تقنية طفيفة التوغل ودقيقة وفعالة للحقن داخل الزعتر في الفئران

Michael T. McGuire; Andrea Z. Tuckett; Faith Myint; Johannes L. Zakrzewski

doi:10.3791/64309

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

Summary

يصف هذا البروتوكول إجراء الأشعة التداخلية الذي تم إنشاؤه للحقن داخل الغدة الصعترية في الفئران لتجنب خطر الجراحة المفتوحة وتحسين دقة الحقن الأعمى عن طريق الجلد.

Abstract

يعد الحقن داخل الثعترية في نماذج الفئران تقنية مهمة لدراسة وظيفة الغدة الصعترية والمناعة ، بما في ذلك اضطرابات الخلايا التائية الوراثية والمكتسبة. وهذا يتطلب طرقا للترسب المباشر للكواشف و / أو الخلايا في الغدة الصعترية للفئران الحية. تشمل الطرق التقليدية للحقن داخل الغدة الصعترية جراحة الصدر أو الحقن الأعمى عن طريق الجلد طفيف التوغل ، وكلاهما له قيود كبيرة. جعلت أجهزة التصوير بالموجات فوق الصوتية فائقة التردد الحقن عن طريق الجلد الموجهة بالصور ممكنة في الفئران ، مما أدى إلى تحسين دقة الحقن بشكل كبير لنهج الحقن عن طريق الجلد وتمكين حقن أهداف أصغر. ومع ذلك ، تعتمد الحقن الموجهة بالصور على استخدام نظام سكة حديد متكامل ، مما يجعل هذا الإجراء صارما ويستغرق وقتا طويلا. يتم تقديم طريقة فريدة وآمنة وفعالة للحقن داخل الغدة الصعترية عن طريق الجلد في الفئران هنا ، مما يلغي الاعتماد على نظام السكك الحديدية للحقن. تعتمد هذه التقنية على استخدام وحدة الموجات فوق الصوتية الدقيقة عالية الدقة لتصوير الغدة الصعترية للفأر بشكل غير جراحي. باستخدام تقنية اليد الحرة ، يمكن لأخصائي الأشعة وضع طرف إبرة مباشرة في الغدة الصعترية للفأر تحت توجيه التصوير بالموجات فوق الصوتية. يتم تنظيف الفئران وتخديرها قبل التصوير. بالنسبة لأخصائي الأشعة المتمرس الماهر في الإجراءات الموجهة بالموجات فوق الصوتية ، فإن فترة التعلم للتقنية المذكورة قصيرة جدا ، عادة في غضون جلسة واحدة. هذه الطريقة لديها معدل مراضة ووفيات منخفض للفئران وهي أسرع بكثير من التقنيات الحالية بمساعدة ميكانيكية للحقن عن طريق الجلد. يسمح للمحقق بإجراء حقن دقيقة وموثوقة عن طريق الجلد بكفاءة من الغدة الصعترية من أي حجم (بما في ذلك الأعضاء الصغيرة جدا مثل الغدة الصعترية للفئران المسنة أو التي تعاني من نقص المناعة) مع الحد الأدنى من الضغط على الحيوان. تتيح هذه الطريقة حقن الفصوص الفردية إذا رغبت في ذلك وتسهل التجارب واسعة النطاق بسبب طبيعة الإجراء الموفرة للوقت.

Introduction

تلعب الغدة الصعترية دورا أساسيا في نمو الخلايا التائية والمناعة. يؤدي نقص الخلايا التائية ، الذي يمكن أن يحدث بسبب ارتداد الغدة الصعترية ، والاضطرابات الوراثية ، والالتهابات ، وعلاجات السرطان ، من بين عوامل أخرى ، إلى ارتفاع معدل الوفيات والمراضة ^1,2. لا غنى عن نماذج الفئران في كل من أبحاث المناعة الأساسية والانتقالية وقد استخدمت لعقود لدراسة بيولوجيا الغدة الصعترية وتطور الخلايا التائية ، وكذلك لتطوير علاجات لأولئك الذين يعانون من ضعف الغدة الصعترية ونقص الخلايا التائية³،⁴^،⁵.

كان الجزء المركزي من تحقيقات الغدة الصعترية هو الحقن داخل الغدة الصعترية للمواد البيولوجية مثل الخلايا أو الجينات أو البروتينات في نماذج الفئران⁶،⁷،⁸،⁹،^10،11^،¹². تستخدم طرق الحقن التقليدية داخل الغدة الصعترية بضع الصدر متبوعا بالحقن داخل الثعترية تحت التصور المباشر أو عن طريق الحقن "الأعمى" عن طريق الجلد في المنصف. النهج الجراحي يزيد بشكل كبير من خطر استرواح الصدر، من بين أمور أخرى. علاوة على ذلك ، يؤدي الإجهاد المرتفع أثناء هذه الجراحة إلى كبت المناعة ، مما قد يضر بالبيانات المناعية¹³. يمكن للباحثين ذوي الخبرة ، بعد بعض الممارسة ، إجراء تقنية الحقن الأعمى ، ولكن هذا النهج أقل دقة ، وبالتالي ، يقصر الموضوعات التجريبية على الفئران الشابة ذات الغدة الصعترية الكبيرة.

تم تقديم استخدام إرشادات الموجات فوق الصوتية كبديل دقيق وطفيف التوغل لنهج الحقن التقليدي داخل الثعترية¹⁴. ومع ذلك ، فإن هذا الإجراء يستغرق وقتا طويلا للغاية عند استخدام نظام السكك الحديدية المتكامل بدلا من تقنية اليد الحرة. يتطلب إجراء الحقن باستخدام حامل الحقن تحسينا دقيقا للتصوير وتحديد موضع محول الطاقة بمساعدة الملحقات المختلفة مثل حامل وحامل محول الطاقة ، ونظام تحديد المواقع X و Y و Z ، بالإضافة إلى التشغيل المتقن لأدوات التحكم في التلاعب الدقيق وتمديدات نظام السكك الحديدية. يتم تقديم تقنية بديلة بسيطة ، حقن الغدة الصعترية الموجهة بالموجات فوق الصوتية ، هنا من قبل أخصائي الأشعة باستخدام نهج اليد الحرة¹⁵ ، وهو بديل سريع ودقيق طفيف التوغل للطرق الموصوفة أعلاه. الأهم من ذلك ، يمكن تنفيذ النهج الحالي مع أي نظام تصوير بالموجات فوق الصوتية عالي الدقة دون الحاجة إلى حامل حقن ونظام سكة حديد متكامل. إنه مفيد بشكل خاص للدراسات التي تتطلب حقن أعداد كبيرة من الفئران¹¹ ، أو للتجارب التي تنطوي على حقن كل من فصوص الغدة الصعترية ، أو للحقن الدقيق للزعترات الصغيرة في الفئران المسنة أو المشععة أو التي تعاني من نقص المناعة¹².

Protocol

تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لإرشادات رعاية الحيوان في مركز الاكتشاف والابتكار (بروتوكول IACUC 290). بالنسبة للدراسة الحالية ، C57BL / 6 فئران (أنثى ، 4-6 أسابيع) ، C57BL / 6 فئران (أنثى ، 6 أشهر من العمر) ، J: NU إناث الفئران ، أنثى الفئران NOD scid gamma (NSG) ، و B6 ؛ تم استخدام فئران CAG-luc و -GFP كنموذج للفأر الصغير ، ونموذج الفأر المسن ، ونموذج عارية athymic ، ونموذج نقص المناعة ، ومصدر خلية التلألؤ الحيوي ، على التوالي. تم الحصول على الفئران من مصدر تجاري (انظر جدول المواد). سيتطلب هذا الإجراء عادة شخصين (أحدهما ليظل معقما أثناء إجراء الحقن والآخر للتعامل مع الفئران).

1. إعداد الحيوانات

تحفيز التخدير في الفئران باستخدام 3٪ -4٪ غاز إيزوفلوران والحفاظ على التخدير باستخدام 1٪ -3٪ غاز إيزوفلوران يتم إعطاؤه عبر مخروط الأنف والمبخر المعايرة بدقة (انظر جدول المواد).
تأكد من عمق التخدير المناسب / فقدان الوعي عن طريق عدم الاستجابة لقرصة المخلب الخلفي.
إزالة الفراء من منطقة الصدر الأمامية للفئران عن طريق تطبيق طبقة رقيقة من كريم مزيل الشعر لمدة تقل عن 1 دقيقة. استخدم منشفة ورقية مبللة لإزالة الكريم تماما مع الفراء السائب.
ملاحظة: سيؤدي وضع الكثير من الكريم إلى التهاب جلد منطقة الصدر.
ضع فأرا واحدا في كل مرة ، مستلقا ، على المنصة الساخنة لمحطة التصوير بالموجات فوق الصوتية للحيوانات الصغيرة (انظر جدول المواد) مع مخروط الأنف في مكانه (الشكل 1).
ثبت الماوس على المسرح بشريط لاصق طبي في الخلف والأطراف الأمامية (الشكل 1).
ضع مرهم العيون على كلتا العينين لمنع جفاف القرنية.
تطهير جلد الصدر العلوي الخالي من الفراء باستخدام قضيب غلوكونات الكلورهيكسيدين (انظر جدول المواد).

2. إعداد آلة الموجات فوق الصوتية والمجال المعقم

قم بتنشيط المسبار الخطي المتاح بأعلى تردد ، وعادة ما يكون المسبار بأعلى دقة مكانية لحجم الحيوان الذي يتم تصويره. قم بتنشيط المسبار من خلال النقر على الزر المقابل بعد شاشة بدء التشغيل.
ملاحظة: بالنسبة لهذا التطبيق مع الفئران ، تم تصميم المسبار المستخدم خصيصا للاستخدام مع الفئران والجرذان الصغيرة (انظر جدول المواد).
قم بتحسين إعدادات الموجات فوق الصوتية للتصوير والحقن باتباع الخطوات أدناه.
1. اضبط عمق مجال الرؤية على حجم مناسب للحيوان المستهدف عن طريق ضبط المنزلقات الموجهة رأسيا على الجانب الأيمن من الشاشة (الشكل 2). عادة ما يكون إعداد العمق الأقصى حوالي 6-8 مم للفئران الصغيرة.
2. اضبط كسب التدرج الرمادي عن طريق تحريك الزر على طول الشريط الأفقي أسفل الشاشة (الشكل 2). الهدف هو البدء بصورة أغمق قليلا من المظهر "الرمادي" النموذجي.
3. اضبط المنطقة البؤرية (السهم الأزرق على يمين الشاشة ، الشكل 2) على المستوى المتوقع للغدة الصعترية. بالنسبة للفئران الصغيرة ، سيكون هذا على عمق 4 مم.
4. إذا كان التقاط الصورة مطلوبا ، فاختبر وظيفة صورة المتجر وأزرار مقطع المتجر لضمان إمكانية حفظ الصور بشكل مناسب طوال الإجراء. قم بذلك عن طريق النقر فوق حفظ مقطع زر في أسفل يمين الشاشة أو عن طريق الضغط على تجميد زر ، ثم الضغط على حفظ الصورة (الشكل 2).
ضع كمية صغيرة (~ 1 مل) من هلام الموجات فوق الصوتية على سطح محول الطاقة (انظر جدول المواد) بينما يكون في وضع مستقيم ، إما في حامل جهاز الموجات فوق الصوتية أو في يد مساعد.
قم بإعداد حقل معقم صغير بجوار المنصة الساخنة. عادة ما يكون الوضع الأمثل لهذا بين المنصة وجهاز الموجات فوق الصوتية.
1. أفرغ هذه العناصر في الحقل المعقم: غطاء مسبار معقم ، وشريط مطاطي ، وقفازات معقمة ، وهلام معقم بالموجات فوق الصوتية (انظر جدول المواد).
2. مع إعداد الحقل المعقم والعناصر في مكانها ، ارتد القفازات المعقمة.
3. ضع غطاء المسبار المعقم بعناية فوق محول الموجات فوق الصوتية (وكذلك فوق الجل الذي تم وضعه في البداية على المسبار). الحفاظ على العقم ولمس الغطاء المعقم فقط ، لا شيء آخر. حرك الشريط المطاطي المعقم فوق غطاء المسبار المعقم لإبقائه في مكانه.
  ملاحظة: يمكن أن تتداخل بؤر الهواء ، بغض النظر عن حجمها ، مع التصوير بالموجات فوق الصوتية. وبالتالي ، من الضروري تطبيق هلام الموجات فوق الصوتية بين محول الطاقة وغطاء المسبار المعقم ، وأعلى غطاء المسبار لضمان واجهة خالية من الهواء بين مسبار الموجات فوق الصوتية والحيوان.
4. ضع كمية معتدلة (2-3 مل) من جل الموجات فوق الصوتية المعقم على الترجام.
  ملاحظة: المستخدم جاهز الآن لتصوير ماوس مخدر.

3. تصوير وتحديد موقع الغدة الصعترية

مع الحفاظ على العقم ، ضع مسبار الموجات فوق الصوتية المغطى بالهلام عموديا على الجزء المطهر من جدار الصدر الأمامي للماوس للتصوير الأولي.
1. خذ لحظة لإلقاء نظرة على صورة الموجات فوق الصوتية وتحسينها بشكل أكبر. ارجع إلى الخطوة 2.2 واضبط للحصول على مظهر مشابه لمظهر الشكل 3.
امسح الصدر الأمامي للماوس في مستوى عرضي. قم بذلك عن طريق إمساك محول الطاقة عموديا وتحريكه لأعلى ولأسفل من الرقبة إلى البطن بحركة تشبه فرشاة الرسم أو "كاسحة".
ملاحظة: سيكون القلب هو الهيكل الأكثر تميزا في الصدر بسبب حركته السريعة ومظهره "الحجرة". بمجرد توطين القلب ، يمكن استخدام هذا كنقطة مرجعية للحصول على صورة للغدة الصعترية.
مع تمركز القلب في مجال الرؤية ، امسح الترجام قليلا نحو الرقبة. فقط متفوقة على القلب ، وعادة ما تصادف الغدة الصعترية.
تصور الغدة الصعترية على أنها بنية ثنائية ، هرمية ، ناقصة الصدى ("داكنة" أو "سوداء" تظهر على الشاشة) تتمركز في خط الوسط ، أمام الشريان الأورطي وخلف القص (الشكل 3 أ).
قم بتدوين الهيكلين الأسودين الدائريين (أي "ناقص الصدى") على جانبي الجزء العلوي من الصدر.
ملاحظة: هذه هي الوريد الأجوف الثنائي. الشريان الأورطي هو بنية مماثلة لنقص الصدى المنحني في خط الوسط بين الوريدين الأجوفين. يمكن التعرف عليها بسهولة من خلال حركتها النابضة.

4. حقن الغدة الصعترية

إذا لزم الأمر ، ضع المزيد من جل الموجات فوق الصوتية المعقم (2-3 مل) على محول الطاقة.
ملاحظة: كمية كبيرة نسبيا من الجل المعقم على محول الطاقة (مقارنة بحجم صدر الفأر) ستكون بمثابة "وسادة هلام" حول جدار صدر الماوس. سيؤدي ذلك إلى تقليل عدد القطع الأثرية بالموجات فوق الصوتية التي يتم إجراؤها عن طريق الجو داخل مجال الرؤية.
باستخدام مسبار الموجات فوق الصوتية ، حدد موقع أوسع جزء من الغدة الصعترية ، والذي عادة ما يكون الموقع المستهدف المثالي للحقن. توقع مسار إبرة أفقي في الموقع المختار.
1. لاحظ أين توجد الأوعية الدموية الرئيسية (SVCs والشريان الأورطي) في هذا الموقع. تجنب هذه أثناء الحقن.
2. ستكون الأوعية الدموية هياكل نابضة بناقصة الصدى ، كما هو موضح في الخطوة 3.7. إذا لم تكن متأكدا ، فاستخدم وضع دوبلر الملون للتحقق من التدفق داخل الأوعية (الشكل 4 أ). قم بتنشيط وضع دوبلر الملون من خلال النقر على زر اللون على الشاشة.
3. إذا كان من المتوقع أن يكون أحد الأوعية الدموية الرئيسية (أو القلب) على طول مسار الإبرة المتوقع ، فاختر منطقة مستهدفة جديدة أو ابحث عن نهج / مسار مختلف.
امسك محول الطاقة بيد واحدة وإبرة أنسولين 30 جم (انظر جدول المواد) مع 10 ميكرولتر من الحقن في اليد الأخرى.
ملاحظة: سيختلف الحقن بناء على التصميم التجريبي. استخدمت الدراسة الحالية محلول ملحي مخزن بالفوسفات أو تريبان أزرق أو د-لوسيفيرين (0.1 ميكروغرام / 10 ميكرولتر).
لبدء عملية الحقن ، حرك محول الطاقة بشكل جانبي بحيث تكون الغدة الصعترية خارج المركز في مجال رؤية الموجات فوق الصوتية. تأكد من أن الجانب الآخر من مجال الرؤية يتكون في الغالب من هلام الموجات فوق الصوتية ولا شيء آخر.
ضع طرف الإبرة في الجل تحت الترجام وحرك الإبرة ببطء حتى يتم تصورها بجوار سطح الجلد (الشكل 4 ب).
أثناء التصوير المستمر للإبرة تحت الموجات فوق الصوتية ، أدخل الإبرة في الغدة الصعترية بمسار عن طريق الجلد ، بعيدا عن الأوعية الدموية.
1. استخدم مسارا أفقيا "عبر الغدة الصعترية" لوضع طرف الإبرة في الفص الصعترية مقابل موقع الدخول. هذا يفسر التسرب المحتمل على طول قناة الإبرة (الشكل 5 أ).
بمجرد أن يكون طرف الإبرة داخل الجزء المطلوب من الغدة الصعترية ، قم بحقن المحتويات بسرعة (مثل 10 ميكرولتر من التربان الأزرق أو D-luciferin ، 0.1 ميكروغرام / 10 ميكرولتر) من حقنة 30 جم أثناء استخدام التصور بالموجات فوق الصوتية.
1. لتثبيت المحقنة أثناء إدخال الإبرة وحقنها ، أمسك المحقنة بين الإبهام والإصبع الثالث وتحكم في مكبس المحقنة بإصبع السبابة.
قم بإزالة الإبرة بعد إيداع جميع المحتويات.

5. مراقبة ما بعد الحقن للحيوانات

نقل الحيوان إلى قفص فارغ ومراقبة حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على راقد القص.
ملاحظة: من المتوقع أن يحدث الشفاء التام من التخدير في غضون 2 دقيقة.
راقب الحيوان لمدة 10 دقائق إضافية بحثا عن علامات الضيق أو صعوبة التنفس أو النزيف.
ملاحظة: ألم ما بعد الحقن غير متوقع ، وعادة لا توجد حاجة لتسكين ما بعد الحقن.
بمجرد الشفاء التام وبعد فترة مراقبة هادئة بعد الحقن ، أعد الحيوان المحقون إلى صحبة الحيوانات الأخرى.

النتائج

يعتمد التنفيذ الناجح لهذه التقنية على بعض الخطوات الرئيسية التي يجب اتباعها. أولا ، يجب ضمان تحديد موثوق للغدة الصعترية نفسها. في الفئران الصغيرة ، يكون هذا واضحا بسبب الحجم الكبير للغدة (الشكل 3 أ). في الفئران الأكبر سنا أو الفئران التي تعاني من نقص المناعة ، يمكن أن يكون ال...

Discussion

الحقن اليدوي الموجه بالموجات فوق الصوتية هو تقنية دقيقة للغاية لتوصيل مواد الدراسة إلى الغدة الصعترية بطريقة فعالة ومعقمة. بعد التعقيم الأولي للجلد في موقع الحقن ، يتم الحفاظ على العقم أثناء الإجراء بسبب استخدام قفازات معقمة وأغطية مسبار الموجات فوق الصوتية المعقمة وهلام الموجات فوق ال?...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

نود أن نشكر ريموند ثورنتون على عمله المبكر الثاقب والشامل في هذه التقنية. تم تمويل هذه الدراسة من خلال دعم المنح من المعهد الوطني للسرطان (NCI 1R37CA250661-01A1) ، وجمعية أبحاث سرطان الدم للأطفال ، وكلية هاكنساك ميريديان للطب ، ومؤسسة HUMC / معالجة سرطان الأطفال.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Aquasonic 100 Ultrasound Gel	Parker Laboratories (Fairfield, NJ, USA)	01-01	Sterile Ultrasound Transmission Gel
B6;CAG-luc, -GFP mouse	The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA)	025854	Bioluminescence cell source
BD Insulin Syringes with needle	Becton Dickinson (Franklin Lakes, NJ, USA)	328431	Ultra-fine needle - 12.7 mm, 30 G
C57BL/6 mouse - aged	The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA)	000664	age 6 months old; aged model
C57BL/6 mouse - young	The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA)	000664	age 4-6 weeks; young model
Chloraprep One-step 0.67 mL	CareFusion (El Paso, TX, USA)	260449	chlorhexidine gluconate applicator
Curity Cotton Tipped Applicator	Cardinal Health (Dublin, OH, USA)	A5000-2	Sterile, 6"
D-Luciferin	Gold Biotechnology (St Louis, MO, USA)	LUCK-1G
Isoflurane	Henry Schein (Melville, NY, USA)	1182097
IVIS Lumina X5	PerkinElmer (Melville, NY, USA)	n/a	In vivo bioluminescence imaging system
J:NU mouse	The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA)	007850	Athymic nude model
Kendall Hypoallergenic Paper Tape	Cardinal Health (Dublin, OH, USA)	1914C
Kimtech Surgical Nitrile Gloves	Kimberly-Clark Professional (Irving, TX, USA)	56892	Sterile Gloves
Nair Hair Remover Lotion	Church and Dwight (Trenton, NJ, USA)	n/a	Depilatory agent
NOD scid gamma (NSG) mouse	The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA)	005557	Immunodeficient model
Phosphate-Buffered Saline (PBS), 1x	Corning (Corning, NY, USA)	21-040-CV
Puralube Vet Ointment	Med Vet International	PH-PURALUBE-VET	Eye ointment
Sheathes	Sheathing Technologies (Morgan Hill, CA, USA)	10040	Sterile Ultrasound Probe Covers
Sure-Seal Induction Chamber	Braintree Scientific (Braintree, MA, USA)	EZ-17 85	Anesthesia induction chamber
Transducer MX550D	FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada)	n/a	Vevo 3100 imaging probe (25-55 MHz, Centre Transmit: 40 MHz)
Trypan Blue, 0.4% solution in PBS	MP Biomedicals (Solon, OH, USA)	91691049
Vevo 3100 Imaging System	FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada)	n/a	Ultrasound imaging system
Vevo 3100 Lab Software	FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada)	n/a	Version 3.2.7 for imaging and analysis
Vevo Compact Dual Anesthesia System	FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada)	n/a	Tabletop isoflurane-based anesthesia unit
Vevo Imaging Station	FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada)	n/a	Procedural platform

References

Chinn, I. K., Blackburn, C. C., Manley, N. R., Sempowski, G. D. Changes in primary lymphoid organs with aging. Seminars in Immunology. 24 (5), 309-320 (2012).
Gruver, A. L., Sempowski, G. D. Cytokines, leptin, and stress-induced thymic atrophy. Journal of Leukocyte Biology. 84 (4), 915-923 (2008).
Masopust, D., Sivula, C. P., Jameson, S. C. Of mice, dirty mice, and men: Using mice to understand human immunology. Journal of Immunology. 199 (2), 383-388 (2017).
Mukherjee, P., Roy, S., Ghosh, D., Nandi, S. K. Role of animal models in biomedical research: a review. Laboratory Animals Research. 38 (1), 18 (2022).
McCaughtry, T. M., Hogquist, K. A. Central tolerance: What have we learned from mice. Seminars in Immunopathology. 30 (4), 399-409 (2008).
Zlotoff, D. A., et al. CCR7 and CCR9 together recruit hematopoietic progenitors to the adult thymus. Blood. 115 (10), 1897-1905 (2010).
Vukmanovic, S., Grandea, A. G., Faas, S. J., Knowles, B. B., Bevan, M. J. Positive selection of T-lymphocytes induced by intrathymic injection of a thymic epithelial cell line. Nature. 359 (6397), 729-732 (1992).
Schwarz, B. A., Bhandoola, A. Circulating hematopoietic progenitors with T lineage potential. Nature Immunology. 5 (9), 953-960 (2004).
Marodon, G., et al. Induction of antigen-specific tolerance by intrathymic injection of lentiviral vectors. Blood. 108 (9), 2972-2978 (2006).
Adjali, O., et al. In vivo correction of ZAP-70 immunodeficiency by intrathymic gene transfer. Journal of Clinical Investigation. 115 (8), 2287-2295 (2005).
Tuckett, A. Z., et al. Image-guided intrathymic injection of multipotent stem cells supports life-long T cell immunity and facilitates targeted immunotherapy. Blood. 123 (18), 2797-2805 (2014).
Tuckett, A. Z., Thornton, R. H., O'Reilly, R. J., vanden Brink, M. R. M., Zakrzewski, J. L. Intrathymic injection of hematopoietic progenitor cells establishes functional T cell development in a mouse model of severe combined immunodeficiency. Journal of Hematology & Oncology. 10 (1), 109 (2017).
Hogan, B. V., Peter, M. B., Shenoy, H. G., Horgan, K., Hughes, T. A. Surgery induced immunosuppression. Surgeon. 9 (1), 38-43 (2011).
Blair-Handon, R., Mueller, K., Hoogstraten-Miller, S. An alternative method for intrathymic injections in mice. Laboratory Animals. 39 (8), 248-252 (2010).
Tuckett, A. Z., Zakrzewski, J. L., Li, D., vanden Brink, M. R., Thornton, R. H. Free-hand ultrasound guidance permits safe and efficient minimally invasive intrathymic injections in both young and aged mice. Ultrasound in Medicine and Biology. 41 (4), 1105-1111 (2015).
Küker, S., et al. The value of necropsy reports for animal health surveillance. BMC Veterinary Research. 14 (1), 191 (2018).
Sinclair, C., Bains, I., Yates, A. J., Seddon, B. Asymmetric thymocyte death underlies the CD4:CD8 T-cell ratio in the adaptive immune system. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 2905-2914 (2013).
Manna, S., Bhandoola, A. Intrathymic injection. Methods in Molecular Biology. 1323, 203-209 (2016).
de la Cueva, T., Naranjo, A., de la Cueva, E., Rubio, D. Refinement of intrathymic injection in mice. Laboratory Animals. 36 (5), 27-32 (2007).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

186

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated: