب خط الأنابيب لتطوير أدوات تشخيصية جديدة وصياغة دوائية (مثل اللقاح) الوصول إلى كميات مختلفة من الدم من أجل تقييم قوتها وأدائها في الجسم الحي ، مثل الحرائك الدوائية (PK) ، والسمية ، والحساسية^3،4،5.

يتم تصنيف النهج المختبري لجمع عينات الدم على نطاق واسع إلى نوعين ، الجراحية وغير الجراحية⁶. من السهل نسبيا فهم النهج غير الجراحي للباحث ، والذي يتضمن تقنيات شائعة ، مثل ثقب القلب ، وثقب الجيوب الأنفية المدارية ، ونزيف الوريد الصافن والذيل. يمكن أخذ عينات دم متعددة من خلال بعض الطرق غير الجراحية ، ولكن حجم العينة صغير ويمكن أن يسبب جرحا جسديا وضغطا نفسيا للحيوانات¹. من ناحية أخرى ، فإن النهج الجراحي هو البديل المفضل للوخز بالإبر الوريدية المتكرر ، وينطوي على وضع قنية مؤقتة أو دائمة في الأوعية الدموية للحيوانات⁷،^8،9. يمكن سحب حجم الدم الكبير بشكل متكرر من خلال القنية في الفئران الواعية مع تجنب الإجهاد والألم بسبب تقنية المناولة وكبح النفس والتخدير⁷،^8،10،11. ومع ذلك ، فإن زرع القنية يتطلب باحثا متمرسا لديه تدريب كاف من أجل جمع الدم بنجاح.

جمع الدم من خلال تقليب الوريد الوداجي (JVC) في الفئران هو الطريقة الأكثر استخداما على نطاق واسع لدراسة الدواء PK 6,10,12,13. ومع ذلك ، فإن إنشاء نموذج الفئران JVC يحتاج إلى ممارسة دقيقة لمهارات الجراحة المجهرية ومعرفة الرعاية والصيانة بعد الجراحة. على وجه الخصوص ، بعد الجراحة ، يتطلب الفئران إعطاء المسكنات ووقت كاف للتعافي للوصول إلى حالة فسيولوجية مستقرة لمزيد من التجارب¹³،^14،15. على الرغم من أن زيادة وزن الجسم (أي >10 جم) هي مؤشر صالح وشائع التطبيق لتعافي الفئران ، إلا أنه ليس من غير المألوف أن الفئران لديها موت غير متوقع بعد العملية الجراحية بسبب الجفاف والعدوى والالتهابات ، والتي قد تكون خفية لملاحظة في البداية المبكرة^14,15. بالإضافة إلى ذلك ، لا يزال انسداد القسطرة في نموذج JVC يمثل مشكلة أثناء جمع الدم.

وقد أظهر هذا البروتوكول بالتفصيل الإجراءات الجراحية المجهرية ل JVC في فأر مخدر مع التركيز بشكل خاص على تحديد الوريد الوداجي وعزله وتعليبه. يتم تسليط الضوء على أهمية الرصد الفسيولوجي والدموية للفئران خلال مرحلة الانتعاش. وأخيرا ، تم جمع عينات الدم التسلسلية من خلال القسطرة الوريدية لدراسة PK لحمض الإيلاجيك الفينول الطبيعي الذي يتم إعطاؤه عن طريق الفم مع ضعف التوافر البيولوجي (أي التركيز الجهازي المنخفض) للتحقق من نموذج الفئران JVC.

Protocol

تم تنفيذ الإجراءات الموضحة أدناه كجزء من بروتوكول وافقت عليه اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها بجامعة نورث وسترن للفنون التطبيقية (رقم 202101117).

1. التحضير قبل الجراحة (في اليوم السابق للجراحة)

ملاحظة: المحاليل المطلوبة: محلول ملحي عادي (0.9٪ ث / v كلوريد الصوديوم) ، ملحي هيبارين (1٪ ث / v الهيبارين الصوديوم) ، محلول قفل القسطرة ، دواء مضاد للالتهابات غير الستيرويدية (NSAID) ، مثل محلول ميلوكسيكام (2 ملغ / مل).

1. إعداد الحلول
   1. Aliquot 200 ميكرولتر من محلول قفل القسطرة المعبأ مسبقا في أنبوب طرد مركزي دقيق معقم 1.5 مل.
      ملاحظة: يتكون محلول قفل القسطرة من محلول ملحي هيبارين (0.4٪ v/v هيبارين الصوديوم) ممزوج بالجلسرين (v/v,1:1).
   2. امزج 1 غرام من الصوديوم الهيبارين في 100 مل من محلول ملحي طبيعي لإعداد 1٪ من محلول ملحي هيبارين.
   3. يذوب الميلوكسيكام في محلول ملحي طبيعي لإعداد محلول تركيز 2 ملغ / مل لتخفيف الألم بعد العملية الجراحية.
      ملاحظة: يتم ترشيح محلول ملحي هيباريني ومحلول ميلوكسيكام محضر من خلال مرشح 0.22 ميكرومتر. يتم تعقيم جميع المحاليل وتخزينها في درجة حرارة 4 درجات مئوية للاستخدام في المستقبل.
2. الأدوات والمواد الجراحية
   1. قم بتعبئة جميع الأدوات الجراحية النظيفة في حقيبة وقم بلصقها بقطعة من شريط تعقيم الأوتوكلاف. ارجع إلى الشكل 1A للاطلاع على الأدوات الجراحية المحددة المستخدمة.
   2. قم بتعقيم الحقيبة الجراحية عند 121 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة للاستخدام في اليوم التالي.
3. إعداد الحيوانات
   1. قبل الجراحة ، قم بإيواء جميع ذكور الفئران Sprague-Dawley (SD) في غرفة الحيوانات القياسية مع درجة حرارة يتم التحكم فيها عند 22 ± 1 درجة مئوية. قم بإطعامهم بالطعام والماء المختبري القياسي لمدة 7 أيام على الأقل.
      ملاحظة: يمكن استخدام كل من الفئران الذكور والإناث لنموذج JVC ، وتختلف أعمارهم النموذجية وأوزان الجسم من 9-14 أسبوعا و 294 ± 57 جم ، على التوالي.
   2. تخدير الفئران مع 3 ٪ -3.5 ٪ isoflurane مختلطة مع الأكسجين في غرفة ما قبل التخدير. تحديد ما إذا كان الفئران يصبح فاقدا للوعي بسبب عدم الاستجابة لقرصة القدم.
   3. أخرج الفئران بلطف ، وضع أنف الفئران في قطعة أنف مخدرة توفر 2٪ -2.5٪ isoflurane.
   4. في الوضع البطني والظهري ، قم بإزالة الفراء جيدا حول كتفه الأيمن والمناطق الخلفية من الرقبة باستخدام كريم مزيل الشعر وماكينة حلاقة للحيوانات الأليفة. أعد الفئران إلى القفص لإجراء الجراحة في اليوم التالي.

2. قبل الجراحة في اليوم

1. إعداد محطة العمل المعقمة
   1. رش 75٪ من الكحول الطبي لتطهير منطقة العملية ، ثم ضع وسادة التدفئة مغطاة بوسادة نظيفة. اضبط مصباح LED مع مصدر ضوء بارد بجانب محطة العمل.
   2. قم بتسخين المحاليل المطلوبة مسبقا (الخطوة 1.1) إلى درجة حرارة الغرفة.
   3. املأ 0.6 مل من محلول ملحي هيبارين و 0.15 مل من محلول قفل القسطرة في حقنتين معقمتين بميل حاد سعة 1.0 مل ، على التوالي. اسحب 2.5 مل من محلول ملحي عادي باستخدام حقنة معقمة سعة 5.0 مل.
   4. انقع كرات القطن في 75٪ من الكحول الطبي. اضغط على الإيثانول الزائد قبل الاستخدام.
   5. وزن وتسجيل وزن جسم الفئران.

3. أثناء الجراحة

1. التحضير الجراحي
   1. ارتد المعطف الجراحي والقفازات المعقمة وقناع الوجه. ثم افتح الحقيبة الجراحية المعقمة ، واترك جميع الأدوات الجراحية في 75٪ من الكحول الطبي ، وجففها قبل الاستخدام.
2. عزل الوريد الوداجي
   ملاحظة: وقت التشغيل المقدر لهذا الجزء هو 10 دقائق.
   1. تخدير الفئران الجاهزة للجراحة والمحلوقة بنسبة 3٪ -3.5٪ من الأيزوفلوران الممزوج بالأكسجين في غرفة الحث وتحديد ما إذا كان الفئران يصبح فاقدا للوعي بسبب عدم الاستجابة لقرصة القدم.
   2. ضع أنف الفئران في قطعة الأنف المزودة بنسبة 2٪ -2.5٪ من الأيزوفلوران للحفاظ على التخدير.
   3. حقن محلول ميلوكسيكام تحت الجلد بجرعة 2 ملغم / كغ.
      ملاحظة: تأكد من اختيار المسكنات التي لا تتفاعل مع مركب الدواء محل الاهتمام في دراسة الحرائك الدوائية.
   4. باستخدام شريط لاصق ، قم بتقييد ساعدي الفئران في وضعهما البطني إلى كل جانب من جوانب المنصة الجراحية.
   5. افرك المنطقة الجراحية بلطف عن طريق التناوب بين كرات القطن المنقوعة في 75٪ من الكحول الطبي والفرك القائم على اليود لما مجموعه ثلاث مرات.
   6. ارفع الجلد بعناية بالقرب من الترقوة على الجانب الأيمن من خط الوسط من الرقبة باستخدام ملقط وقم بعمل شق نحو الصدر بطول حوالي 1.5-2.0 سم باستخدام زوج من المقصات الجراحية.
   7. تشريح حاد لغطاء الأنسجة الرقيقة باستخدام مقص القزحية لكشف الوريد الوداجي السفلي. تتكون النهاية الرأسية القريبة من الوريد الوداجي الخارجي من فرعين ، يمكن تحديدهما بصريا.
      ملاحظة: اعتمادا على عمر الفئران وجنسها، تختلف الأنسجة الرخوة (مثل الغدد اللعابية والغدد الليمفاوية والأنسجة الدهنية) التي تغطي الوريد الوداجي. بالمقارنة مع الفئران الصغيرة ، فإن الفئران القديمة أكثر بدانة (على سبيل المثال ، BW > 300 جم) ، وبالتالي تحتاج إلى مزيد من فصل الأنسجة قبل أن يكون الوريد الوداجي مرئيا.
   8. ارفع الوريد الوداجي مع أنسجته الغشائية الضامة لتصور الغدة الليمفاوية المرتبطة بالوريد الوداجي. افصل الوريد بعناية على طول اتجاه الأوعية الدموية عن العضلات والدهون والأنسجة الأخرى المحيطة.
   9. دفع الملقط تحت الوريد الوداجي دون إتلاف الأوعية الدموية الجانبية وتمرير قطعتين من خياطة 6-0 تحت الوريد لتحديد طرفي الوعاء الدموي بشكل فردي.
   10. اسحب قطعة واحدة من الخيط قدر الإمكان نحو رأس الفئران وقم بربط الوريد بالجمجمة باستخدام 2-3 عقدة باستخدام الملقط.
   11. ضع الرباط الثاني على الطرف الذيلي للوريد مع 1 عقدة فضفاضة.
3. قنية الوريد الوداجي
   ملاحظة: وقت التشغيل المقدر لهذا الجزء هو 15 دقيقة.
   1. افتح العبوة التي تحتوي على قسطرة بولي يوريثين (PU) مقاس 11 سم (I.D. 0.6 مم × O.D. 0.9 مم ، الشكل 1B) وقم بتوصيل القسطرة بحقنة حادة محضرة مملوءة بالمحلول الملحي الهيبارين.
   2. ادفع ببطء المحلول الملحي الهيباريني إلى القسطرة لتجنب فقاعات الهواء.
   3. ادفع الجانب المسطح غير المائل من الملقط تحت الوريد الوداجي للخروج من الجانب الآخر. قم بعمل قطع صغير على شكل حرف V على الوريد بالقرب من ربطة الجمجمة باستخدام زوج من مقص castroviejo الصغير وافتح الشق بلطف بطرف ملقط موسع وعاء الكوع.
      ملاحظة: اشطف الشق بمحلول ملحي طبيعي تم تسخينه مسبقا (37 درجة مئوية) إذا تدفقت كمية صغيرة من الدم.
   4. قطع الفتحة المائلة للطرف الأمامي من قسطرة الوريد الوداجي. قم بتثبيت الطرف المائل للأنبوب باستخدام ملقط وقم بتحريكه في الوريد الوداجي.
      ملاحظة: قد تحتاج هذه الخطوة إلى شخص آخر لتسهيل انزلاق القسطرة.
   5. أثناء تقدم القسطرة ، اسحب ببطء ملقط الجراحة المجهرية للمرفق وقم بتثبيت السطح الخارجي للوعاء باستخدام الملقط.
      ملاحظة: إذا تم اختيار الوعاء الدموي الصحيح وتم انزلاق طرف القسطرة بنجاح إلى الوعاء الدموي ، فيجب ألا تشعر عملية إدخال القسطرة بأكملها بأي مقاومة للتدفق.
   6. توقف عن إدخال القسطرة عند ضرب العلامة الزرقاء الأولى لأنبوب PU (الشكل 1B) ، والذي يبلغ طوله حوالي 3.0 سم.
   7. قم بتثبيت القسطرة المثبتة على الوريد باستخدام كل من الأربطة الذيلية والسطحية باستخدام الملقط.
   8. خيط خياطة 6-0 من خلال الأنسجة المكشوفة على الجانب الأيمن من الشق باستخدام إبرة خياطة (1/2 قطع منحني ، 12 مم) وربط الرباط مع مرقئ.
   9. ثني القسطرة عند العلامة الزرقاء الثانية (الشكل 1B) للربط بنفس الرباط (في الخطوة 3.3.8) ولتجنب انسداد أنبوب PU.
   10. قم بقص كل خيط الخياطة الإضافي وأغلق القسطرة عن طريق استبدال المحقنة ذات الرؤوس الحادة بقابس من الفولاذ المقاوم للصدأ 22 جم.
4. القسطرة الخارجية
   ملاحظة: وقت التشغيل المقدر لهذا الجزء هو 10 دقائق.
   1. ضع الفئران في الوضع الظهري ونظف المنطقة الواقعة بين الكتف بلطف باستخدام كرة القطن المنقوعة في 75٪ من الكحول الطبي.
   2. قم بعمل شق صغير جدا في وسط الرقبة الظهرية باستخدام مقص جراحي. من خلال الشق الظهري ، قم بتوجيه ودفع trochar بلطف تحت الجلد نحو الشق البطني على الجانب الأيمن من الرقبة.
   3. ضع القسطرة الوريدية في التروشار ثم اسحب القسطرة الوريدية ووجهها نحو الشق الظهري.
   4. قم بتثبيت القسطرة الخارجية في طبقة العضلات بنفس الطريقة مع الخيط (انظر الإجراء في الخطوتين 3.3.8 و 3.3.9).
   5. أغلق طبقة الجلد من الشقوق البطنية والظهرية باستخدام إبرة خياطة وخياطة النايلون 6-0 (3/8 قطع منحني ، 17 مم). مسح جميع الشقوق الجراحية مع اليودوفور.
      ملاحظة: مشابك الجرح هي طريقة بديلة لإغلاق شق الجلد.
   6. قم بإزالة قابس القسطرة عن طريق ربط القسطرة بأطراف الأصابع. ضع حقنة حادة جديدة وسحب المحقنة ببطء لاختبار تدفق الدم.
      ملاحظة: نظرا لأن الفئران في وضع ضعيف ، فقد لا يتمكن المرء من الحصول على عينات دم. يمكن الحصول على عينات الدم عن طريق التغيير إلى وضع الجسم الجانبي.
   7. امسك القسطرة مرة أخرى بأطراف الأصابع وحقن 0.2 مل من محلول ملحي هيبارين و 0.1 مل من محلول القفل في القسطرة باستخدام حقنة حادة الرؤوس.
   8. أمسك القسطرة بأطراف الأصابع واستبدل المحقنة بقابس من الفولاذ المقاوم للصدأ. قم بفك القسطرة وادفع القابس قليلا لضمان ضيق القسطرة.

4. الرعاية الفورية بعد الجراحة

1. استعادة الفئران في وضع الاستلقاء الظهري عن طريق قفصها بشكل فردي مع فراش كوز الذرة الطازجة. في كثير من الأحيان ، قم بتوفير وسادة تدفئة منظمة لدرجة الحرارة للحفاظ على درجة حرارة الجسم الأساسية.
   ملاحظة: من أجل رعاية الحيوان ، يعد ترك الطعام والماء على الفراش طريقة فعالة لتخفيف الألم الناجم عن حركات الرقبة عند تناول الطعام والشراب.
2. سجل وقت انتهاء الجراحة وراقب الفئران على فترات 2 ساعة لمدة 4 ساعات على الأقل. توفير مسكن إضافي للتعافي إذا أظهر الفئران علامات الألم أو الضيق.

5. المراقبة الفسيولوجية والدموية خلال مرحلة الشفاء

1. مراقبة وزن الجسم وتناول الطعام والماء يوميا وتسجيل البيانات.
2. لجمع كمية صغيرة من الدم الطازج لاختبار الدم ، ضع الفئران في مقيد. افتح القابس وأدخل المحقنة في قسطرة PU الوريدية لضمان عدم إعاقة القسطرة.
   ملاحظة: تم إجراء جمع الدم في نفس الوقت يوميا لمدة 6 أيام متتالية.
3. تخلص من الدم المسحوب الأولي ، والذي يحتوي على مزيج من الدم والمحلول الملحي الهيباريني ومحلول قفل القسطرة.
4. استخدم حقنة جديدة لجمع 150 ميكرولتر من عينة الدم الطازجة ونقل عينة الدم إلى أنبوب 0.5 مل يحتوي على رذاذ K2EDTA (1.8 مجم / مل دم) المجفف على جدار الأنبوب.
   ملاحظة: إذا تم حظر القسطرة، يمكن حقن 0.2 مل من محلول ملحي هيبارين في القسطرة لطرد القسطرة قبل بضع دقائق من وقت جمع الدم التالي.
5. حقن محلول ملحي معقم في نفس الحجم للتعويض عن الدم المسحوب. حقن 150 ميكرولتر من المياه المالحة العادية المسخنة مسبقا (37 درجة مئوية) وغرس 0.2 مل من محلول ملحي طبيعي معقم بالهيبارين من خلال القسطرة.
6. حقن 100 ميكرولتر من محلول القفل في القسطرة لضمان ختم القسطرة وعقمها قبل جمع العينات التالي.
7. تحليل عينات الدم في غضون 2 ساعة من جمعها باستخدام عداد خلايا الدم الآلي.

6. أخذ عينات الدم المتكررة للدراسات الدوائية للدواء الذي يتم إعطاؤه عن طريق الفم

ملاحظة: يقترح تسجيل الفئران التي تزيد وزنها >10 جم ومستوى دموي مستقر للدراسة المستقبلية. وفقا للبروتوكول الحالي ، احتاجت الفئران JVC إلى 4 إلى 6 أيام للتعافي.

1. بعد 4-6 أيام من الجراحة ، صوم الفئران لمدة 12 ساعة مع حرية الوصول إلى الماء.
   ملاحظة: اعتمادا على الهدف التجريبي ، فإن صيام الحيوان اختياري.
2. عن طريق الفم gavage الفئران الصيام مع حمض الإيلاجيك النشط بيولوجيا الفينول الطبيعي بجرعة 6 ملغ / كغ مع إبرة gavage مستقيمة¹⁶.
3. جمع 200 ميكرولتر من عينات الدم في الأنابيب الهيبارين عبر قنية الوريد الوداجي في نقاط زمنية محددة مسبقا على مدى 24 ساعة بعد تناوله عن طريق الفم. تتبع عملية جمع الدم الإجراء الوارد في الخطوة 5.5.
   ملاحظة: لا يلزم إغلاق القسطرة بمحلول القفل حتى يتم الانتهاء من جمع الدم.
4. الطرد المركزي على الفور عينة الدم في 3000 × غرام عند 4 درجة مئوية لمدة 10 دقائق.
5. تحليل عينة البلازما المستخرجة بواسطة التحليل الطيفي الكتلي الكتلي^{السائل 17,18}.

النتائج

وقد أظهر هذا البروتوكول بدقة كيفية إنشاء نموذج JVC طويل الأجل باستخدام مهارات الجراحة المجهرية لجمع الدم التسلسلي. ويبين الشكل 1 ألف الأدوات والمواد الجراحية الأساسية المستخدمة في إجراء الجراحة. كما تم توضيح مواصفات قسطرة PU مع ثلاث علامات زرقاء ، وهو أمر مفيد لتوجيه الباحث ...

Discussion

يتطلب إتقان تقنية تعليب السفن ممارسة كبيرة وتعلم الدرس من كل عملية. وجد كريستاكيس وآخرون باستخدام تحليل المجموع التراكمي (CUSUM) أن الباحث يحتاج إلى ممارسة 200 فأر على مدى عام واحد قبل أن يكون مستعدا لتقييم PK للأدوية المرشحة²⁰. ومع ذلك ، يمكن تقليل وقت التشغيل اللازم لتقليب الوريد ?...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.5 mL test tube containing EDTA anticoagulant	Xinkang	N/A	collecting blood samples for hematology test
0.5*20 mm 1.0-mL syringe	KLMEDICAL	N/A	washing or replacing the fluid with saline
0.6*28.5 mm 5.0-mL syringe	HD	N/A	Subcutaneous injection
1.0-mL Blunt tipped syringe (22G)	skillsmodel	S4-PKT22G	Inject the saline and collect blood samples through catheter
1.5 mL sterile microcentrifuge tube	Axygen	MCT-150-C-S	Store sterile catheter lock solution heparinized saline and meloxicam solution
1.5 mL microcentrifuge tubes	Biosharp	BS-15-M	blood collection
1/2  circle cutting 5*12 mm suture needle	skillsmodel	S4-FHZ	Thread the muscle layer to fix the catheter
3/8 circle cutting 7*17 mm suture needle	skillsmodel	S5-FHZ	Suture the incision of rat cortex
6-0 sterile non-absorbable silk suture thread	JUNSHENG	N/A	ligature
75% medical alcohol	HONGSONG	N/A	Disinfection
Adhensive tape	LIUTAI	N/A	positioning the rat
Autoclave sterilization tape	Biosharp	BS-QT-028	Mark sterilized items
Automated blood cell counter	Sysmex	XN-550	Hematology test
Castroviejo micro scissors	skillsmodel	WA1010	Cut the opening in the blood vessel
Centrifuge	Thermo Fisher Scientific	75002402	Plasma preparation
Clean cushion	Qingjie	N/A	Prepare the operation area
Cotton balls	HC	N/A	Wound disinfection and sterilization
Cotton swabs	BEITAGOGO	N/A	Disinfection
Curved hemostat	skillsmodel	N/A	ligature
DN50 Stainless-steel rat restrainer	skillsmodel	S4-RGDQ1	Restrict the movement of rats for easy operation
Ellagic acid	Aladdin	E102710-25g	natural phenol for oral administration
Half-curved forceps	skillsmodel	53072	Lift the muscle layer and tissue, isolate the jugular vein and tie the suture
Heating pad	Warm mate	N/A	preventing heat loss of animal
Heparin sodium	Solarbio	H8060	anticoagulant
Iodophor	Xidebao	N/A	Clean the wound
Iris scissors	skillsmodel	54002	Bluent separation the muscle layer
Isoflurane	RWD	R510-22-16	anaesthesia
LED lamp	EMPERORFEEL	N/A	sugery
Liquid chromatography-mass spectroscopy	Thermo Fisher Scientific	VQF01-20001/ TSQ02-10002	detection of drug concentration in plasma
Meloxicam	Hongqiang	N/A	Analgesic
Normal saline	KL	N/A	Prepara the solution and protect blood vessels from drying out
Pet razor	Codos	3180	Shaving the fur
Phosphate-buffered saline	ZHHC	PW012	Preparation of Ellagic acid solution
PU catheter	skillsmodel	RJVC-PU	Jugular vein cannulation
Small animal operation anesthesia console	RWD	68620	Operation workstation
Spray bottle	Other	N/A	aseptic workstation
Stainless steel plug (22G)	skillsmodel	S4-PKD22G	Plug the catheter to ensure its sealing
Stainless steel trochar	skillsmodel	S$-PKDGZ	Guide the catheter exteriorization
Sterile lock solution	skillsmodel	SK-FB	lock the catheter to ensure its sterility
Straight feeding needle	skillsmodel	N/A	Oral gavage
Surgical pouch	BKMAM	N/A	container for sterilization of surgical instruments
Surgical scissors	skillsmodel	J21070	Cut incision on rat skin
Vessel dilator balanced forceps	skillsmodel	WA3020	Expand the blood vessel and guide the cannula to slide in
ZS-MV Small animal anesthesia machine	ZSLab	1057003	inducing and maintaining anaesthesia