Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، يتم توضيح كيف يمكن استخدام نموذج إصابة الرأس المغلقة مستيقظا لفحص آثار إصابات الدماغ الرضحية الخفيفة المتكررة (r-mTBI) على اللدونة المشبكية في الحصين. يكرر النموذج السمات المهمة ل r-mTBI في المرضى ويستخدم جنبا إلى جنب مع الفيزيولوجيا الكهربية في المختبر .

Abstract

تعد إصابات الدماغ الرضحية الخفيفة (mTBIs) مشكلة صحية سائدة في أمريكا الشمالية. هناك ضغط متزايد لاستخدام نماذج صالحة بيئيا من mTBI مغلق الرأس في الإعداد قبل السريري لزيادة قابلية الترجمة إلى السكان السريريين. يستخدم نموذج الإصابة المغلقة مستيقظا (ACHI) مصطدم قشري معدل يتم التحكم فيه لإحداث إصابة مغلقة الرأس ، مما يؤدي إلى عجز سلوكي ذي صلة سريريا دون الحاجة إلى حج القحف أو استخدام مخدر.

لا تؤدي هذه التقنية عادة إلى الوفيات أو كسور الجمجمة أو نزيف الدماغ ، وهي أكثر اتساقا مع كونها إصابة خفيفة. في الواقع ، فإن الطبيعة المعتدلة لإجراء ACHI تجعله مثاليا للدراسات التي تبحث في mTBI المتكرر (r-mTBI). تشير الأدلة المتزايدة إلى أن r-mTBI يمكن أن يؤدي إلى إصابة تراكمية تنتج أعراضا سلوكية وتغيرات عصبية مرضية وتنكس عصبي. r-mTBI شائع في الشباب الذين يمارسون الرياضة ، وتحدث هذه الإصابات خلال فترة إعادة التنظيم المشبكي القوي والميالين ، مما يجعل السكان الأصغر سنا معرضين بشكل خاص للتأثيرات طويلة المدى ل r-mTBI.

علاوة على ذلك ، يحدث r-mTBI في حالات عنف الشريك الحميم ، وهي حالة لا يوجد لها سوى عدد قليل من تدابير الفحص الموضوعية. في هذه التجارب ، تم تقييم الوظيفة المشبكية في الحصين في الفئران اليافعة التي عانت من r-mTBI باستخدام نموذج ACHI. بعد الإصابات ، تم استخدام قطاعة الأنسجة لصنع شرائح الحصين لتقييم اللدونة المشبكية ثنائية الاتجاه في الحصين إما في 1 أو 7 أيام بعد r-mTBI. بشكل عام ، يوفر نموذج ACHI للباحثين نموذجا صالحا بيئيا لدراسة التغيرات في اللدونة المشبكية بعد mTBI و r-mTBI.

Introduction

تعد إصابات الدماغ الرضحية (TBI) مشكلة صحية كبيرة ، مع ~ 2 مليون حالة في كندا والولايات المتحدة كل عام 1,2. يؤثر TBI على جميع الفئات العمرية والأجناس وله معدل حدوث أكبر من أي مرض آخر ، بما في ذلك سرطان الثدي والإيدز ومرض باركنسون والتصلب المتعدد3. على الرغم من انتشار إصابات الدماغ الرضية ، إلا أن الفيزيولوجيا المرضية لا تزال غير مفهومة بشكل جيد ، وخيارات العلاج محدودة. ويرجع ذلك جزئيا إلى أن 85٪ من جميع إصابات الدماغ الرضية تصنف على أنها خفيفة (mTBI) ، وكان يعتقد سابقا أن mTBI لا ينتج سوى تغييرات سلوكية محدودة وعابرة مع عدم وجود عواقب نفسية عصبية طويلة المدى 4,5. من المسلم به الآن أن التعافي من mTBI يمكن أن يستغرق أسابيع إلى سنوات 5,6 ، مما يؤدي إلى حالات عصبية أكثر خطورة4 ، وأنه حتى التأثيرات "شبه الارتجاجية" المتكررة تؤثر على الدماغ7. هذا أمر ينذر بالخطر لأن الرياضيين في رياضات مثل الهوكي / كرة القدم لديهم >10 تأثيرات ارتجاج تحت الرأس لكل لعبة / جلسة تدريب7،8،9،10.

المراهقون لديهم أعلى معدل للإصابة ب mTBI ، وفي كندا ، سيسعى واحد من كل 10 مراهقين تقريبا للحصول على رعاية طبية لارتجاج مرتبط بالرياضة سنويا11,12. في الواقع ، يمكن أن يتسبب أي تأثير شبه ارتجاجي للرأس أو mTBI في تلف منتشر للدماغ ، وهذا يمكن أن يخلق أيضا حالة أكثر عرضة للإصابات اللاحقة و / أو الحالات العصبية الأكثر خطورة13،14،15،16،17. في كندا ، من المعترف به قانونا من خلال قانون روان أن الإصابة السابقة يمكن أن تزيد من تعرض الدماغ لمزيد من الإصابة18 ، لكن الفهم الميكانيكي ل r-mTBI لا يزال غير كاف على الإطلاق. ومع ذلك ، فمن الواضح أن الفرد و r-mTBI يمكن أن يؤثرا على القدرة على التعلم خلال سنوات الدراسة 19,20 ، ولها نتائج خاصة بالجنس 21,22,23,2 4 ، وتضعف القدرة المعرفية في وقت لاحق من الحياة16,25,26. في الواقع ، تربط تحليلات الأتراب بقوة r-mTBI في وقت مبكر من الحياة بالخرف في وقت لاحق في27,28. من المحتمل أيضا أن يرتبط r-mTBI بالاعتلال الدماغي الرضحي المزمن (CTE) ، والذي يتميز بتراكم بروتين تاو المفرط الفسفرة والضمور القشري التدريجي ويترسب به التهاب كبير27،29،30،31. على الرغم من أن الروابط بين r-mTBI و CTE مثيرة للجدل حاليا32 ، فإن هذا النموذج سيسمح باستكشافها بمزيد من التفصيل في بيئة ما قبل السريرية.

غالبا ما يوصف mTBI بأنه "إصابة غير مرئية" ، حيث يحدث داخل جمجمة مغلقة ويصعب اكتشافه حتى مع تقنيات التصوير الحديثة33,34. يجب أن يلتزم النموذج التجريبي الدقيق ل mTBI بمبدأين. أولا ، يجب أن يلخص القوى الميكانيكية الحيوية التي لوحظت عادة في السكان السريريين35. ثانيا ، يجب أن يحفز النموذج نتائج سلوكية غير متجانسة ، وهو أمر منتشر أيضا بشكل كبير في السكان السريريين36،37،38. في الوقت الحالي ، تميل غالبية النماذج قبل السريرية إلى أن تكون أكثر حدة ، بما في ذلك حج القحف ، وتقييد الرأس التجسيمي ، والتخدير ، والتأثيرات القشرية الخاضعة للرقابة (CCI) التي تنتج أضرارا هيكلية كبيرة وعجزا سلوكيا أكثر شمولا مما لوحظ عادةسريريا 33. مصدر قلق آخر مع العديد من النماذج قبل السريرية للارتجاج التي تنطوي على حج القحف هو أن هذا الإجراء نفسه يخلق التهابا في الدماغ ، وهذا يمكن أن يؤدي إلى تفاقم أعراض mTBI وعلم الأمراض العصبية من أي إصابة لاحقة39,40. يقدم التخدير أيضا العديد من الارتباك المعقد ، بما في ذلك تقليل الالتهاب41،42،43 ، وتعديل وظيفة الخلايا الدبقية الصغيرة 44 ، وإطلاق الغلوتامات 45 ، ودخول الكالسيوم2+ من خلال مستقبلات NMDA 46 ، والضغط داخل الجمجمة ، والتمثيل الغذائي الدماغي 47. يقدم التخدير أيضا الخلط عن طريق زيادة نفاذية حاجز الدم في الدماغ (BBB) ، وفرط فسفرة تاو ، ومستويات الكورتيكوستيرويد ، مع تقليل الوظيفة الإدراكية48،49،50،51. بالإضافة إلى ذلك ، تمثل الإصابات المنتشرة والمغلقة الرأس الغالبية العظمى من إصابات الدماغ الرضيةالسريرية 52. كما أنها تسمح للمرء بدراسة العديد من العوامل التي يمكن أن تؤثر على النتائج السلوكية بشكل أفضل ، بما في ذلك الجنس21 ، والعمر 53 ، والفاصل الزمني بين الإصابات15 ، والشدة54 ، وعدد الإصابات23.

اتجاه القوى المتسارعة / البطيئة (الرأسية أو الأفقية) هو أيضا اعتبار مهم للنتائج السلوكية والجزيئية. قارنت الأبحاث التي أجراها Mychasiuk وزملاؤه بين نموذجين من mTBI المنتشر مغلق الرأس: انخفاض الوزن (القوى الرأسية) والتأثير الجانبي (القوى الأفقية)55. كشفت كل من التحليلات السلوكية والجزيئية عن نتائج غير متجانسة تعتمد على النموذج والجنس بعد mTBI. وبالتالي ، فإن النماذج الحيوانية التي تساعد على تجنب العمليات الجراحية ، مع دمج القوى الخطية والدورانية ، هي أكثر تمثيلا للظروف الفسيولوجية التي تحدث فيها هذه الإصابات عادة33,56. تم إنشاء نموذج ACHI استجابة لهذه الحاجة ، مما يسمح بالحث السريع والقابل للتكرار ل mTBI في الفئران مع تجنب الإجراءات (أي التخدير) المعروفة بتحيز الاختلافات بين الجنسين57.

Protocol

تم تقديم الموافقة على جميع الإجراءات الحيوانية من قبل لجنة رعاية الحيوان بجامعة فيكتوريا وفقا لمعايير المجلس الكندي لرعاية الحيوان (CCAC). تم تربية جميع ذكور فئران Long-Evans في المنزل أو شراؤها (انظر جدول المواد).

1. ظروف السكن والتربية

  1. اسمح للحيوانات بالتأقلم مع بيئتها السكنية لمدة أسبوع واحد قبل الفطام في يوم ما بعد الولادة (PND) 21.
  2. الحفاظ على الفئران في قفص قياسي عند 22.5 درجة مئوية ± 2.5 درجة مئوية ، مع إمكانية الوصول إلى الطعام والماء ، في دورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة.
  3. قم بتجميع الحيوانات وإيوائها مع اثنين أو ثلاثة من رفقاء القمامة المتطابقين جنسيا وتعيينهم عشوائيا إما لظروف زائفة أو r-mTBI.
  4. نفذ جميع الإجراءات بين الساعة 7:30 صباحا و 11:30 مساء.

2. إعداد إجراء إصابة الرأس المغلق مستيقظا

  1. ضع 2.75 بوصة. وسادة إسفنجية منخفضة الكثافة (100 سم × 15 سم × 7 سم) أسفل جهاز الصدمة للسماح بحركة الرأس الدورانية.
    ملاحظة: كان لوسادة الرغوة ثابت زنبركي ~ 2500 نيوتن / م ولكن يمكن أن تتراوح بين 3100 و 5600 نيوتن / م58. لم يظهر مستوى الصلابة (منخفض ومتوسط ومرتفع) أنه ينبئ بنتيجةالإصابة 59. وسادة الرغوة هي مادة غير قابلة للاستهلاك. عادة ما يتم استبداله سنويا أو إذا كان متسخا أو تالفا.
  2. قم بتشغيل جهاز التأثير القشري المعدل (الشكل 1 أ) ، واضبط السرعة على 6 م / ث.
    ملاحظة: تم تصميم هذه المواصفات لاستنباط ضعف عصبي حاد في الفئران البالغة من العمر الأحداث والمراهقين والتي تشبه ميزات mTBI ، ولكن قد لا تكون هذه المعلمات مناسبة للحيوانات الأكبر سنا أو الأنواع الأخرى (مثل الفئران أو القوارض). لمراجعة معلمات ACHI الشائعة ، انظر60.

3. تحريض mTBI

  1. عندما تصل الفئران إلى PND 24 ، انقلها إلى غرفة الإجراءات حيث سيتم تنفيذ الإجراءات. تأكد من أن هذه الغرفة منفصلة عن بيئة السكن العادية.
  2. ضع الجرذ برفق في مخروط تقييد ، مع التأكد من أن الخطم والخياشيم قريبة من فتحة المخروط الصغيرة للسماح بالتهوية الكافية. استخدم مشبك شعر بلاستيكي لتثبيت المخروط مغلقا في الطرف الذيلي لمنع الحركة بمجرد وضع الجرذ في مخروط التقييد.
    1. استخدم درجات ضبط النفس لتسجيل امتثال الحيوانات أو تحملها لمخروط التقييد وإجراء ACHI.
      ملاحظة: يمكن استخدام درجة ضبط النفس كتقييم للإجهاد في الحيوانات. وبالتالي ، يمكن تطوير معايير الاستبعاد باستخدام درجة ضبط النفس لتقليل التباين بين الموضوعات التي تنشأ بسبب استجابة الإجهاد المفرطة.
      1. أعط درجة من 0 إلى 4 بناء على رغبة الحيوان في دخول المخروط وحركاته وأصواته. أعط درجة 0 إذا لم تكن هناك مقاومة لضبط النفس ، في حين أن الدرجة 1 تتوافق مع تحول الحيوان من 1 إلى 2x وقليل من النطق أو التلويح أو لا شيء. أعط درجة 2 إذا كان الحيوان قد تحول إلى 2-3x وأظهر بعض النطق أو التلوي. أعط درجة ضبط النفس 3 إذا كان الحيوان قد تحول إلى 5-10x ويظهر المزيد من الأصوات والالتواء. أخيرا ، أعط درجة 4 إذا تحول الحيوان إلى أكثر من 10 أضعاف مع النطق المتكرر والالتواء.
        ملاحظة: هذه المعلومات موجودة أيضا في ورقة الدرجات نفسها (الجدول التكميلي S1 والجدول التكميلي S2).
  3. أثناء تقييد الجرذ ، ضع الخوذة يدويا (الشكل 1 ب) فوق خط الوسط ، مع قرص الاستهداف فوق الفص الجداري الأيسر (الشكل 1 ج ، د).
  4. ضع الجرذ على وسادة الرغوة واضبط الصدمة يدويا على وضع التمديد. اخفض طرف جهاز الصدمة يدويا بحيث يتلامس مع قرص الاستهداف الموجود على الخوذة. اضبط جهاز الصدمة يدويا على وضع السحب لجعل جهاز الصدمة يسحب 10 مم فوق الخوذة.
  5. استخدم القرص الموجود على الذراع التجسيمي لخفض طرف التأثير بمقدار 10 مم بحيث يلامس قرص الاستهداف على الخوذة مرة أخرى. اقلب مفتاح التأثير بحيث يتم تسريع رأس الحيوان بسرعة لمدة 10 مم بسرعة 6 م / ث.
  6. بمجرد تنشيط الجهاز ، قم بإزالة الحيوان على الفور من مخروط ضبط النفس والمضي قدما في إجراء بروتوكول تقييم عصبي فوري (NAP).
    ملاحظة: بالنسبة للتجارب الحالية ، تم تكرار هذا البروتوكول ثماني مرات في المجموع على فترات 2 ساعة.

4. تحريض الإصابة الصورية

  1. اتبع جميع الإجراءات التجريبية كما هو موضح أعلاه في القسم 3 ولكن ضع الجرذ بجوار مسار مكبس التصادم ، لذلك لا يتم تسليم أي إصابة.

5. بروتوكول التقييم العصبي

ملاحظة: يمكن استخدام NAP لقياس مستوى الوعي ، وكذلك الأداء المعرفي والحسي الحركي.

  1. عند خط الأساس وبعد تحريض mTBI أو الإصابة الوهمية مباشرة ، قم بتقييم الفئران باستخدام NAP كما هو موضح في56،61. على طاولة ، ضع قفص منزل الفئران وقفص التعافي متباعدا 100 سم. قم بتوسيط عارضة التوازن بالتساوي أعلى كلا القفصين. بالإضافة إلى ذلك ، ضع منشفة مطوية أو توسيد إضافي أسفل عارضة التوازن.
  2. إذا لزم الأمر ، قم بتقييم مستوى الوعي. إذا كانت الحيوانات غير مستجيبة بعد mTBI ، فقم بتقييم انقطاع النفس (توقف التنفس) وأي تأخير في رد الفعل الصحيح باستخدام ساعة توقيت لتسجيل الوقت المستغرق للحيوان لاستئناف التنفس و / أو تصحيح نفسه من الاستلقاء إلى وضعية الانبطاح.
    ملاحظة: فقدان رد الفعل الصحيح وانقطاع النفس أمر نادر الحدوث مع نموذج ACHI ولكن يمكن ملاحظتهما أحيانا في الحيوانات اليافعة.
  3. تقييم الوظيفة المعرفية والحسية الحركية للفأر باستخدام التسلسل التالي من الاختبارات. إدارة هذه الاختبارات بسرعة متتالية بعد تقييم الوعي.
    ملاحظة: ينتج عن مجموع هذه الاختبارات الأربعة درجة إجمالية من 12 ، إذا لم يكن هناك عجز سلوكي ملحوظ. العجز ينتقص من هذه النتيجة.
    1. استجابة مفاجئة
      1. ضع الجرذ في قفص الاسترداد الفارغ وصفق بصوت عال (50 سم) فوق القفص. سجل استجابة الحيوان للضوضاء باستخدام نظام التسجيل التالي:
        3 = رد فعل مفاجئ سريع للصوت (على سبيل المثال ، حركة الأذن / تشنجات ، القفز ، تجميد الجسم كله).
        2 = رد فعل بطيء أو رد فعل تجميد طفيف للصوت.
        1 = حركات الأذن فقط لوحظت.
        0 = لا يوجد رد فعل على الصوت.
    2. تمديد الأطراف
      1. مع وضع العارضة (بطول 100 سم × عرض 2 سم × سمك 0.75 سم) أفقيا عبر منزل الجرذ وأقفاص التعافي ، التقط الجرذ من قاعدة الذيل وأمسكه بالقرب من العارضة. تأكد من أن الجرذ قريب بما يكفي ليتمكن من الإمساك به بسهولة. قم بتقييم قدرة الجرذ على تمديد كلا الطرفين إلى الحزمة باستخدام نظام التسجيل التالي:
        3 = التمديد الكامل لكل من الأطراف الأمامية ويمسك الحزمة.
        2 = يتم تمديد طرف واحد فقط.
        1 = تمديد أو تراجع متقطع للأطراف الأمامية.
        0 = الأطراف الأمامية يعرج / لا يوجد امتداد.
    3. شعاع المشي
      1. ضع الحيوان في وسط العارضة الأفقية عند علامة 50 سم التي تواجه قفص المنزل. تأكد من تباعد الحزمة بالتساوي بين قفص منزل الفئران وقفص الاسترداد (يوضع ~ 80 سم على حدة). السماح للفأر بالسير عبر الحزمة. تقييم قدرة الفئران على التوازن والمشي مع نظام التسجيل التالي:
        3 = يمشي بنجاح عبر العارضة بأقل من قدمين تنزلقان في غضون 10 ثوان.
        2 = يمشي بنجاح الحزمة ، ولكن لوحظ أكثر من زلتين للقدم.
        1 = حركة غير قاطرة ، حركة "سباحة".
        0 = غير قادر على المشي على طول العارضة أو غير قادر على التحرك في غضون 10 ثوان.
    4. شعاع دوار
      1. أعد وضع الجرذ في مركز العارضة ، مما يضمن توازن الجرذ. ارفع الشعاع 80 سم فوق منشفة أو سطح مبطن وابدأ في تدوير الشعاع يدويا بمعدل دوران واحد في الثانية لمدة 4 ثوان (إجمالي أربع دورات). قم بتقييم قدرة الجرذ على البقاء على الحزمة أثناء دورانها باستخدام نظام التسجيل التالي:
        3 = يبقى الجرذ على العارضة لجميع الدورات الأربعة.
        2 = يسقط الجرذ في الدورة الرابعة.
        1 = يسقط الجرذ في الدورة الثانية أو الثالثة.
        0 = يسقط الجرذ أثناء الدوران الأول.
  4. عند الانتهاء من NAP ، أعد mTBI والفئران الوهمية إلى أقفاصهم المنزلية. كرر حسب الضرورة لإجراءات r-mTBI. راقب رفاهية الحيوانات بعد الإصابات باستخدام قائمة مراجعة المراقبة من جانب القفص (الملف التكميلي 1). إذا كان هناك أي مؤشر على وجود شذوذ (أي درجة ليست N) أثناء المراقبة من جانب القفص ، فيجب أخذ درجة الألم الكاملة مع مقياس الألم وقائمة مراجعة المراقبة المتقدمة بعد تأثير الرأس (الملف التكميلي 2).

6. إعداد شريحة

ملاحظة: في الدراسة الحالية ، تم تقييم اللدونة المشبكية في الحيوانات بعد r-mTBI إما بعد 1 أو 7 أيام من mTBI. في هذه الأيام ، تم إحضار الحيوانات بشكل فردي إلى المختبر في أقفاص مغطاة قبل التضحية.

  1. قم بتبريد (-20 درجة مئوية) طوال الليل جميع الأدوات الجراحية (الشكل 2 أ) المطلوبة لصنع شرائح الحصين: مقص قياسي ، مقص تشريح ، ملقط ، رونجور ، ملاعق ، وكتلة تقشعر لها الأبدان.
    ملاحظة: لا ينبغي تبريد غراء الأنسجة وغرفة الحضانة.
  2. تحضير السائل النخاعي الاصطناعي (aCSF) الذي يحتوي على 125 mM كلوريد الصوديوم ، 2.5 mM KCl ، 1.25 mM NaHPO 4 ، 25 mM NaHCO 3 ، 2 mM CaCl 2 ،1.3 mM MgCl 2 ، و 10 mM سكر العنب (300 ± 10 mOsm ؛ درجة الحموضة 7.2-7.4).
    ملاحظة: يجب أن يكون الحل الرئيسي ل aCSF فقاعات باستمرار مع الكاربوجين (95٪ O 2/5٪ CO2) طوال مدة البروتوكول.
  3. قبل القتل الرحيم للحيوان (الخطوة 6.8) ، تحضير 12.5 مل من الأغاروز. قم بإذابة 0.25 جم من الأغاروز في 12.5 مل من محلول ملحي مخزن بالفوسفات (1x PBS) عن طريق وضعه في الميكروويف في أنبوب مخروطي سعة 50 مل بزيادات قدرها 10 ثوان.
  4. حافظ على الأغاروز دافئا (42 درجة مئوية) ورجه في صفيحة تسخين لمنعه من التصلب.
  5. قم بإعداد محطة تقطيع على الجليد ، بما في ذلك طبق بتري ودورق صغير (50 مل) مملوء ب aCSF بارد (4 درجات مئوية) وطبق بتري مقلوب مع قطعة من ورق الترشيح المبلل في الأعلى (الشكل 2 أ). قم باستمرار بفقاعات aCSF في الدورق الصغير مع الكاربوجين.
  6. قم بتسخين حمام الماء إلى 32 درجة مئوية. املأ غرفة الاسترداد ب aCSF وفقاعة باستمرار بالكربوجين (الشكل 2 ب).
  7. نقل الحيوان إلى غرفة التجارب.
  8. تخدير الحيوان باستخدام 5٪ إيزوفلوران كمستنشق (حتى عدم وجود منعكس انسحاب) ثم قطع رأسه بسرعة باستخدام مقصلة صغيرة.
  9. تشريح الدماغ من الجمجمة في طبق بتري المملوء بالثلج البارد (4 درجات مئوية) aCSF ، مع إمساك الجمجمة المغمورة في aCSF للمساعدة في تبريد الأنسجة بسرعة.
    ملاحظة: يتطلب هذا الإجراء عادة أقل من 5 دقائق ، لكن سرعة إزالة الدماغ ليست عاملا حاسما إذا كان الدماغ مغمورا في السائل الدماغي الشوكي المبرد.
  10. ضع الدماغ في دورق صغير من السائل الدماغي الشوكي المبرد والكربوجيني لتنظيف العينة وتبريدها.
  11. انقل الدماغ إلى طبق بتري المقلوب وضعه على ورق الترشيح. استخدم مشرطا حادا لإزالة المخيخ وقشرة الفص الجبهي "لمنع" الدماغ. افصل بين نصفي الكرة الأرضية عن طريق قطع خط الوسط للدماغ.
    ملاحظة: يتم تنفيذ البروتوكول التالي نصف الكرة الأرضية واحد في كل مرة. من الضروري أن يظل نصف الكرة الذي لا يتم تحضيره حاليا مغمورا في دورق من aCSF المتجمد (4 درجات مئوية).
  12. لإنشاء شرائح الحصين المستعرضة ، ضع نصف الكرة على السطح الإنسي. قم بإمالة شفرة المشرط عند ~ 30 درجة إلى الداخل وإزالة شريحة رقيقة من السطح الظهري للدماغ لتوفير سطح مستو للدماغ ليتم تركيبه على المكبس الذي تستخدمه القطاعة. اقلب الدماغ على السطح الظهري وامسح المنديل برفق على ورق الترشيح الجاف لإزالة أي عامل ضغط تحفيزي كحولي زائد. باستخدام الغراء cyanoacrylate ، قم بتوصيل السطح الظهري للدماغ بالمكبس ، تاركا السطح البطني في وضع مستقيم.
    ملاحظة: تأكد من أن الغراء لا يمر على حافة المكبس ، لأن ذلك سيؤدي إلى التصاق الأنبوب المعدني المستخدم لاحتواء الأغاروز ومنع حركة المكبس.
  13. قم بتمديد الأنبوب الخارجي للمكبس فوق الدماغ وصب الأغاروز السائل في الأنبوب حتى يتم تغطية الدماغ بالكامل. قم بتقوية الأغاروز بسرعة عن طريق تثبيت كتلة تقشعر لها الأبدان فوق أنبوب المكبس (الشكل 2 أ).
  14. ضع المكبس في حجرة القطاعة وقم بتأمين الحجرة بمسمار. ثبت الشفرة وأضف aCSF المثلج والمؤكسج إلى حجرة القطاعة.
  15. على القطاعة (الشكل 2 ب) ، اضبط سرعة القطع على 4 ، والتذبذب على 6 ، وقم بتبديل مفتاح التقطيع المستمر / الفردي إلى مستمر. ابدأ بالدفع لبدء تقسيم الدماغ عند 400 ميكرومتر.
  16. عندما تقسم القطاعة الدماغ ، استخدم ماصة باستور ذات قطر كبير لنقل كل شريحة إلى حمام التعافي من aCSF المؤكسج كما هو مقسم (الشكل 2C).
    ملاحظة: عند قطع كل شريحة ، يمكن وضعها بالتتابع في الآبار المختلفة لحمام الاسترداد. ينتج هذا البروتوكول عادة ما بين ست وثماني شرائح ، تحتوي على الحصين لكل نصف الكرة الأرضية. يمكن استخدام أطلس الفئران62 لتحديد الوضع الظهري البطني للشرائح الفردية في دماغ الفئران.
  17. دع الشرائح تتعافى عند 32 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة ثم اتركها لتتعافى لمدة 30 دقيقة إضافية في درجة حرارة الغرفة (23 درجة مئوية).
  18. كرر هذه الخطوات لإنشاء شرائح من نصف الكرة الثاني.

7. الفيزيولوجيا الكهربية الميدانية

ملاحظة: للحصول على تسجيلات المجال خارج الخلية من التلفيف المسنن (DG) ، قم بتنفيذ الخطوات التالية. بعد التعافي لمدة 60 دقيقة ، تكون شرائح الحصين الفردية جاهزة للتسجيلات الميدانية خارج الخلية.

  1. باستخدام مجتذب ماصة دقيقة متاح تجاريا ، اسحب أقطاب التسجيل (1-2 MΩ) من الشعيرات الدموية الزجاجية البورسليكات 10 سم بقطر خارجي 1.5 مم وقطر داخلي 1.1 مم.
    ملاحظة: يجب أن يكون لقطب التسجيل مقاومة ~ 1 MΩ ويجب أن يكون حجم الأطراف ~ 1 مم. الاتساق في معلمات القطب مهم للتسجيلات الجيدة.
  2. قم بتشغيل الكمبيوتر والمعدات التي سيتم استخدامها للتسجيلات: مكبر الصوت ، ومحول الأرقام ، والمحفز ، والمعالج الدقيق ، ومنظم درجة الحرارة ، وضوء المجهر ، ومضخة التفريغ.
  3. املأ دورقا ب aCSF وقم بتوصيله بنظام تروية يتم التحكم فيه بالجاذبية. افتح صمام aCSF على نظام التروية لبدء تدفق السائل الدماغي النخاعي عبر حجرة التروية. حافظ على معدل تدفق يبلغ حوالي قطرة واحدة أو اثنتين / ثانية أو 2 مل / دقيقة. كربوجينات aCSF باستمرار طوال مدة التسجيلات الكهربية.
    ملاحظة: من الضروري الحفاظ على معدل تنقيط ثابت ل aCSF الكربوجيني أثناء التسجيلات الميدانية. من الضروري أيضا أن يكون القطب المرجعي مغمورا بالكامل في aCSF.
  4. استخدم ماصة باستور لنقل شريحة الحصين من حمام الاسترداد إلى غرفة التروية التي تتخلل باستمرار مع السائل الدماغي الشوكي الكربوجيني ويتم الحفاظ عليها عند 30 ± 0.5 درجة مئوية. قم بتوجيه شريحة الدماغ بحيث يكون التلفيف المسنن وطبقة الخلايا الحبيبية مرئية في مجال الرؤية. ثبت الشريحة بأوزان الأسلاك المثنية. بدء تشغيل برنامج الكمبيوتر للحصول على البيانات.
    ملاحظة: قد يكون من المفيد إيقاف تشغيل مضخة التفريغ أثناء هذه الخطوة للسماح بالتلاعب الحر بالأنسجة. يجب أن يتم ذلك بسرعة لأن الكثير من التلاعب يمكن أن يتلف الأنسجة. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أن تفيض غرفة التروية ب aCSF إذا استغرق ذلك الكثير من الوقت. بمجرد توجيه الأنسجة بشكل صحيح واستقرارها ، قم بتشغيل مضخة التفريغ.
  5. استخدم مجهرا مستقيما لتصور DG ببصريات مائلة. ضع قطبا محفزا ثنائي القطب متحد المركز لتنشيط ألياف المسار المثقوب الإنسي (MPP) في الثلث الأوسط من الطبقة الجزيئية. بعد ذلك ، ضع ماصة زجاجية صغيرة مملوءة ب aCSF في MPP (الشكل 3A ، B). ابدأ بالأقطاب الكهربائية بعيدا عن بعضها البعض (أي القطب المنجذب بالقرب من CA3 وقطب التسجيل فوق جنس DG مباشرة) ، لأن لمس الأنسجة سيؤدي إلى تلف الألياف.
    ملاحظة: على النحو الأمثل ، يجب أن تكون جميع التسجيلات على أقطاب كهربائية موضوعة على مسافة متساوية من طبقة الخلية ، على بعد 200 ميكرومتر تقريبا.
  6. بمجرد وضع أقطاب التحفيز والتسجيل ، تصور استجابات المجال المثارة باستخدام مكبر للصوت ومحول رقمي وبرنامج تسجيل.
  7. للعثور على إمكانات استثارة المجال المناسبة بعد المشبكي (fEPSP) ، قم بتحفيز الأنسجة بنبضات تيار 0.12 مللي ثانية عند 0.2 هرتز (كل 5 ثوان) عندما يكون المستخدم بارعا في العثور على الاستجابات ، أو عند 0.067 هرتز (كل 15 ثانية) للمستخدمين الأقل كفاءة لتجنب الإفراط في التحفيز. تأكد من أن fEPSP لها سعة لا تقل عن 0.7 مللي فولت مع كرة ألياف شفافة أصغر من fEPSP.
    ملاحظة: من الأهمية بمكان وضع كلا القطبين على مسافة متساوية من طبقة الخلية للحصول على استجابات مجال قصوى ومتباعدة بما يكفي (أي ~ 200 ميكرومتر) لتوليد كرة ألياف صغيرة. قد تساعد التعديلات الصغيرة في موضع القطب في تعزيز سعة الاستجابة ، على الرغم من أنه يجب الاحتفاظ بها إلى الحد الأدنى لتجنب تلف الأنسجة.
  8. حدد السعة القصوى ل fEPSP عن طريق زيادة شدة التحفيز ثم اضبط شدة المحاكاة بحيث يكون fEPSP عند 70٪ من السعة القصوى.
    ملاحظة: تم تعيين السعة القصوى على 70٪ لدراسات الاكتئاب طويلة المدى (LTD) و 50٪ لدراسات التقوية طويلة المدى (LTP). يتم تحديد السعة القصوى عن طريق ضبط قوة التحفيز حتى يتوقف fEPSP عن زيادة السعة. بالنسبة ل fEPSP بسعة قصوى تبلغ 2 مللي فولت ، سيتم بعد ذلك تعديل حجم الاستجابة إلى 1.4 مللي فولت لدراسات LTD و 1.0 مللي فولت لدراسات LTP ، لإتاحة مساحة ل fEPSP لخفض أو تحفيز (على التوالي).
  9. قم بإنشاء خط أساس ثابت للتكييف المسبق لمدة 20 دقيقة مع نبضات 0.12 مللي ثانية يتم تسليمها عند 0.067 هرتز. لكي تعتبر الشرائح مستقرة، ابحث عن تباين بنسبة <10٪ في الميل الأولي ل fEPSP ولميل الخط الأكثر ملاءمة من خلال منحدرات fEPSP المرسومة ليكون <0.5. تابع الخطوات التالية للتسجيل عندما يتم التحقق من استقرار EPSPs لمدة 20 دقيقة.
    ملاحظة: يمكن إضافة مضادات مستقبلات مختلفة إلى aCSF لمنع أو تعزيز LTD و LTP. إذا لزم الأمر ، تأكد من تعرض الشرائح لهذه العوامل الدوائية خلال فترة خط الأساس هذه وأن متطلبات التسجيلات المستقرة قد تم الوفاء بها. للحصول على أمثلة، انظر63،64،65.
  10. أولا ، حدد التغيرات في الخصائص المشبكية الأساسية باستخدام محفزات النبضة المزدوجة وعن طريق بناء منحنيات المدخلات والمخرجات للتحفيز والاستجابة. بالنسبة لاختبار النبض المزدوج ، قم بتطبيق سلسلة من النبضات المقترنة بفاصل نبضي يبلغ 50 مللي ثانية عند 0.033 هرتز. بالنسبة لمنحنيات المدخلات والمخرجات ، قم بتطبيق سلسلة (10) من شدة التحفيز المتزايدة (0.0-0.24 مللي ثانية) عند 0.033 هرتز لرسم تغيير حجم استجابة fEPSP.
  11. لدراسة LTD التي تعتمد بشكل أساسي على تنشيط مستقبلات CB164,66 ، استخدم بروتوكول 10 هرتز (6,000 نبضة عند 10 هرتز). يستغرق هذا البروتوكول 10 دقائق لإدارته.
  12. بالنسبة لتسجيلات التكييف اللاحق، استأنف استخدام التحفيز أحادي النبضة (0.12 مللي ثانية بتردد 0.067 هرتز) لمدة 60 دقيقة إضافية.
  13. بعد تسجيل التكييف اللاحق ، قم مرة أخرى بإدارة محفزات النبض المزدوج ، متبوعة بمنحنى الإدخال والمخرجات. قارنها بالتسجيلات الأساسية لمراقبة التغيرات في خصائص الإطلاق قبل المشبكي والمساعدة في تقييم صحة الشريحة للتسجيلات طويلة المدى.
  14. أثناء التحليل ، كن متحفظا والتزم بمعايير الاستبعاد عند تحديد ما إذا كان يجب الاحتفاظ بالبيانات من الشرائح الفردية في مجموعة بيانات اللدونة المشبكية. استبعد الشرائح التي تعرض ميلادرا كبيرا في خط من أفضل ملاءمة لمنحدرات fEPSP أثناء خط أساس التهيئة المسبقة (الميل >0.5)، عدم الاستقرار في خط أساس التهيئة المسبقة (>تغير 10٪)، أو عدم الاستقرار في فترة التكييف اللاحق (الميل >1.5 في 50-60 دقيقة من التكييف اللاحق).

النتائج

يعد نموذج إصابة الرأس المغلق مستيقظا طريقة قابلة للتطبيق لإحداث r-mTBI في الفئران اليافعة. لم تظهر الفئران المعرضة ل r-mTBI مع نموذج ACHI عجزا سلوكيا علنيا. لم يظهر الأشخاص في هذه التجارب زمن انتقال إلى اليمين أو انقطاع النفس في أي وقت أثناء إجراء r-mTBI ، مما يشير إلى أن هذا كان بالفعل إجراء TBI خفيفا. ...

Discussion

استخدمت معظم الأبحاث قبل السريرية نماذج من mTBI لا تلخص القوى الميكانيكية الحيوية التي شوهدت في السكان السريريين. هنا ، يظهر كيف يمكن استخدام نموذج ACHI للحث على r-mTBIs في الفئران اليافعة. يتمتع هذا النموذج المغلق الرأس من r-mTBI بمزايا كبيرة مقارنة بالإجراءات الأكثر توغلا. أولا ، لا يسبب ACHI عادة ك?...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.

Acknowledgements

نشكر جميع أعضاء مختبر كريستي في جامعة فيكتوريا ، في الماضي والحاضر ، على مساهماتهم في تطوير هذا البروتوكول. تم دعم هذا المشروع بتمويل من المعاهد الكندية للبحوث الصحية (CIHR: FRN 175042) و NSERC (RGPIN-06104-2019). تم إنشاء رسم الجمجمة الشكل 1 باستخدام BioRender.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
3D-printed helment Designed and constructed by Christie laboratory (See Specifications in Christie et al. (2019), Current Protocols in Neuroscience) 
Agarose Fisher Scientific (BioReagents)BP160500
Anesthesia chamberHome MadeN/APlexiglass Container
Automatic Heater ControllerWarner ElectricTC-324B
Axon DigidataMolecular Devices1440ALow-noise Data Acquisition System
Balance beam Can be constructed or purchased (100 cm long x 2 cm wide x 0.75 cm thick)
Calcium ChlorideBio Basic Canada Inc. CD0050For aCSF
CameraDage MTINC-70
Carbogen tankPraxairMM OXCD5C-KCarbon Dioxide 5%, Oxygen 95%
Clampex SoftwareMolecular DevicesClampex 10.5 Version
Compresstome Vibrating MicrotomePrecisionaryVF 310-0Z
Concentric Bipolar ElectrodeFHC Inc.CBAPC75
Dextrose (D-Glucose)Fisher Scientific (Chemical)D16-3aCSF
Digital Stimulus Isolation Amplifier  Getting Instruments, Inc. Model 4D
Disodium PhosphateFisher Scientific (Chemical)S373-500PBS
Dissection Tools
Feather Double Edge BladeElectron Microscopy Sciences72002-10
Filter PaperWhatman 11001-055
Flaming/Brown Micropipette PullerSutter InstrumentP-1000
Hair Claw ClipCan be obtained from any department store
Home and Recovery CagesNormal rat cages from animal care unit.
Hum Bug Noise EliminatorQuest Scientific 726300
Isoflurane USPFresenius KabiCP0406V2
Isotemp 215 Digital Water BathFisher Scientific 15-462-15
Leica Impact One CCI unitLeica BiosystemsTip is modified to hold 7mm rubber impact tip
Long-Evans rats, maleCharles River Laboratories (St. Constant, PQ)
Low-Density Foam Pad3" polyurethane foam sheet 
Magnesium ChlorideFisher Scientific (Chemical)M33-500aCSF
Male Long Evans RatsCharles River LaboratoriesAnimals ordered from Charles River Laboratories, or pups bred at the University of Victoria
MultiClamp 700B AmplifierMolecular DevicesModel 700B
pH Test StripsVWR Chemicals BDHBDH83931.601
Potassium ChlorideFisher Scientific (Chemical)P217-500aCSF, PBS
Potassium PhosphateSigmaP9791-500GPBS
Push Button ControllerSiskiyou Corporation MC1000eFour-axis Closed Loop Controller Push-Button
Sample DiscsELITechGroupSS-033For use with Vapor Pressure Osmometer
Small towel
Sodium BicarbonateFisher Scientific (Chemical)S233-500aCSF
Sodium ChlorideFisher Scientific (Chemical)S271-3For aCSF, PBS
Sodium PhosphateFisher Scientific (Chemical)S369-500aCSF
Soft Plastic Restraint ConesBraintree Scientificmodel DC-200
StopwatchMany lab members use their iPhone for this
Table or large cart with raised edges For NAP and ACHI
Thin Wall Borosilicate Glass (with Filament)Sutter InstrumentBF150-110-10Outside diameter: 1.5 mm; Inside diameter: 1.10 mm; Length: 10 cm
Upright MicroscopeOlympusOlympus BX5OWI5x MPlan 0.10 NA Objective lens
Vapor Pressure OsmometerVaproModel 5600aCSF should be 300-310 mOSM
Vetbond Tissue Adhesive3M1469SB
Vibraplane Vibration Isolation TableKinetic Systems9101-01-45

References

  1. Fu, T. S., Jing, R., McFaull, S. R., Cusimano, M. D. Health & economic burden of traumatic brain injury in the emergency department. Canadian Journal of Neurological Sciences. 43 (2), 238-247 (2016).
  2. Chen, C., Peng, J., Sribnick, E., Zhu, M., Xiang, H. Trend of age-adjusted rates of pediatric traumatic brain injury in US emergency departments from 2006 to 2013. International journal of environmental research and public health. 15 (6), 1171 (2018).
  3. Prins, M., Greco, T., Alexander, D., Giza, C. C. The pathophysiology of traumatic brain injury at a glance. Disease Models & Mechanisms. 6 (6), 1307-1315 (2013).
  4. Mayer, A. R., Quinn, D. K., Master, C. L. The spectrum of mild traumatic brain injury: a review. Neurology. 89 (6), 623-632 (2017).
  5. Kara, S., et al. Less than half of patients recover within 2 weeks of injury after a sports-related mild traumatic brain injury: a 2-year prospective study. Clinical Journal of Sport Medicine. 30 (2), 96-101 (2020).
  6. Chung, A. W., Mannix, R., Feldman, H. A., Grant, P. E., Im, K. Longitudinal structural connectomic and rich-club analysis in adolescent mTBI reveals persistent, distributed brain alterations acutely through to one year post-injury. arXiv. , (2019).
  7. Crisco, J. J., et al. Frequency and location of head impact exposures in individual collegiate football players. Journal of Athletic Training. 45 (6), 549-559 (2010).
  8. Wilcox, B. J., et al. Head impact exposure in male and female collegiate ice hockey players. Journal of Biomechanics. 47 (1), 109-114 (2014).
  9. Daniel, R. W., Rowson, S., Duma, S. M. Head impact exposure in youth football. Annals of Biomedical Engineering. 40 (4), 976-981 (2012).
  10. Snowden, T., et al. Heading in the right direction: a critical review of studies examining the effects of heading in soccer players. Journal of Neurotrauma. 38 (2), 169-188 (2021).
  11. Zemek, R. L., et al. Annual and seasonal trends in ambulatory visits for pediatric concussion in Ontario between 2003 and 2013. The Journal of Pediatrics. 181, 222-228 (2017).
  12. Zhang, A. L., Sing, D. C., Rugg, C. M., Feeley, B. T., Senter, C. The rise of concussions in the adolescent population. Orthopaedic Journal of Sports Medicine. 4 (8), (2016).
  13. Broglio, S. P., Eckner, J. T., Paulson, H. L., Kutcher, J. S. Cognitive decline and aging: the role of concussive and subconcussive impacts. Exercise and Sport Sciences Reviews. 40 (3), 138 (2012).
  14. Greco, T., Ferguson, L., Giza, C., Prins, M. Mechanisms underlying vulnerabilities after repeat mild traumatic brain injuries. Experimental Neurology. 317, 206-213 (2019).
  15. Longhi, L., et al. Temporal window of vulnerability to repetitive experimental concussive brain injury. Neurosurgery. 56 (2), 364-374 (2005).
  16. Snowden, T. M., Hinde, A. K., Reid, H. M., Christie, B. R. Does mild traumatic brain injury increase the risk for dementia? A systematic review and meta-analysis. Journal of Alzheimer's Disease. 78 (2), 757-775 (2020).
  17. Guskiewicz, K. M., et al. Association between recurrent concussion and late-life cognitive impairment in retired professional football players. Neurosurgery. 57 (4), 719-726 (2005).
  18. McCradden, M. D., Cusimano, M. D. Staying true to Rowan's Law: how changing sport culture can realize the goal of the legislation. Canadian Journal of Public Health. 110 (2), 165-168 (2019).
  19. Carson, J. D., et al. Premature return to play and return to learn after a sport-related concussion: physician's chart review. Canadian Family Physician. 60 (6), 310-315 (2014).
  20. McClincy, M. P., Lovell, M. R., Pardini, J., Collins, M. W., Spore, M. K. Recovery from sports concussion in high school and collegiate athletes. Brain Injury. 20 (1), 33-39 (2006).
  21. Covassin, T., Savage, J. L., Bretzin, A. C., Fox, M. E. Sex differences in sport-related concussion long-term outcomes. International Journal of Psychophysiology. 132, 9-13 (2018).
  22. Frommer, L., et al. Sex differences in concussion symptoms of high school athletes. Journal of Athletic Training. 46 (1), 76-84 (2011).
  23. Wright, D., O'Brien, T., Shultz, S. R., Mychasiuk, R. Sex matters: Repetitive mild traumatic brain injury in adolescent rats. Annals of Clinical and Translational Neurology. 4 (9), 640-654 (2017).
  24. Stone, S., Lee, B., Garrison, J. C., Blueitt, D., Creed, K. Sex differences in time to return-to-play progression after sport-related concussion. Sports Health. 9 (1), 41-44 (2017).
  25. Cunningham, J., Broglio, S. P., O'Grady, M., Wilson, F. History of sport-related concussion and long-term clinical cognitive health outcomes in retired athletes: a systematic review. Journal of Athletic Training. 55 (2), 132-158 (2020).
  26. Montenigro, P. H., et al. Cumulative head impact exposure predicts later-life depression, apathy, executive dysfunction, and cognitive impairment in former high school and college football players. Journal of Neurotrauma. 34 (2), 328-340 (2017).
  27. Lee, E. B., et al. Chronic traumatic encephalopathy is a common co-morbidity, but less frequent primary dementia in former soccer and rugby players. Acta Neuropathologica. 138 (3), 389-399 (2019).
  28. Di Virgilio, T. G., et al. Evidence for acute electrophysiological and cognitive changes following routine soccer heading. EBioMedicine. 13, 66-71 (2016).
  29. Cherry, J. D., et al. Microglial neuroinflammation contributes to tau accumulation in chronic traumatic encephalopathy. Acta Neuropathologica Communications. 4 (1), 1-9 (2016).
  30. Smith, D. H., Johnson, V. E., Stewart, W. Chronic neuropathologies of single and repetitive TBI: substrates of dementia. Nature Reviews Neurology. 9 (4), 211 (2013).
  31. Coughlin, J. M., et al. Neuroinflammation and brain atrophy in former NFL players: an in vivo multimodal imaging pilot study. Neurobiology of Disease. 74, 58-65 (2015).
  32. Wu, L., et al. Repetitive mild closed head injury in adolescent mice is associated with impaired proteostasis, neuroinflammation, and tauopathy. Journal of Neuroscience. 42 (12), 2418-2432 (2022).
  33. Shultz, S. R., et al. The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: translational challenges and strategies. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).
  34. Sharp, D. J., Jenkins, P. O. Concussion is confusing us all. Practical Neurology. 15 (3), 172-186 (2015).
  35. Chen, Y., Huang, W., Constantini, S. The differences between blast-induced and sports-related brain injuries. Frontiers in Neurology. 4, 119 (2013).
  36. Collins, M. W., Kontos, A. P., Reynolds, E., Murawski, C. D., Fu, F. H. A comprehensive, targeted approach to the clinical care of athletes following sport-related concussion. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 22 (2), 235-246 (2014).
  37. Hiploylee, C., et al. Longitudinal study of postconcussion syndrome: not everyone recovers. Journal of Neurotrauma. 34 (8), 1511-1523 (2017).
  38. Rabinowitz, A. R., Fisher, A. J. Person-specific methods for characterizing the course and temporal dynamics of concussion symptomatology: a pilot study. Scientific Reports. 10 (1), 1-9 (2020).
  39. Shultz, S. R., et al. Tibial fracture exacerbates traumatic brain injury outcomes and neuroinflammation in a novel mouse model of multitrauma. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 35 (8), 1339-1347 (2015).
  40. McDonald, S. J., Sun, M., Agoston, D. V., Shultz, S. R. The effect of concomitant peripheral injury on traumatic brain injury pathobiology and outcome. Journal of Neuroinflammation. 13 (1), 1-14 (2016).
  41. Statler, K. D., et al. Isoflurane exerts neuroprotective actions at or near the time of severe traumatic brain injury. Brain Research. 1076 (1), 216-224 (2006).
  42. Rowe, R. K., et al. Using anesthetics and analgesics in experimental traumatic brain injury. Lab Animal. 42 (8), 286-291 (2013).
  43. Luh, C., et al. Influence of a brief episode of anesthesia during the induction of experimental brain trauma on secondary brain damage and inflammation. PLoS One. 6 (5), 19948 (2011).
  44. Madry, C., et al. Microglial ramification, surveillance, and interleukin-1β release are regulated by the two-pore domain K+ channel THIK-1. Neuron. 97 (2), 299-312 (2018).
  45. Patel, P. M., Drummond, J. C., Cole, D. J., Goskowicz, R. L. Isoflurane reduces ischemia-induced glutamate release in rats subjected to forebrain ischemia. The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 82 (4), 996-1003 (1995).
  46. Gray, J. J., Bickler, P. E., Fahlman, C. S., Zhan, X., Schuyler, J. A. Isoflurane neuroprotection in hypoxic hippocampal slice cultures involves increases in intracellular Ca2+ and mitogen-activated protein kinases. The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 102 (3), 606-615 (2005).
  47. Flower, O., Hellings, S. Sedation in traumatic brain injury. Emergency Medicine International. 2012, 637171 (2012).
  48. Wagner, M., Ryu, Y. K., Smith, S. C., Mintz, C. D. Effects of anesthetics on brain circuit formation. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 26 (4), 358 (2014).
  49. Leikas, J. V., et al. Brief isoflurane anesthesia regulates striatal AKT-GSK3β signaling and ameliorates motor deficits in a rat model of early-stage Parkinson′ s disease. Journal of Neurochemistry. 142 (3), 456-463 (2017).
  50. Turek, Z., Sykora, R., Matejovic, M., Cerny, V. Anesthesia and the microcirculation. in Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. , 249-258 (2009).
  51. Yang, S., et al. Anesthesia and surgery impair blood-brain barrier and cognitive function in mice. Frontiers in Immunology. 8, 902 (2017).
  52. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  53. Mannix, R., et al. Adolescent mice demonstrate a distinct pattern of injury after repetitive mild traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 34 (2), 495-504 (2017).
  54. Viano, D. C., Hamberger, A., Bolouri, H., Säljö, A. Evaluation of three animal models for concussion and serious brain injury. Annals of Biomedical Engineering. 40 (1), 213-226 (2012).
  55. Mychasiuk, R., Hehar, H., Candy, S., Ma, I., Esser, M. J. The direction of the acceleration and rotational forces associated with mild traumatic brain injury in rodents effect behavioural and molecular outcomes. Journal of Neuroscience Methods. 257, 168-178 (2016).
  56. Christie, B. R., et al. A rapid neurological assessment protocol for repeated mild traumatic brain injury in awake rats. Current Protocols in Neuroscience. 89 (1), 80 (2019).
  57. Buchanan, F. F., Myles, P. S., Leslie, K., Forbes, A., Cicuttini, F. Gender and recovery after general anesthesia combined with neuromuscular blocking drugs. Anesthesia & Analgesia. 102 (1), 291-297 (2006).
  58. Zhang, L., Gurao, M., Yang, K. H., King, A. I. Material characterization and computer model simulation of low density polyurethane foam used in a rodent traumatic brain injury model. Journal of Neuroscience Methods. 198 (1), 93-98 (2011).
  59. Kikinis, Z., et al. Diffusion imaging of mild traumatic brain injury in the impact accelerated rodent model: A pilot study. Brain Injury. 31 (10), 1376-1381 (2017).
  60. Talty, C. -. E., Norris, C., VandeVord, P. Defining experimental variability in actuator-driven closed head impact in rats. Annals of Biomedical Engineering. 50 (10), 1187-1202 (2022).
  61. Meconi, A., et al. Repeated mild traumatic brain injury can cause acute neurologic impairment without overt structural damage in juvenile rats. Plos One. 13 (5), (2018).
  62. Zilles, K. . The Cortex of the Rat: a Stereotaxic Atlas. , (2012).
  63. Fontaine, C. J., et al. Impaired bidirectional synaptic plasticity in juvenile offspring following prenatal ethanol exposure. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 43 (10), 2153-2166 (2019).
  64. Fontaine, C. J., et al. Endocannabinoid receptors contribute significantly to multiple forms of long-term depression in the rat dentate gyrus. Learning & Memory. 27 (9), 380-389 (2020).
  65. Grafe, E. L., Wade, M. M., Hodson, C. E., Thomas, J. D., Christie, B. R. Postnatal choline supplementation rescues deficits in synaptic plasticity following prenatal ethanol exposure. Nutrients. 14 (10), 2004 (2022).
  66. Peñasco, S., et al. Intermittent ethanol exposure during adolescence impairs cannabinoid type 1 receptor-dependent long-term depression and recognition memory in adult mice. Neuropsychopharmacology. 45 (2), 309-318 (2020).
  67. Cole, J. T., et al. Craniotomy: true sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  68. Long, R. P., et al. Repeated isoflurane exposures impair long-term potentiation and increase basal GABAergic activity in the basolateral amygdala. Neural Plasticity. 2016, (2016).
  69. Meehan, W. P., Mannix, R. C., O'Brien, M. J., Collins, M. W. The prevalence of undiagnosed concussions in athletes. Clinical Journal of Sport Medicine. 23 (5), 339 (2013).
  70. Moore, R. D., Lepine, J., Ellemberg, D. The independent influence of concussive and sub-concussive impacts on soccer players' neurophysiological and neuropsychological function. International Journal of Psychophysiology. 112, 22-30 (2017).
  71. Peltonen, K., et al. On-field signs of concussion predict deficits in cognitive functioning: Loss of consciousness, amnesia, and vacant look. Translational Sports Medicine. 3 (6), 565-573 (2020).
  72. Kontos, A. P., Sufrinko, A., Sandel, N., Emami, K., Collins, M. W. Sport-related concussion clinical profiles: clinical characteristics, targeted treatments, and preliminary evidence. Current Sports Medicine Reports. 18 (3), 82-92 (2019).
  73. Eisenberg, M. A., Meehan, W. P., Mannix, R. Duration and course of post-concussive symptoms. Pediatrics. 133 (6), 999-1006 (2014).
  74. Mychasiuk, R., Farran, A., Esser, M. J. Assessment of an experimental rodent model of pediatric mild traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 31 (8), 749-757 (2014).
  75. Malkesman, O., Tucker, L. B., Ozl, J., McCabe, J. T. Traumatic brain injury-modeling neuropsychiatric symptoms in rodents. Frontiers in Neurology. 4, 157 (2013).
  76. Shultz, S. R., MacFabe, D. F., Foley, K. A., Taylor, R., Cain, D. P. A single mild fluid percussion injury induces short-term behavioral and neuropathological changes in the Long-Evans rat: Support for an animal model of concussion. Behavioural Brain Research. 224 (2), 326-335 (2011).
  77. Sorge, R. E., et al. Olfactory exposure to males, including men, causes stress and related analgesia in rodents. Nature Methods. 11 (6), 629-632 (2014).
  78. van Driel, K. S., Talling, J. C. Familiarity increases consistency in animal tests. Behavioural Brain Research. 159 (2), 243-245 (2005).
  79. Mouzon, B. C., et al. Chronic neuropathological and neurobehavioral changes in a repetitive mild traumatic brain injury model. Annals of Neurology. 75 (2), 241-254 (2014).
  80. Mannix, R., et al. Clinical correlates in an experimental model of repetitive mild brain injury. Annals of Neurology. 74 (1), 65-75 (2013).
  81. Bekhbat, M., et al. Chronic adolescent stress sex-specifically alters central and peripheral neuro-immune reactivity in rats. Brain, Behavior, and Immunity. 76, 248-257 (2019).
  82. Pyter, L. M., Kelly, S. D., Harrell, C. S., Neigh, G. N. Sex differences in the effects of adolescent stress on adult brain inflammatory markers in rats. Brain, Behavior, and Immunity. 30, 88-94 (2013).
  83. MacDougall, M. J., Howland, J. G. Acute stress, but not corticosterone, disrupts short-and long-term synaptic plasticity in rat dorsal subiculum via glucocorticoid receptor activation. Cerebral Cortex. 23 (11), 2611-2619 (2013).
  84. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Acute brain slice methods for adult and aging animals: application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Patch-Clamp Methods and Protocols. , 221-242 (2014).
  85. Ting, J. T., Feng, G. Development of transgenic animals for optogenetic manipulation of mammalian nervous system function: progress and prospects for behavioral neuroscience. Behavioural Brain Research. 255, 3-18 (2013).
  86. Tanaka, Y., Tanaka, Y., Furuta, T., Yanagawa, Y., Kaneko, T. The effects of cutting solutions on the viability of GABAergic interneurons in cerebral cortical slices of adult mice. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 118-125 (2008).
  87. Trivino-Paredes, J. S., Nahirney, P. C., Pinar, C., Grandes, P., Christie, B. R. Acute slice preparation for electrophysiology increases spine numbers equivalently in the male and female juvenile hippocampus: a DiI labeling study. Journal of Neurophysiology. 122 (3), 958-969 (2019).
  88. Bowden, J. B., Abraham, W. C., Harris, K. M. Differential effects of strain, circadian cycle, and stimulation pattern on LTP and concurrent LTD in the dentate gyrus of freely moving rats. Hippocampus. 22 (6), 1363-1370 (2012).
  89. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments. (112), e54024 (2016).
  90. Pham, L., et al. Mild closed-head injury in conscious rats causes transient neurobehavioral and glial disturbances: a novel experimental model of concussion. Journal of Neurotrauma. 36 (14), 2260-2271 (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

191

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved