JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

الهدف من هذا البروتوكول هو توفير إرشادات مفصلة حول إعداد العينات المناسبة لتحليل الدهون والمستقلب في الأنسجة الصغيرة ، مثل دماغ ذبابة الفاكهة ، باستخدام تصوير الطيف الكتلي بالامتزاز / التأين بالليزر بمساعدة المصفوفة (MALDI).

Abstract

تنميط الدهون ، أو الدهون ، هي تقنية راسخة تستخدم لدراسة محتوى الدهون بالكامل في الخلية أو الأنسجة. المعلومات المكتسبة من الدهون ذات قيمة في دراسة المسارات التي ينطوي عليها التطور والمرض والتمثيل الغذائي الخلوي. ساعدت العديد من الأدوات والأجهزة مشاريع الدهون ، وأبرزها مجموعات مختلفة من قياس الطيف الكتلي وتقنيات الكروماتوغرافيا السائلة. وقد برز مؤخرا التصوير الطيفي الكتلي للامتزاز بمساعدة المصفوفة/التأين بالليزر (MALDI MSI) كتقنية تصوير قوية تكمل النهج التقليدية. توفر هذه التقنية الجديدة معلومات فريدة عن التوزيع المكاني للدهون داخل مقصورات الأنسجة ، والتي لم يكن من الممكن تحقيقها في السابق دون استخدام تعديلات مفرطة. يعد إعداد عينة من نهج MALDI MSI أمرا بالغ الأهمية ، وبالتالي فهو محور تركيز هذه الورقة. تقدم هذه الورقة تحليلا سريعا للدهون لعدد كبير من أدمغة ذبابة الفاكهة المضمنة في مركب درجة حرارة القطع الأمثل (OCT) لتوفير بروتوكول مفصل لإعداد الأنسجة الصغيرة لتحليل الدهون أو الأيض وتحليل الجزيئات الصغيرة من خلال MALDI MSI.

Introduction

تشارك الدهون في مجموعة واسعة من العمليات البيولوجية ويمكن تصنيفها على نطاق واسع إلى خمس فئات بناء على تنوعها الهيكلي: الأحماض الدهنية ، الدهون الثلاثية (TAGs) ، الدهون الفوسفاتية ، دهون الستيرول ، والدهون السفينغولية1. الوظائف الأساسية للدهون هي توفير مصادر الطاقة للعمليات البيولوجية (أي TAGs) وتشكيل الأغشية الخلوية (أي الدهون الفوسفاتية والكوليسترول). ومع ذلك ، فقد لوحظت أدوار إضافية للدهون في التنمية والأمراض ، وتمت دراستها على نطاق واسع في مجال الطب الحيوي. على سبيل المثال ، أظهرت التقارير أن الأحماض الدهنية ذات الأطوال المختلفة قد يكون لها أدوار علاجية فريدة. يمكن أن تشارك سلاسل الأحماض الدهنية القصيرة في آليات الدفاع ضد أمراض المناعة الذاتية ، وتنتج سلاسل الأحماض الدهنية متوسطة الطول مستقلبات يمكن أن تخفف من النوبات ، وتولد سلاسل الأحماض الدهنية الطويلة مستقلبات يمكن استخدامها لعلاج اضطرابات التمثيل الغذائي2. في الجهاز العصبي ، ثبت أن الكوليسترول المشتق من الدبقية والدهون الفوسفاتية أمر حيوي لتكوين التشابك العصبي 3,4. وقد أظهرت أنواع أخرى من الدهون واعدة في التطبيقات الطبية، بما في ذلك الدهون السفينغولية المستخدمة في أنظمة توصيل الأدوية والسكريات المستخدمة لدعم الجهاز المناعي5،6. جعلت الأدوار العديدة والتطبيقات العلاجية المحتملة للدهون في المجال الطبي الحيوي الدهون - دراسة مسارات وتفاعلات الدهون الخلوية - مجالا حاسما ومتزايد الأهمية.

تستخدم Lipidomics الكيمياء التحليلية لدراسة الدهون على نطاق واسع. تعتمد الطرق التجريبية الرئيسية المستخدمة في علم الدهون على قياس الطيف الكتلي (MS) إلى جانب مختلف تقنيات الكروماتوغرافيا والتنقل الأيوني 7,8. يعد استخدام التصلب المتعدد في المنطقة مفيدا نظرا لخصوصيته العالية وحساسيته وسرعة اكتسابه وقدراته الفريدة على (1) اكتشاف الدهون ومستقلبات الدهون التي تحدث حتى عند المستويات المنخفضة والعابرة ، (2) اكتشاف مئات المركبات الدهنية المختلفة في تجربة واحدة ، (3) تحديد الدهون غير المعروفة سابقا ، و (4) التمييز بين أيزومرات الدهون. من بين التطورات في مرض التصلب العصبي المتعدد، بما في ذلك التأين بالرش الكهربائي (DESI)، وMALDI، وقياس الطيف الكتلي الأيوني الثانوي (SIMS)، برز مالدي MSI كتقنية تصوير قوية تكمل النهج التقليدية القائمة على التصلب المتعدد من خلال توفير معلومات فريدة عن التوزيع المكاني للدهون داخل مقصورات الأنسجة 9,10.

يتكون سير العمل النموذجي لعلم الدهون من إعداد العينات ، والحصول على البيانات باستخدام تقنية قياس الطيف الكتلي ، وتحليل البيانات11. أدت دراسة الدهون والمستقلبات في العينات إلى ظهور تقنيات لفهم الظروف الفسيولوجية والمرضية لعمليات التمثيل الغذائي في الكائنات الحية. في حين أن فهم التفاعلات البيولوجية أمر مهم ، فإن حساسية الدهون والمستقلبات تجعل من الصعب تصويرها وتحديدها دون أصباغ أو أي تعديل آخر. قد تؤدي التغيرات في مستويات الأيض أو توزيعه إلى تغيرات في النمط الظاهري. إحدى الأدوات المستخدمة في التنميط الأيضي هي MALDI MSI ، وهي تقنية تصوير في الموقع خالية من الملصقات قادرة على اكتشاف مئات الجزيئات في وقت واحد. يسمح تصوير MALDI بتصور المستقلبات والدهون في العينات مع الحفاظ على سلامتها وتوزيعها المكاني. تضمنت التكنولوجيا السابقة لتحديد ملامح الدهون استخدام المواد الكيميائية المشعة لرسم خريطة للدهون بشكل فردي ، في حين أن تصوير MALDI يتخلى عن ذلك ويسمح بالكشف عن مجموعة من الدهون في وقت واحد.

يلعب استقلاب الدهون والتوازن وظائف مهمة في فسيولوجيا الخلية ، مثل صيانة الجهاز العصبي وتطويره. أحد الجوانب الأساسية لعملية التمثيل الغذائي للدهون في الجهاز العصبي هو نقل الدهون بين الخلايا العصبية والخلايا الدبقية ، والتي يتم توسطها بواسطة البروتينات الدهنية الحاملة الجزيئية ، بما في ذلك البروتين الدهني منخفض الكثافة (VLDL) ، والبروتينات الدهنية منخفضة الكثافة (LDL) ، والبروتينات الدهنية عالية الكثافة (HDL) 12. تحتوي البروتينات الدهنية على البروتينات الشحمية (Apo) ، مثل ApoB و ApoD ، والتي تعمل ككتل هيكلية لشحنات الدهون وكروابط لمستقبلات البروتين الدهني. يتضمن الحديث المتبادل بين الخلايا العصبية والخلايا الدبقية للدهون العديد من اللاعبين مثل ApoD و ApoE و ApoJ المشتقة من الخلايا الدبقية ، ومستقبلات LDL العصبية (LDLRs) 13,14. في ذبابة الفاكهة ، أبوليبوفورين ، وهو عضو في عائلة ApoB ، هو الناقل الرئيسي للدهون الدموي15. يحتوي Apolipophorin على مستقبلين ليبوفورين مرتبطين ارتباطا وثيقا (LpRs) ، LpR1 و LpR2 ، وهما متجانسان ل LDLR الثدييات15,16. في دراسات سابقة ، تم اكتشاف ليبوكالين جليال لازاريلو (GLaz) الذي تفرز الخلايا النجمية ، وهو تجانس ذبابة الفاكهة من ApoD البشري ، ومستقبلاته العصبية LpR1 للتوسط بشكل تعاوني في نقل الدهون بين الخلايا العصبية الدبقية ، وبالتالي تنظيم مورفوجينيسيس التشعبات17. لذلك ، تم التكهن بأن فقدان LpR1 سيؤدي إلى انخفاض في محتوى الدهون الكلي في دماغ ذبابة الفاكهة. سيكون MALDI MSI أداة مناسبة لتحديد ملامح محتويات الدهون في الأنسجة الصغيرة من أدمغة ذبابة ذبابة الفاكهة المتحولة والبرية LpR1−/− ، كما هو موضح في هذه الدراسة.

على الرغم من الشعبية المتزايدة ل MALDI MSI ، فإن التكلفة العالية للأداة وتعقيدها التجريبي غالبا ما يعوقان تنفيذه في المختبرات الفردية. وبالتالي ، يتم إجراء معظم دراسات MALDI MSI باستخدام المرافق الأساسية المشتركة. كما هو الحال مع التطبيقات الأخرى ل MALDI MSI ، فإن عملية إعداد العينات الدقيقة للدهون أمر بالغ الأهمية لتحقيق نتائج موثوقة. ومع ذلك ، نظرا لأن إعداد شريحة العينة يتم إجراؤه عادة في مختبرات الأبحاث الفردية ، فهناك احتمال حدوث اختلاف في اكتساب MALDI MSI. لمكافحة هذا ، تهدف هذه الورقة إلى توفير بروتوكول مفصل لإعداد عينات من العينات البيولوجية الصغيرة قبل قياس MALDI MSI باستخدام تحليل الدهون لمجموعة كبيرة من أدمغة ذبابة الفاكهة البالغة في وضع الأيونات الإيجابية كمثال11,17. ومع ذلك ، يتم الكشف عن بعض فئات الدهون الفوسفاتية وغالبية المستقلبات الصغيرة بشكل إيجابي عن طريق تصوير MALDI في وضع الأيونات السالبة ، والذي تم وصفه سابقا11. لذلك ، من خلال هاتين الدراستين المثاليتين ، نأمل في توفير بروتوكولات مفصلة لإعداد العينات من مجموعات مختلفة: الأنسجة الكبيرة القائمة بذاتها مقابل الأنسجة الصغيرة المضمنة ، وتركيب الذوبان مقابل التركيب بالانزلاق الدافئ ، ووضع الأيونات الإيجابية مقابل وضع الأيونات السالبة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

1. يطير رئيس التضمين

ملاحظة: يستغرق الإجراء بأكمله حوالي 45-60 دقيقة.

  1. تحضير المرحلة المثلى لمركب درجة حرارة القطع (مركب OCT) بسطح مستو.
    1. أضف OCT إلى مبرد بلاستيكي (15 مم × 15 مم × 5 مم) إلى نصف عمق المبرد وتجنب تكوين الفقاعة. اترك القالب على سطح مستو لعدة دقائق ، ثم انقله إلى الثلج الجاف.
    2. حافظ على الثلج المبرد مسطحا على الثلج الجاف واسمح ل OCT بتكوين سطح مستو ومتساو. انتظر حتى يتم تصلب OCT بالكامل في القالب. استخدم مراحل OCT المجمدة على الفور أو قم بتخزينها عند -80 درجة مئوية.
  2. تخدير الذباب البالغ باستخدام CO 2 (أي وسادة CO2 ).
    1. تحضير طبق بتري يحتوي على قطعة من المسح المختبري. استخدم الماء لترطيب جزء من المسح لتقليل الكهرباء الساكنة. حافظ على المسح نصف مبلل ونصف جاف.
    2. تحت نطاق التشريح 1 ، استخدم الملقط لقطع رأس الذبابة. جمع 4-5 رؤوس في كل مرة ووضعها على المنطقة الجافة من مسح المختبر.
      ملاحظة: تستغرق مجموعة 4-5 رؤوس حوالي 2 دقيقة.
  3. انقل مرحلة OCT من الثلج الجاف إلى نطاق التشريح.
    1. خذ مرحلة OCT من الثلج الجاف إلى المجهر 2 ، وانقل الرؤوس على الفور إلى مرحلة OCT ، ورتبها بسرعة ، الأمر الذي يستغرق ~ 30 ثانية لتجنب ذوبان OCT. اترك ~ 1 مم من المساحة الفارغة حول كل دماغ ذبابة لضمان الدعم الكافي من OCT و 4-5 مم من المساحة الفارغة من حافة الكتلة لتوفير مساحة كافية للتعامل مع القسم. إذا كان خرطوم طويل جدا ، قم بإزالة الطرف ؛ إذا لم يكن طويلا جدا ، فاحتفظ به سليما. ضع مرحلة OCT مرة أخرى على الثلج الجاف واتركها تبقى لمدة 3 دقائق تقريبا للتأكد من أن مرحلة OCT تظل مجمدة وصلبة.
    2. عندما تعود مرحلة OCT إلى الجليد الجاف وتنتظر التصلب ، اجمع جولة أخرى من الرؤوس. كرر الخطوتين 1.2 و1.3 لنقل عينات إضافية إلى المساحة المتبقية على المسرح.
      ملاحظة: عادة ما يتم إعداد ثمانية رؤوس لكل نمط وراثي ، ويتم استخدام أربعة أنماط وراثية في مرحلة OCT واحدة في هذا المختبر.
    3. استخدم مجهري تشريح ، جنبا إلى جنب ، لتجنب تغيير التركيز وزيادة الوقت المستغرق لنقل وترتيب الرؤوس في مرحلة OCT ولتقليل خطر ذوبان مرحلة OCT.
  4. بعد محاذاة جميع رؤوس الذباب ، دع مرحلة OCT تجلس على الجليد الجاف لمدة 5-10 دقائق أخرى.
  5. خذ مرحلة OCT بعيدا عن الجليد الجاف ، وضعها على سطح مستو (مقعد) ، ثم ، بسرعة ، أضف كمية كبيرة من مركب OCT لتغطية جميع العينات وملء قالب التبريد بالكامل ، والذي يستغرق ~ 3 ثانية.
  6. انقل المبرد على الفور إلى الثلج الجاف وقم بتجميد كتلة OCT بأكملها التي تحتوي على الأنسجة المدمجة. دع مرحلة OCT تجلس على الثلج الجاف لمدة 5-10 دقائق أخرى. قم بتسمية العينات على هامش قالب التبريد.
  7. تخزين العينات المجمدة في -80 درجة مئوية حتى تصبح جاهزة للتقسيم.

2. التقسيم بالتبريد للأنسجة

ملاحظة: عند التعامل مع شرائح أكسيد القصدير الإنديوم (ITO)، ارتد قفازات في جميع الأوقات لتجنب تلوث الأنسجة. يوصى أيضا بارتداء قناع لتجنب التنفس مباشرة على الشريحة.

  1. تأكد من الجانب المطلي ب ITO عن طريق اختبار الموصلية لشرائح ITO باستخدام مقياس فولتميتر مضبوط على المقاومة. ضع علامة على الجانب بقياس المقاومة كجانب للالتصاق بالأنسجة. قم بتسميته واضبط دائما مسحا مختبريا على الجزء السفلي من الشريحة لتجنب تلوث الشريحة.
  2. اسمح للأنسجة بالتوازن في غرفة cryostat لمدة 30-45 دقيقة.
    1. لتجنب ذوبان OCT ، ضع جميع الأدوات اللازمة مثل الملقط وفرشاة الفنان ذات الرؤوس الرقيقة في غرفة cryostat في وقت مبكر لتبريدها مسبقا.
  3. نظف الكريوستات ، ويفضل أن يكون ذلك باستخدام 70٪ من الإيثانول. امسح لوحة اللفة والمرحلة وقم بإزالة الشفرات المستخدمة. استخدم مناديل نظيفة إضافية للتأكد من تبخر الإيثانول وأن جميع الأسطح جافة قبل بدء التقسيم.
  4. اضبط درجة حرارة غرفة cryostat ورأس العينة وفقا لنوع الأنسجة (على سبيل المثال ، -14 درجة مئوية للكبد ، و -20 درجة مئوية للعضلات ، و -25 درجة مئوية للجلد10 ؛ -18 درجة مئوية لرؤوس الذباب في هذا البروتوكول).
  5. قم بتركيب الأنسجة على حامل العينة باستخدام OCT. احرص على استخدام ما يكفي من OCT لتغطية قاعدة كتلة OCT وتركيب الكتلة بشكل مسطح قدر الإمكان.
  6. ضع شفرة نظيفة في المسرح وقم بقفلها. ضع رأس العينة نحو المرحلة حسب الحاجة لتحقيق زاوية القطع المطلوبة.
    1. ضع كتلة العينة في اتجاه حيث يتم وضع جميع الأنماط الجينية / مجموعات العلاج عموديا على الشفرة.
      ملاحظة: يضمن ذلك مستوى قطع متسق ويتجنب التلوث المتبادل من مجموعات مختلفة. في حالة قطع كتلة مختلفة من الأنسجة، قم بالتبديل إلى شفرة جديدة بين العينات لمنع التلوث المتبادل.
  7. ابدأ في القطع في أقسام سميكة (50-100 ميكرومتر) حتى يتم العثور على المنطقة ذات الأهمية (على سبيل المثال ، المنطقة المطلوبة من الدماغ).
    1. قم بتنظيف القطع الإضافية باستمرار باستخدام فرشاة فنية مبردة مسبقا للحفاظ على نظافة المسرح.
  8. تغيير سمك الأقسام إلى 10-12 ميكرومتر بمجرد الوصول إلى المنطقة المطلوبة.
    1. اضبط درجة حرارة الغرفة قليلا حسب الضرورة. على سبيل المثال ، اضبط درجة حرارة أعلى إذا كان القسم يميل إلى التقشر أو الانهيار بسهولة.
      ملاحظة: درجة الحرارة الموصى بها لكتل OCT هي -18 درجة مئوية.
  9. اجمع القسم المطلوب بعناية وألزمه بشريحة ITO. قم بإجراء هذه العملية في غرفة cryostat.
    1. خذ شريحة ITO بدرجة حرارة الغرفة وضعها فوق القسم ، واقترب من القسم بلطف وسرعة حتى يلتصق القسم بالشريحة دون ترك آثار على مرحلة cryostat.
      ملاحظة: سوف يذوب OCT ويتشبث بالشريحة.
  10. ضع الشريحة جانبا في رف أو امسح مخبري خارج الكريستات بين مجموعات من أقسام متعددة.
  11. إذا كانت المقارنة بين عينات مختلفة من نفس المجموعة مطلوبة، فضع الأقسام من عينات متعددة في شريحة واحدة للتحليل المتزامن والحد الأدنى من الاختلاف. إذا لزم الأمر، افصل إلى شريحتين، حيث يمكن لحامل هدف MALDI استيعاب شريحتين في تشغيل واحد.
  12. انقل الشرائح في صندوق فراغ إلى مجفف مع مجفف كطبقة سفلية. جفف الشرائح تحت فراغ لمدة 30-60 دقيقة.
    ملاحظة: بدلا من ذلك، إذا لم يكن المختبر مجهزا بمجفف فراغ، فيجب الاحتفاظ بالشرائح عند -20 درجة مئوية طوال العملية حتى التخزين عند -80 درجة مئوية خلال 24 ساعة أو شحنها على الثلج الجاف لتجنب تدهور الدهون أو الأيضات.
  13. انتقل إلى ترسيب المصفوفة. استخدم حمض 2,5-dihydroxybenzoic (DHB) في الميثانول / الماء (70/30 ، v / v) كمصفوفة.
  14. إذا لم يتم تشغيل الشرائح على الفور ، فقم إما بتخزين الشرائح عند -80 درجة مئوية (حتى 1 شهر لأقسام الدماغ الذبابة و 6 أشهر لأقسام دماغ القوارض) ، أو شحن العينة على الفور إلى المرافق الأساسية MALDI مع الثلج الجاف الكافي. للحصول على أفضل تخزين وشحن، ضع الشرائح في ناقل شرائح وأغلق الفتحة بإحكام باستخدام فيلم شمع. قم بإغلاقه بحقيبة بسحاب ، وضعه في كيس سحاب آخر يحتوي على مجفف ، وقم بتسمية الخارج.
    ملاحظة: ارجع إلى العمل السابق للاطلاع على الخطوات التالية لمسح الشرائح وترسب المصفوفة وإجراءات التصوير MALDI11.
  15. قم بإجراء ترسيب المصفوفة باستخدام بخاخ مصفوفة HTX M5 التلقائي ومحلول 40 مجم / مل من DHB في الميثانول / الماء (70/30 ، v / v). رش المصفوفة بمعدل تدفق مخصص يبلغ 0.12 مل / دقيقة ودرجة حرارة فوهة تبلغ 85 درجة مئوية لمدة 10 تمريرات. استخدم ضغط غاز N2 يبلغ 10 رطل لكل بوصة مربعة.
    ملاحظة: إذا تم خفض ضغط الغاز N2 في البخاخ إلى أقل من 5 رطل لكل بوصة مربعة، فستقوم آلية السلامة في البخاخ بإيقاف تشغيل السخان دفعة واحدة لتجنب أي ضرر يلحق بالبخاخ بسرعة رش تبلغ 1300 مم/دقيقة، وتباعد الجنزير بمقدار 2 مم، ومعدل تدفق 3 لتر/دقيقة، وارتفاع الفوهة 40 مم.
  16. استخدم أداة MS لوقت الطيران (TOF) من MALDI (انظر جدول المواد) في وضع الأيونات الموجبة للحصول على طيف كتلة داخل نطاقات الكتلة من m / z 50-1000.
    1. لمعايرة الأداة، ضع 0.5 ميكرولتر من مستحلب الفوسفور الأحمر في الأسيتونيتريل على شرائح منظمة التجارة الدولية واستخدم أطيافها لمعايرة الأداة في نطاق الكتلة 50-1000 m/z عن طريق تطبيق منحنى المعايرة التربيعية2.
    2. اضبط أقطار بقعة الليزر على متوسطة، لأنها ملف تعريف الشعاع المعدل لعرض البيانات النقطية 40 ميكرومتر، وجمع بيانات التصوير عن طريق جمع 500 لقطة بمعدل تكرار ليزر يبلغ 1000 هرتز لكل موضع صفيف.
    3. استخدم برنامجا (انظر جدول المواد) لتسجيل البيانات الطيفية ومعالجتها. قم بإجراء تحليل بيانات التصوير باستخدام تطبيع متوسط مربع الجذر (RMS) لتوليد صور أيون بعرض حاوية ±0.10 Da. محاذاة أطياف كل من OCT وأنسجة المخ من نفس التجربة باستخدام البرنامج لتقييم القمم المتداخلة وتداخل قمع الأيونات ل OCT (الشكل التكميلي S1). بعد التجربة ، قم بمعالجة شرائح MALDI التي تحتوي على عينات الأنسجة عن طريق تلطيخ الهيماتوكسيلين والإيوسين (H & E) ، كما هو موضح سابقا11.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تم افتراض فقدان المستقبل العصبي LpR1 من ليبوكالين جليال لازاريلو (GLaz) الذي تفرز الخلايا النجمية ، وهو تجانس ذبابة الفاكهة من ApoD البشري ، ليكون قادرا على التسبب في انخفاض في محتوى الدهون الكلي في دماغ ذبابة الفاكهة. لاختبار ذلك ، تم استخدام MALDI MSI لتحديد ملامح الدهون في أدمغة ذبابة ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

كما هو موضح في الدراسة حول الاختلافات في تكوين الدهون في أدمغة ذبابة الفاكهة المتحولة والبرية ، يمكن أن يكون MALDI MSI تقنية تصوير قيمة خالية من الملصقات للتحليل في الموقع لأنماط التوزيع الجزيئي داخل أعضاء الحشرات الصغيرة. في الواقع ، نظرا لأن الدهون موزعة في كل من أنسجة المخ والأجس?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

وليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

يتم دعم Yuki X. Chen و Kelly Veerasammy و Mayan Hein من قبل برنامج الأبحاث الصيفي لمؤسسة سلون CUNY (CSURP). يتم دعم جون يين من قبل برنامج البحوث الداخلية للمعاهد الوطنية للصحة رقم المشروع 1ZIANS003137. تم تقديم الدعم لهذا المشروع من خلال جائزة PSC-CUNY إلى Ye He و Rinat Abzalimov ، بتمويل مشترك من مؤتمر الموظفين المحترفين وجامعة مدينة نيويورك.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
2,5-Dihydroxybenzoic acid (DHB)Millipore Sigma Aldrich85707-1G-F
Andwin Scientific CRYOMOLD 15X15X5Fisher ScientificNC9464347
Andwin Scientific Tissue-Tek CRYO-OCT CompoundFisher Scientific14-373-65
Artist brush MSC #5 1/8 X 9/16 TRIM RED SABLEFisher Scientific50-111-2302
autoflex speed MALDI-TOF MS systemBruker Daltonics IncMALDI-TOF MS instrument
BD Syringe with Luer-Lok TipsFisher Scientific14-823-16E
BD Vacutainer General Use Syringe NeedlesFisher Scientific23-021-020
Bruker Daltonics GLASS SLIDES MALDI IMAGNGFisher ScientificNC0380464
Drierite, with indicator, 8 mesh, ACROS OrganicsAC219095000
Epson Perfection V600 Photo ScannerAmazonPerfection V600
Fisherbrand 5-Place Slide MailerFisher ScientificHS15986
Fisherbrand Digital Auto-Range MultimeterFisher Scientific01-241-1
FlexImaging v3.0Bruker Daltonics IncBruker MS imaging analysis software
HPLC Grade MethanolFisher ScientificMMX04751
HPLC Grade WaterFisher ScientificW5-1
HTX M5 SprayerHTX Technologies, LLCAutomatic heated matrix sprayer
Kimberly-Clark Professional Kimtech Science Kimwipes Delicate Task WipersFisher Scientific06-666A
MSC Ziploc Freezer BagFisher Scientific50-111-3769
SCiLS Lab (2015b)SCiLS LabAdvanced MALDI MSI data analysis software
Thermo Scientific CryoStar NX50 CryostatFisher Thermo Scientific95-713-0
Thermo Scientific Nalgene Transparent Polycarbonate Classic Design DesiccatorFisher Scientific08-642-7

References

  1. Park, J., et al. Bioactive lipids and their derivatives in biomedical applications. Biomolecules & Therapeutics. 29 (5), 465-482 (2021).
  2. Augustin, K., et al. Mechanisms of action for the medium-chain triglyceride ketogenic diet in neurological and metabolic disorders. Lancet Neurology. 17 (1), 84-93 (2018).
  3. Baldwin, K. T., Eroglu, C. Molecular mechanisms of astrocyte-induced synaptogenesis. Current Opinion in Neurobiology. 45, 113-120 (2017).
  4. Mauch, D. H., et al. Cns synaptogenesis promoted by glia-derived cholesterol. Science. 294 (5545), 1354-1357 (2001).
  5. Hannun, Y. A., Obeid, L. M. Sphingolipids and their metabolism in physiology and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 19 (3), 175-191 (2018).
  6. Zhou, F., Ciric, B., Zhang, G. X., Rostami, A. Immunotherapy using lipopolysaccharide-stimulated bone marrow-derived dendritic cells to treat experimental autoimmune encephalomyelitis. Clinical and Experimental Immunology. 178 (3), 447-458 (2014).
  7. Carrasco-Pancorbo, A., Navas-Iglesias, N., Cuadros-Rodriguez, L. From lipid analysis towards lipidomics, a new challenge for the analytical chemistry of the 21st century. Part I: Modern lipid analysis. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 28 (3), 263-278 (2009).
  8. Navas-Iglesias, N., Carrasco-Pancorbo, A., Cuadros-Rodriguez, L. From lipids analysis towards lipidomics, a new challenge for the analytical chemistry of the 21st century. Part II: Analytical lipidomics. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 28 (4), 393-403 (2009).
  9. Yang, K., Han, X. Lipidomics: Techniques, applications, and outcomes related to biomedical sciences. Trends in Biochemical Sciences. 41 (11), 954-969 (2016).
  10. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of tissue specimens by matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry in biological and clinical research. Chemical Reviews. 113 (4), 2309-2342 (2013).
  11. Veerasammy, K., et al. Sample preparation for metabolic profiling using MALDI mass spectrometry imaging. Journal of Visualized Experiments. (166), e62008(2020).
  12. Tracey, T. J., Steyn, F. J., Wolvetang, E. J., Ngo, S. T. Neuronal lipid metabolism: Multiple pathways driving functional outcomes in health and disease. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 10(2018).
  13. Jackson, C. L., Walch, L., Verbavatz, J. M. Lipids and their trafficking: An integral part of cellular organization. Developmental Cell. 39 (2), 139-153 (2016).
  14. Wang, H., Eckel, R. H. What are lipoproteins doing in the brain. Trends in Endocrinology and Metabolism. 25 (1), 8-14 (2014).
  15. Palm, W., et al. Lipoproteins in Drosophila melanogaster-Assembly, function, and influence on tissue lipid composition. PLoS Genetics. 8 (7), 1002828(2012).
  16. Parra-Peralbo, E., Culi, J. Drosophila lipophorin receptors mediate the uptake of neutral lipids in oocytes and imaginal disc cells by an endocytosis-independent mechanism. PLoS Genetics. 7 (2), 1001297(2011).
  17. Yin, J., et al. Brain-specific lipoprotein receptors interact with astrocyte derived apolipoprotein and mediate neuron-glia lipid shuttling. Nature Communications. 12 (1), 2408(2021).
  18. Tuthill, B. F., Searcy, L. A., Yost, R. A., Musselman, L. P. Tissue-specific analysis of lipid species in Drosophila during overnutrition by UHPLC-MS/MS and MALDI-MSI. Journal of Lipid Research. 61 (3), 275-290 (2020).
  19. Kaya, I., Jennische, E., Lange, S., Malmberg, P. Multimodal chemical imaging of a single brain tissue section using ToF-SIMS, MALDI-ToF and immuno/histochemical staining. Analyst. 146 (4), 1169-1177 (2021).
  20. Phan, N. T., Fletcher, J. S., Ewing, A. G. Lipid structural effects of oral administration of methylphenidate in Drosophila brain by secondary ion mass spectrometry imaging. Analytical Chemistry. 87 (8), 4063-4071 (2015).
  21. Dienel, G. A. Metabolomic and imaging mass spectrometric assays of labile brain metabolites: Critical importance of brain harvest procedures. Neurochemical Research. 45 (11), 2586-2606 (2020).
  22. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: Practical aspects of sample preparation. Journal of Mass Spectrometry. 38 (7), 699-708 (2003).
  23. Phan, N. T., Mohammadi, A. S., Dowlatshahi Pour, M., Ewing, A. G. Laser desorption ionization mass spectrometry imaging of Drosophila brain using matrix sublimation versus modification with nanoparticles. Analytical Chemistry. 88 (3), 1734-1741 (2016).
  24. Niehoff, A. C., et al. Analysis of Drosophila lipids by matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometric imaging. Analytical Chemistry. 86 (22), 11086-11092 (2014).
  25. Enomoto, Y., Nt An, P., Yamaguchi, M., Fukusaki, E., Shimma, S. Mass spectrometric imaging of GABA in the Drosophila melanogaster adult head. Analytical Sciences. 34 (9), 1055-1059 (2018).
  26. Yang, E., Gamberi, C., Chaurand, P. Mapping the fly malpighian tubule lipidome by imaging mass spectrometry. Journal of Mass Spectrometry. 54 (6), 557-566 (2019).
  27. Blanksby, S. J., Mitchell, T. W. Advances in mass spectrometry for lipidomics. Annual Review of Analytical Chemistry. 3, 433-465 (2010).
  28. Han, X. Lipidomics for studying metabolism. Nature Reviews Endocrinology. 12 (11), 668-679 (2016).
  29. Wang, M., Wang, C., Han, X. Selection of internal standards for accurate quantification of complex lipid species in biological extracts by electrospray ionization mass spectrometry-What, how and why. Mass Spectrometry Reviews. 36 (6), 693-714 (2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

185 MALDI MSI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved