Oral Yoldan Verilen İlacın Seri Kan Örneklemesi için Sıçanlarda Kalıcı Juguler Ven Kanülasyonu Oluşturma Mikrocerrahi Becerileri

Özet

Aynı hayvanda sıralı kan alımı için daha uzun süreli juguler ven kanülasyon sıçanı modeli oluşturmak için ayrıntılı mikrocerrahi teknikler gösterilmiştir. Sıçanın iyileşme aşamasında fizyolojik ve hematolojik parametreler izlenmiştir. Bu model, hayvan stresine neden olmadan oral yoldan uygulanan polifenolün farmakokinetiğini incelemek için uygulanmıştır.

Özet

Küçük laboratuvar hayvanlarında kan örneklemesi farmasötik kurşun optimizasyonu için gereklidir, ancak deney hayvanlarına büyük zarar ve strese neden olabilir ve bu da sonuçları potansiyel olarak etkileyebilir. Sıçanlarda juguler ven kanülasyonu (JVC), tekrarlanan kan alımı için yaygın olarak kullanılan bir modeldir, ancak cerrahi becerilerin ve hayvan bakımının yeterli eğitimini gerektirir. Bu makalede, juguler kanülün yerleştirilmesi ve sızdırmazlığına özel olarak odaklanarak kalıcı bir JVC sıçan modelinin kurulması ve sürdürülmesi için mikrocerrahi prosedürler detaylandırılmıştır. Fizyolojik (örneğin, vücut ağırlığı, yiyecek ve su alımı) ve hematolojik parametrelerin izlenmesinin önemi, sıçanın iyileşmesi sırasında ameliyat sonrası 6 gün boyunca sunulan sonuçlarla vurgulanmıştır. JVC sıçan modelinde oral yoldan uygulanan doğal fenol ellajik asidin ilaç-plazma konsantrasyon-zaman profili belirlenmiştir.

Giriş

Kemirgenler, kobaylar ve tavşanlar gibi küçük laboratuvar hayvanlarından kan örneklerinin tekrar tekrar alınması, farmasötik kurşun optimizasyonu ve ayrıca araştırmada kullanılan hayvan sayısını azaltmak için önemli bir husustur ^1,2. Yeni tanı araçları ve ilaç formülasyonu (örneğin, aşı) geliştirme boru hattı, farmakokinetiği (PK), toksisitesi ve duyarlılığı ^3,4,5 gibi sağlamlıklarını ve performanslarını in vivo olarak değerlendirmek için farklı kan hacimlerine erişim gerektirir.

Kan örneği toplamaya laboratuvar yaklaşımı genel olarak cerrahi ve cerrahi olmayan 6 olmak üzere iki tip olarak^{sınıflandırılır}. Cerrahi olmayan yaklaşımın, kardiyak ponksiyon, orbital sinüs delinmesi ve safen ve kuyruk veninin kanaması gibi yaygın teknikleri içeren araştırmacı için kavranması nispeten kolaydır. Bazı cerrahi olmayan yöntemlerle çoklu kan örneklemesi mümkündür, ancak numune hacmi küçüktür ve hayvanlarda fiziksel yara ve psikolojik strese neden olabilir¹. Öte yandan, cerrahi yaklaşım tekrarlanan venipunktura favori bir alternatiftir ve hayvanların kan damarlarına geçici veya kalıcı bir kanülün yerleştirilmesini içerir ^7,8,9. Büyük kan hacmi, bilinçli sıçanlarda kanülden tekrar tekrar çekilebilirken, kullanım tekniği, kısıtlama ve anestezi 7,8,10,11 nedeniyle stres ve ağrıdan kaçınılabilir. Bununla birlikte, kanül implantasyonu, kanı başarılı bir şekilde toplamak için yeterli eğitime sahip deneyimli bir araştırmacı gerektirir.

Sıçanlarda juguler ven kanülasyonu (JVC) yoluyla kan toplanması, PK^6,10,12,13 ilacını incelemek için en yaygın kullanılan yöntemdir. Bununla birlikte, JVC sıçan modelinin kurulması, mikrocerrahi becerilerin dikkatli bir şekilde uygulanmasını ve cerrahi sonrası bakım ve bakım bilgisine ihtiyaç duymaktadır. Özellikle ameliyattan sonra sıçan, daha ileri deneyler için stabil fizyolojik duruma ulaşmak için analjeziklerin uygulanmasını ve yeterli iyileşme süresini gerektirir^13,14,15. Vücut ağırlığı artışı (yani, >10 g), sıçanın iyileşmesi için geçerli ve yaygın olarak uygulanan bir gösterge olmasına rağmen, sıçanların, erken başlangıçtaki^14,15'te fark edilmesi ince olabilen dehidrasyon^, enfeksiyon ve iltihaplanma nedeniyle ameliyat sonrası beklenmedik bir ölüme sahip olmaları nadir değildir. Ek olarak, JVC modelinde kateter tıkanıklığı, kan alımı sırasında bir sorun olmaya devam etmektedir.

Mevcut protokol, juguler venin tanımlanması, izolasyonu ve kanülasyonuna özel olarak odaklanarak anestezi uygulanmış bir sıçanda JVC için mikrocerrahi prosedürleri ayrıntılı olarak göstermiştir. İyileşme aşamasında sıçanların fizyolojik ve hematolojik olarak izlenmesinin önemi vurgulanmaktadır. Son olarak, JVC sıçan modelini doğrulamak için oral yoldan uygulanan doğal fenol ellajik asidin PK'sini zayıf biyoyararlanımlı (yani düşük sistemik konsantrasyon) incelemek için venöz kateter yoluyla seri kan örnekleri toplandı.

Protokol

Aşağıda açıklanan prosedürler, Northwestern Politeknik Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (No. 202101117) tarafından onaylanan bir protokolün parçası olarak gerçekleştirilmiştir.

1. Preoperatif hazırlık (ameliyattan bir gün önce)

NOT: Gerekli çözeltiler: normal salin (% 0.9 w / v sodyum klorür), heparinize salin (% 1 w / v heparin sodyum), kateter kilit çözeltisi, meloksikam çözeltisi (2 mg / mL) gibi steroidal olmayan anti-enflamatuar ilaç (NSAID).

1. Çözelti hazırlama
   1. Aliquot 200 μL, 1,5 mL steril mikrosantrifüj tüpünde önceden paketlenmiş kateter kilit çözeltisi.
      NOT: Kateter kilit çözeltisi, gliserol (v/v,1:1) ile karıştırılmış heparinize salinden (%0.4 v/v heparin sodyum) oluşur.
   2. % 1 heparinize salin hazırlamak için normal salinin 100 mL'sinde 1 g heparin sodyum karıştırın.
   3. Postoperatif ağrı kesici için 2 mg / mL'lik bir konsantrasyon çözeltisi hazırlamak için meloksikamı normal salin içinde çözün.
      NOT: Hazırlanan heparinize salin ve meloksikam çözeltisi 0,22 μm'lik bir filtreden geçirilir. Tüm çözeltiler sterilize edilir ve ileride kullanılmak üzere 4°C'de saklanır.
2. Cerrahi aletler ve malzemeler
   1. Tüm temiz cerrahi aletleri bir torbaya koyun ve bir parça otoklav sterilizasyon bandı ile bantlayın. Kullanılan spesifik cerrahi aletler için Şekil 1A'ya bakınız.
   2. Cerrahi torbayı ertesi gün kullanım için 30 dakika boyunca 121 °C'de otoklavlayın.
3. Hayvan hazırlığı
   1. Ameliyattan önce, tüm erkek Sprague-Dawley (SD) sıçanlarını standart Hayvan Odası'nda 22 ± 1 ° C'de kontrollü sıcaklıkta barındırın. Onları en az 7 gün boyunca standart laboratuvar yiyecek ve su ad libitum ile besleyin.
      NOT: JVC modeli için hem erkek hem de dişi sıçanlar kullanılabilir ve tipik yaşları ve vücut ağırlıkları sırasıyla 9-14 hafta ve 294 ± 57 g arasında değişir.
   2. Sıçanı, anestezi öncesi bir odada oksijenle karıştırılmış% 3-3.5% izofluran ile anestezi yapın. Sıçanın ayak sıkışmasına tepki vermemesi nedeniyle bilinçsiz hale gelip gelmediğini belirleyin.
   3. Sıçanı yavaşça dışarı çıkarın, sıçanın burnunu% 2 -% 2.5 izofluran sağlayan anestezik bir burun parçasına yerleştirin.
   4. Ventral ve dorsal pozisyonda, kürkü sağ omzunun etrafına ve boynun arka bölgelerine tüy dökücü krem ve evcil hayvan tıraş bıçağı ile iyice çıkarın. Ertesi gün yapılacak ameliyat için sıçanı kafese geri getirin.

2. Ameliyattan önce gün

1. Aseptik iş istasyonunu hazırlama
   1. Operasyon alanını dezenfekte etmek için% 75 tıbbi alkol püskürtün ve ardından temiz bir yastıkla kaplı ısıtma yastığını yerleştirin. LED lambayı iş istasyonunun yanında soğuk bir ışık kaynağıyla ayarlayın.
   2. Gerekli çözeltileri (adım 1.1) oda sıcaklığına önceden ısıtın.
   3. İki steril 1.0 mL künt uçlu şırıngada sırasıyla 0.6 mL heparinize salin ve 0.15 mL kateter kilit çözeltisi doldurun. Steril bir 5.0 mL şırınga kullanarak normal salinin 2.5 mL'sini çekin.
   4. Pamuk toplarını% 75 tıbbi alkole batırın. Kullanmadan önce fazla etanol sıkın.
   5. Sıçanın vücut ağırlığını tartın ve kaydedin.

3. Ameliyat sırasında

1. Cerrahi hazırlık
   1. Cerrahi paltoyu, steril eldivenleri ve yüz maskesini takın. Daha sonra sterilize edilmiş cerrahi keseyi açın, tüm cerrahi aletleri% 75 tıbbi alkolde bırakın ve kullanmadan önce kurulayın.
2. Juguler ven izolasyonu
   NOT: Bu parça için tahmini çalışma süresi 10 dakikadır.
   1. Ameliyata hazır ve tıraş edilmiş sıçanı, bir indüksiyon odasında oksijenle karıştırılmış %3-%3,5 izofluran ile uyuşturun ve ayak sıkışmasına yanıt verilmemesi nedeniyle sıçanın bilinçsiz hale gelip gelmediğini belirleyin.
   2. Anesteziyi sürdürmek için sıçanın burnunu% 2 -% 2.5 izofluran ile beslenen burun parçasına yerleştirin.
   3. Subkutan olarak (s.q.) meloksikam çözeltisini 2 mg / kg'lık bir dozda enjekte edin.
      NOT: Farmakokinetik çalışmasında ilgilenilen ilaç bileşiği ile etkileşime girmeyen analjezikleri seçtiğinizden emin olun.
   4. Yapışkan bant kullanarak, sıçanın önkollarını ventral pozisyonlarında cerrahi platformun her iki tarafına da kısıtlayın.
   5. % 75 tıbbi alkol ve iyot bazlı ovma işlemine batırılmış pamuk topları arasında toplam üç kez geçiş yaparak cerrahi bölgeyi nazikçe fırçalayın.
   6. Boynun orta çizgisinin sağ tarafındaki klavikulanın yakınındaki cildi forseps ile dikkatlice kaldırın ve bir çift cerrahi makasla göğse doğru yaklaşık 1.5-2.0 cm uzunluğunda bir kesi yapın.
   7. Künt, alt juguler veni açığa çıkarmak için ince doku kapağını iris makası ile diseke eder. Dış juguler venin proksimal sefalik ucu, görsel olarak tanımlanabilen iki daldan oluşur.
      NOT: Sıçanın yaşına ve cinsiyetine bağlı olarak, juguler veni kaplayan yumuşak doku (örneğin, tükürük bezleri, lenfatik düğümler ve yağ dokuları) değişir. Genç sıçanlarla karşılaştırıldığında, yaşlı sıçanlar daha şişmandır (örneğin, BW > 300 g) ve bu nedenle juguler ven görünmeden önce daha fazla doku ayrımına ihtiyaç duyarlar.
   8. Juguler vene, juguler vene bağlı lenf bezini görselleştirmek için bağ membranöz dokularıyla birlikte juguler veni kaldırın. Damar yönü boyunca damarı çevreleyen kas, yağ ve diğer dokulardan dikkatlice ayırın.
   9. Forsepsleri kollateral kan damarlarına zarar vermeden juguler venin altına dürtün ve kan damarının iki ucunu ayrı ayrı işaretlemek için damarın altına iki parça 6-0 dikiş geçirin.
   10. Dikişin bir parçasını sıçan kafasına doğru mümkün olduğunca çekin ve forseps kullanarak damarı kraniyal olarak 2-3 knot ile yağlayabilirsiniz.
   11. İkinci ligattürü damarın kaudal ucuna 1 gevşek düğümle yerleştirin.
3. Juguler ven kanülasyonu
   NOT: Bu bölüm için tahmini çalışma süresi 15 dakikadır.
   1. 11 cm poliüretan (PU) kateter içeren paketi açın (I.D. 0.6 mm x O.D. 0.9 mm, Şekil 1B) ve kateteri heparinize salin ile doldurulmuş hazırlanmış künt uçlu şırıngaya takın.
   2. Hava kabarcıklarını önlemek için heparinize salini yavaşça kateterin içine itin.
   3. Forsepslerin uçsuz bucaksız düz tarafını juguler venin altından diğer taraftan çıkmak için dürtün. Bir çift castroviejo mikro makas ile kraniyal bağın yakınındaki damarda küçük bir v şeklinde kesik yapın ve dirsek damarı dilatatör forsepslerinin ucuyla insizyonu yavaşça açın.
      NOT: Az miktarda kan fışkırırsa, insizyonu önceden ısıtılmış normal salin (37 ° C) ile durulayın.
   4. Juguler ven kateterinin ön ucunun eğik açıklığını kesin. Tüpün eğik ucunu forseps ile kelepçeleyin ve juguler damara kaydırın.
      NOT: Bu adım, kateter kaymasını kolaylaştırmak için başka bir kişiye ihtiyaç duyabilir.
   5. Kateteri ilerletirken, dirsek mikrocerrahi forsepslerini yavaşça geri çekin ve damarın dış yüzeyini forseps ile sıkıştırın.
      NOT: Doğru kan damarı seçilirse ve kateterin ucu başarılı bir şekilde kan damarına kaydırılırsa, tüm kateter yerleştirme işlemi herhangi bir akış direnci hissetmemelidir.
   6. Yaklaşık 3.0 cm uzunluğundaki PU tüpünün ilk mavi işaretine (Şekil 1B) çarptıktan sonra kateteri yerleştirmeyi bırakın.
   7. Yerleştirilen kateteri forseps kullanarak hem kaudal hem de rostral ligatürlerle damara sabitleyin.
   8. Bir dikiş iğnesi (1/2 kavisli kesim, 12 mm) kullanarak insizyonun sağ tarafındaki açıkta kalan dokudan 6-0'lık bir dikiş geçirin ve ligattürü bir hemostat ile bağlayın.
   9. Aynı ligatürle (adım 3.3.8'de) bağlanmak ve PU borusunun tıkanmasını önlemek için kateteri ikinci mavi işarette (Şekil 1B) bükün.
   10. Tüm ekstra dikiş ipliğini kesin ve künt uçlu şırıngayı 22 G paslanmaz çelik bir tıkaç ile değiştirerek kateteri kapatın.
4. Kateter dış cephe izasyonu
   NOT: Bu parça için tahmini çalışma süresi 10 dakikadır.
   1. Sıçanı sırt pozisyonuna yerleştirin ve% 75 tıbbi alkole batırılmış pamuk topu ile kürek kemiği arasındaki alanı nazikçe temizleyin.
   2. Cerrahi makasla dorsal boynun merkezinde çok küçük bir kesi yapın. Dorsal insizyondan, cildin altındaki trokarı boynun sağ tarafındaki ventral insizyona doğru yönlendirin ve yavaşça itin.
   3. Venöz kateteri trokar içine koyun ve ardından dışarı çekin ve venöz kateteri dorsal insizyona doğru yönlendirin.
   4. Dışsal kateteri kas tabakasına dikişle aynı şekilde sabitleyin (adım 3.3.8 ve 3.3.9'daki prosedüre bakınız).
   5. Ventral ve dorsal insizyonların deri tabakasını 6-0 naylon sütür ve dikiş iğnesi (3/8 kavisli kesim, 17 mm) ile kapatın. Tüm cerrahi insizyonları iyodofor ile sürün.
      NOT: Yara klipsleri cilt insizyonunu kapatmak için alternatif bir yöntemdir.
   6. Kateteri parmak uçlarıyla sıkıştırarak kateter tıkacını çıkarın. Yeni bir künt uçlu şırınga yerleştirin ve kan akışını test etmek için şırıngayı yavaşça geri çekin.
      NOT: Sıçan sırtüstü pozisyonda olduğundan, kan örnekleri alınamayabilir. Kan örnekleri, yan vücut pozisyonuna geçerek elde edilebilir.
   7. Kateteri parmak uçlarıyla tekrar tutun ve künt uçlu şırıngayı kullanarak kateterin içine 0.2 mL heparinize salin ve 0.1 mL kilit çözeltisi enjekte edin.
   8. Kateteri parmak uçlarıyla tutun ve şırıngayı paslanmaz çelik bir tıkaç ile değiştirin. Kateteri açın ve kateterin sıkılığını sağlamak için fişi hafifçe itin.

4. Ameliyat sonrası acil bakım

1. Sıçanı dorsal decubitus pozisyonunda, taze mısır koçanı yataklarıyla ayrı ayrı kafesleyerek kurtarın. Genellikle, çekirdek vücut sıcaklığını korumak için sıcaklık ayarlı bir ısıtma yastığı sağlayın.
   NOT: Hayvan refahı için, yataklarda yiyecek ve su bırakmak, yemek yerken ve içerken boyun hareketlerinin neden olduğu ağrıyı hafifletmenin etkili bir yoludur.
2. Ameliyatın bitiş zamanını kaydedin ve sıçanı en az 4 saat boyunca 2 saat aralıklarla izleyin. Sıçan ağrı veya sıkıntı belirtileri gösteriyorsa iyileşme için ek analjezi sağlayın.

5. İyileşme aşamasında fizyolojik ve hematolojik izleme

1. Vücut ağırlığını ve günlük yiyecek ve su alımını izleyin ve verileri kaydedin.
2. Hematolojik test için az miktarda taze kan toplamak için, sıçanı bir tutucuya yerleştirin. Fişi açın ve kateterin tıkanmadığından emin olmak için şırıngayı venöz PU kateterine yerleştirin.
   NOT: Kan alımı art arda 6 gün boyunca her gün aynı anda yapıldı.
3. Kan, heparinize salin ve kateter kilit çözeltisi karışımı içeren ilk çekilen kanı atın.
4. 150 μL taze kan örneği toplamak için yeni bir şırınga kullanın ve kan örneğini tüp duvarında kurutulmuş K2EDTA (1.8 mg / mL kan) spreyi içeren 0.5 mL tüpe aktarın.
   NOT: Kateter bloke edilirse, bir sonraki kan toplama zamanından birkaç dakika önce kateteri yıkamak için kateterin içine 0.2 mL heparinize salin enjekte edilebilir.
5. Geri çekilen kanı telafi etmek için aynı hacimde steril salin enjekte edin. 150 μL önceden ısıtılmış normal salin (37 ° C) enjekte edin ve kateterden 0.2 mL steril heparinize normal salin enjekte edin.
6. Bir sonraki numune toplamadan önce kateterin sızdırmazlığını ve sterilitesini sağlamak için kilit çözeltisinin 100 μL'sini kateterin içine enjekte edin.
7. Otomatik bir kan hücresi sayacı kullanarak kan örneklerini toplandıktan sonraki 2 saat içinde analiz edin.

6. Oral yoldan verilen ilacın farmakokinetik çalışmaları için tekrarlanan kan örneklemesi

NOT: Kilo alımı >10 g ve stabil hematolojik düzeyi olan sıçanların gelecekteki çalışmalara kaydedilmesi önerilmektedir. Mevcut protokolü takiben, JVC sıçanlarının iyileşmesi için 4 ila 6 gün gerekiyordu.

1. 4-6 günlük ameliyattan sonra, sıçanı suya serbest erişim ile 12 saat boyunca oruç tutun.
   NOT: Deney amacına bağlı olarak, hayvanın oruç tutulması isteğe bağlıdır.
2. Oruç tutan sıçanı doğal fenol biyoaktif ellajik asit ile düz bir gavage iğnesi¹⁶ ile 6 mg / kg'lık bir dozda oral olarak gavage edin.
3. Heparinize tüplerde juguler ven kanülü yoluyla 200 μL kan örneğini, oral uygulama sonrası 24 saat boyunca önceden belirlenmiş zaman noktalarında toplayın. Kan toplama işlemi, adım 5.5'teki prosedürü izler.
   NOT: Kan alımı tamamlanana kadar kateterin kilit solüsyonu ile kapatılmasına gerek yoktur.
4. Kan örneğini derhal 10 dakika boyunca 4 ° C'de 3000 x g'de santrifüj edin.
5. Ekstrakte edilen plazma örneğini sıvı kromatografisi-kütle spektroskopisi^17,18 ile analiz ^edin.

Sonuçlar

Bu protokol, seri kan alımı için mikrocerrahi becerileri kullanarak uzun vadeli bir JVC modelinin nasıl oluşturulacağını kapsamlı bir şekilde göstermiştir. Şekil 1A , ameliyatı yürütmek için kullanılan temel cerrahi aletleri ve malzemeleri göstermektedir. Üç mavi işaretli PU kateterinin spesifikasyonu da gösterilmiştir, bu da araştırmacıya damar kanülünü adım 3.3'e yerleştirmesi için rehberlik etmek için yararlıdır., kanülasyonu yönlendirmek iç...

Tartışmalar

Damar kanülasyonu tekniğinde ustalaşmak, önemli bir uygulama ve her işlemden ders çıkarmayı gerektirir. Christakis ve ark. kümülatif toplam (CUSUM) analizini kullanarak, bir araştırmacının ilaç adaylarının PK değerlendirmesine hazır olmadan önce bir yıllık bir süre boyunca²⁰⁰ sıçan uygulaması gerektiğini bulmuşlardır 20. Bununla birlikte, damar kanülasyonu için gereken çalışma süresi,^13,20 yapılan sıça...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.5 mL test tube containing EDTA anticoagulant	Xinkang	N/A	collecting blood samples for hematology test
0.5*20 mm 1.0-mL syringe	KLMEDICAL	N/A	washing or replacing the fluid with saline
0.6*28.5 mm 5.0-mL syringe	HD	N/A	Subcutaneous injection
1.0-mL Blunt tipped syringe (22G)	skillsmodel	S4-PKT22G	Inject the saline and collect blood samples through catheter
1.5 mL sterile microcentrifuge tube	Axygen	MCT-150-C-S	Store sterile catheter lock solution heparinized saline and meloxicam solution
1.5 mL microcentrifuge tubes	Biosharp	BS-15-M	blood collection
1/2  circle cutting 5*12 mm suture needle	skillsmodel	S4-FHZ	Thread the muscle layer to fix the catheter
3/8 circle cutting 7*17 mm suture needle	skillsmodel	S5-FHZ	Suture the incision of rat cortex
6-0 sterile non-absorbable silk suture thread	JUNSHENG	N/A	ligature
75% medical alcohol	HONGSONG	N/A	Disinfection
Adhensive tape	LIUTAI	N/A	positioning the rat
Autoclave sterilization tape	Biosharp	BS-QT-028	Mark sterilized items
Automated blood cell counter	Sysmex	XN-550	Hematology test
Castroviejo micro scissors	skillsmodel	WA1010	Cut the opening in the blood vessel
Centrifuge	Thermo Fisher Scientific	75002402	Plasma preparation
Clean cushion	Qingjie	N/A	Prepare the operation area
Cotton balls	HC	N/A	Wound disinfection and sterilization
Cotton swabs	BEITAGOGO	N/A	Disinfection
Curved hemostat	skillsmodel	N/A	ligature
DN50 Stainless-steel rat restrainer	skillsmodel	S4-RGDQ1	Restrict the movement of rats for easy operation
Ellagic acid	Aladdin	E102710-25g	natural phenol for oral administration
Half-curved forceps	skillsmodel	53072	Lift the muscle layer and tissue, isolate the jugular vein and tie the suture
Heating pad	Warm mate	N/A	preventing heat loss of animal
Heparin sodium	Solarbio	H8060	anticoagulant
Iodophor	Xidebao	N/A	Clean the wound
Iris scissors	skillsmodel	54002	Bluent separation the muscle layer
Isoflurane	RWD	R510-22-16	anaesthesia
LED lamp	EMPERORFEEL	N/A	sugery
Liquid chromatography-mass spectroscopy	Thermo Fisher Scientific	VQF01-20001/ TSQ02-10002	detection of drug concentration in plasma
Meloxicam	Hongqiang	N/A	Analgesic
Normal saline	KL	N/A	Prepara the solution and protect blood vessels from drying out
Pet razor	Codos	3180	Shaving the fur
Phosphate-buffered saline	ZHHC	PW012	Preparation of Ellagic acid solution
PU catheter	skillsmodel	RJVC-PU	Jugular vein cannulation
Small animal operation anesthesia console	RWD	68620	Operation workstation
Spray bottle	Other	N/A	aseptic workstation
Stainless steel plug (22G)	skillsmodel	S4-PKD22G	Plug the catheter to ensure its sealing
Stainless steel trochar	skillsmodel	S$-PKDGZ	Guide the catheter exteriorization
Sterile lock solution	skillsmodel	SK-FB	lock the catheter to ensure its sterility
Straight feeding needle	skillsmodel	N/A	Oral gavage
Surgical pouch	BKMAM	N/A	container for sterilization of surgical instruments
Surgical scissors	skillsmodel	J21070	Cut incision on rat skin
Vessel dilator balanced forceps	skillsmodel	WA3020	Expand the blood vessel and guide the cannula to slide in
ZS-MV Small animal anesthesia machine	ZSLab	1057003	inducing and maintaining anaesthesia