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要約

ここでは、海馬のシナプス可塑性に対する軽度の外傷性脳損傷(r-mTBI)の繰り返しの影響を調べるために、覚醒閉鎖頭部損傷モデルをどのように使用できるかを示しています。このモデルは、患者におけるr-mTBIの重要な特徴を再現し、 in vitro 電気生理学と組み合わせて使用 されます。

要約

軽度の外傷性脳損傷(mTBI)は、北米で一般的な健康問題です。臨床集団への翻訳可能性を高めるために、前臨床環境でクローズドヘッドmTBIの生態学的に有効なモデルを利用するという圧力が高まっています。覚醒閉鎖頭損傷(ACHI)モデルは、修正された制御された皮質インパクターを使用して閉鎖頭損傷を提供し、開頭術や麻酔薬の使用を必要とせずに臨床的に関連する行動障害を誘発します。

この技術は通常、死亡、頭蓋骨骨折、または脳出血を誘発せず、軽度の傷害であることとより一致しています。実際、ACHI手順は軽度であるため、反復mTBI(r-mTBI)を調査する研究に最適です。r-mTBIは、行動症状、神経病理学的変化、および神経変性を引き起こす累積損傷を引き起こす可能性があることを示す証拠が増えています。r-mTBIはスポーツをしている若者によく見られ、これらの損傷は強力なシナプス再編成と髄鞘形成の期間中に発生し、若い人口をr-mTBIの長期的な影響に対して特に脆弱にします。

さらに、r-mTBIは、客観的なスクリーニング手段がほとんどない状態である親密なパートナーの暴力の場合に発生します。これらの実験では、ACHIモデルを使用してr-mTBIを経験した幼若ラットの海馬のシナプス機能を評価しました。損傷後、組織スライサーを使用して海馬スライスを作成し、r-mTBIの1日後または7日後の海馬の双方向シナプス可塑性を評価しました。全体として、ACHIモデルは、mTBIおよびr-mTBI後のシナプス可塑性の変化を研究するための生態学的に有効なモデルを研究者に提供します。

概要

外傷性脳損傷(TBI)は重大な健康問題であり、カナダと米国では毎年~200万件の症例があります1,2。TBIはすべての年齢層と性別に影響を及ぼし、特に乳がん、エイズ、パーキンソン病、多発性硬化症など、他のどの疾患よりも発生率が高くなっています3。TBIの有病率にもかかわらず、その病態生理学は十分に理解されておらず、治療の選択肢は限られています。部分的には、これはすべてのTBIの85%が軽度(mTBI)に分類されており、mTBIはこれまで、長期的な神経精神医学的影響なしに限定的で一時的な行動変化のみを引き起こすと考えられていたためです4,5。現在、mTBIの回復には数週間から数年かかることがあり、5,6、より深刻な神経学的状態を引き起こし4、繰り返される「脳震盪下」の影響でさえ脳に影響を与えることが認識されています7。ホッケー/サッカーなどのスポーツのアスリートは、ゲーム/練習セッションごとに>10頭の脳震盪の影響があるため、これは憂慮すべきことです7,8,9,10。

青年はmTBIの発生率が最も高く、カナダでは、10代の若者の約10人に1人が毎年スポーツ関連の脳震盪の治療を求めています11,12。実際には、脳震盪以下の頭部衝撃またはmTBIは、脳にびまん性損傷を引き起こす可能性があり、これはまた、その後の損傷および/またはより深刻な神経学的状態に対してより脆弱な状態を作り出す可能性があります13、14、15、16、17。カナダでは、ローワンの法則により、以前の損傷が脳のさらなる損傷に対する脆弱性を高める可能性があることが法的に認められていますが18、r-mTBIの機構的理解は依然としてひどく不十分です。しかし、シングルおよびr-mTBIは、学年19,20の学習能力に影響を与え、性別固有の結果21,22,23,2 4を持ち、後年の認知能力を損なう可能性があることは明らかです16,25,26。実際、コホート解析では、r-mTBIの早期性と認知症の後期が強く関連している27,28。r-mTBIはまた、高リン酸化タウタンパク質の蓄積と進行性の皮質萎縮を特徴とし、重大な炎症によって沈殿する慢性外傷性脳症(CTE)に関連している可能性があります27,29,30,31。r-mTBIとCTEの関係は現在議論の余地がありますが32、このモデルにより、前臨床環境でより詳細に調査できるようになります。

mTBIは、閉じた頭蓋骨内で発生し、最新のイメージング技術でも検出が難しいため、「目に見えない損傷」とよく説明されます33,34。mTBIの正確な実験モデルは、2つの原則に従う必要があります。第1に、臨床集団35において通常観察される生体力学的力を要約すべきである。第二に、モデルは異質な行動結果を誘発するはずであり、これは臨床集団でも非常に普及している36,37,38。現在、前臨床モデルの大部分はより重症である傾向があり、開頭術、定位固定術、麻酔、および制御された皮質衝撃(CCI)が含まれ、臨床的に通常観察されるよりも重大な構造的損傷とより広範な行動障害を引き起こします33。開頭術を伴う脳震盪の多くの前臨床モデルの別の懸念は、この手順自体が脳に炎症を引き起こし、これがその後の損傷からmTBI症状と神経病理を悪化させる可能性があることです39,40。麻酔はまた、炎症の軽減41、42、43、ミクログリア機能の調節44、グルタミン酸放出45、NMDA受容体を介したCa2+侵入46、頭蓋内圧、および脳代謝47を含むいくつかの複雑な交絡因子を導入する。麻酔はさらに、認知機能を低下させながら、血液脳関門(BBB)透過性、タウ過剰リン酸化、およびコルチコステロイドレベルを増加させることによって交絡を導入します48,49,50,51。さらに、びまん性の閉鎖性損傷は、臨床mTBIの大部分を占めています52。また、性別21、53歳、負傷間隔15、重症度54、負傷数23など、行動の結果に影響を与える可能性のある多数の要因をよりよく研究することもできます。

加速力/減速力(垂直または水平)の方向も、行動的および分子的結果にとって重要な考慮事項です。Mychasiukらの研究では、拡散性閉鎖頭mTBIの2つのモデル、重量減少(垂直方向の力)と横方向の衝撃(水平方向の力)を比較しました55。行動解析と分子解析の両方で、mTBI後のモデルおよび性別依存の不均一な結果が明らかになりました。したがって、直線力と回転力を組み込んでいる間、外科的処置を回避するのに役立つ動物モデルは、これらの損傷が通常発生する生理学的条件をより代表しています33,56。ACHIモデルはこのニーズに応えて作成され、性差を偏らせることが知られている手順(すなわち麻酔)を回避しながら、ラットにおけるmTBIの迅速かつ再現性のある誘導を可能にしました57。

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プロトコル

すべての動物の手順の承認は、カナダ動物管理評議会(CCAC)の基準に準拠して、ビクトリア大学動物管理委員会によって提供されました。すべてのオスのLong-Evansラットは、社内で飼育または購入されました( 資料表を参照)。

1.住居と繁殖条件

  1. 動物が生後(PND)21で離乳する前に、動物を1週間住居環境に順応させます。
  2. ラットを22.5°C±2.5°Cの標準的なケージハウジングに維持し、12時間の明暗サイクルで餌と水を 自由 にアクセスできるようにします。
  3. 2人または3人の性別が一致した同腹仔と動物をグループ化して収容し、偽またはr-mTBI条件のいずれかにランダムに割り当てます。
  4. 午前 7 時 30 分から午後 11 時 30 分の間にすべての手順を実行します。

2.覚醒閉鎖頭部外傷手順のセットアップ

  1. 位置 a 2.75 インチインパクターの下に低密度フォームパッド(100 cm x 15 cm x 7 cm)があり、回転ヘッドの動きを可能にします。
    注:フォームパッドのバネ定数は~2,500 N / mでしたが、3,100〜5,600 N / m58の間で変化する可能性があります。硬さのレベル(低、中、高)は、怪我の結果を予測することは示されていません59。フォームパッドは非消耗品です。通常、毎年、または汚れたり損傷したりした場合は交換されます。
  2. 変更された皮質衝撃装置(図1A)の電源を入れ、速度を6 m / sに設定します。
    注:これらの仕様は、mTBIの特徴に類似した若年および青年期の高齢ラットの急性神経障害を引き出すように設計されていますが、そのようなパラメーターは、高齢の動物または他の種(マウスやフェレットなど)には適さない場合があります。一般的なACHIパラメータのレビューについては、60を参照してください。

3. mTBIの導入

  1. ラットがPND 24に達したら、手順が実行される手順室に移動します。この部屋が通常の住宅環境から離れていることを確認してください。
  2. ラットを拘束コーンにそっと置き、鼻と鼻孔がコーンの小さな開口部の近くにあることを確認して、適切な換気を可能にします。プラスチック製のヘアクリップを使用して、ラットを拘束コーンに入れた後の動きを防ぐために、尾端でコーンを閉じたままにします。
    1. 拘束スコアを使用して、拘束コーンおよびACHI手順に対する動物のコンプライアンスまたは耐性を記録します。
      注:拘束スコアは、動物のストレスの評価として使用できます。したがって、過度のストレス応答のために生じる被験者間の変動性を減らすために、拘束スコアを使用して除外基準を開発することができる。
      1. 円錐に入る動物の意欲、その動き、および発声に基づいて、0から4までのスコアを与えます。拘束に抵抗がない場合はスコア0を与え、スコア1は動物が1〜2倍になり、発声や身もだえがほとんどまたはまったくないことに対応します。動物が2〜3倍になり、発声や身もだえを示す場合は、スコア2を付けます。動物が5〜10倍になり、より多くの発声と身もだえを示す場合は、拘束スコア3を与えます。最後に、動物が頻繁な発声と身もだえで10倍以上回転した場合は、4のスコアを与えます。
        注:この情報は、スコアリングシート自体(補足表S1および補足表S2)にもあります。
  3. ラットが拘束されている間に、ヘルメットを手動で正中線の上に配置します(図1B)、ターゲットディスクを左頭頂葉の上に配置します(図1C、D)。
  4. ラットをフォームパッドに置き、インパクターを手動で延長位置に設定します。インパクターの先端を手動で下げて、ヘルメットのターゲティングディスクに接触するようにします。インパクターを手動でリトラクト位置に設定して、インパクターをヘルメットから10mm上に引き出します。
  5. 脳定位固定装置アームのダイヤルを使用して、インパクトチップを10 mm下げ、ヘルメットのターゲティングディスクに再び触れるようにします。 インパクト スイッチを切り替えて、動物の頭が10 m / sで6 mm急速に加速されるようにします。
  6. デバイスがアクティブになったら、すぐに動物を拘束コーンから取り外し、即時神経学的評価プロトコル(NAP)の実行に進みます。
    注:現在の実験では、このプロトコルを2時間間隔で合計8回繰り返しました。

4.偽傷害の誘発

  1. 上記のセクション3で説明したすべての実験手順に従いますが、ラットをインパクトピストンの経路に隣接して配置して、怪我をしないようにします。

5.神経学的評価プロトコル

注:NAPは、意識レベル、ならびに認知および感覚運動機能を測定するために使用できます。

  1. ベースライン時およびmTBIまたは偽損傷の誘発直後に、56,61に記載されているようにNAPを使用してラットを評価する。テーブルの上に、ラットのホームケージと100 cm間隔を空けた回復ケージを置きます。平均台を両方のケージの上に均等に中央に配置します。さらに、折りたたんだタオルまたは追加のクッションを平均台の下に置きます。
  2. 必要に応じて、 意識レベルを評価します。mTBI後に動物が反応しない場合は、ストップウォッチを使用して動物が呼吸を再開したり、仰臥位から腹臥位になったりするのにかかった時間を記録することにより、 無呼吸 (呼吸の停止)と 右反射 の遅延を評価します。
    注:ACHIモデルでは、右反射と無呼吸の喪失はまれですが、幼若動物で時折観察されることがあります。
  3. 次の一連のテストを使用して、ラットの 認知および感覚運動機能を 評価します。意識の評価に続いて、これらのテストを連続して迅速に実施します。
    注:これら4つのテストの合計は、観察された行動障害がない場合、12点満点の合計スコアをもたらします。赤字はこのスコアを損ないます。
    1. 驚愕の反応
      1. ラットを空の回復ケージに入れ、ケージの上で大声(50 cm)たたきます。次のスコアリングシステムを使用して、ノイズに対する動物の反応を記録します。
        3 =音に対する素早い驚愕反応(例:耳の動き/けいれん、ジャンプ、全身のフリーズ)。
        2 =音に対する反応が遅い、またはわずかに凍結する反応。
        1 =耳の動きのみが観察されます。
        0 = 音に反応しない。
    2. 四肢伸展
      1. 梁(長さ100 cm x 幅2 cm x 厚さ0.75 cm)をラットの家と回復ケージに水平に置いた状態で、尾の付け根でネズミを拾い上げ、梁の近くに保持します。ラットが簡単につかむことができるほど十分近くにいることを確認してください。次のスコアリングシステムを使用して、両方の手足をビームまで伸ばすラットの能力を評価します。
        3 =両方の前肢を完全に伸ばし、ビームをつかみます。
        2 = 片方の手足だけが伸びています。
        1 =前肢の断続的な伸展または収縮。
        0 = 前肢はぐったりしている/伸展なし。
    3. ビームウォーク
      1. 動物を水平ビームの中央、ホームケージに面した50 cmのマークに置きます。ビームがラットのホームケージと回収ケージ(~80 cm離れて配置)の間に等間隔に配置されていることを確認します。ラットが梁を横切って歩くのを待ちます。次のスコアリングシステムでバランスを取り、歩くラットの能力を評価します。
        3 = 10秒以内に2フィート未満のスリップでビームを横切ることに成功します。
        2 = ビームを正常に歩行しますが、2 フィートを超えるスリップが観察されます。
        1 =非機関車の動き、「水泳」の動き。
        0 = ビームに沿って歩くことができないか、10秒以内に移動できません。
    4. 回転ビーム
      1. ラットをビームの中心に再配置し、ラットのバランスが取れていることを確認します。ビームをタオルまたはパッド入りの表面から80 cm持ち上げ、ビームを毎秒1回転の速度で4秒間手動で回転させ始めます(合計4回転)。次のスコアリングシステムで、ラットが回転するときにビーム上に留まるラットの能力を評価します。
        3 = ラットは4回転すべてビーム上に残ります。
        2 =ラットは4番目の回転に落ちます。
        1 =ラットは2番目または3番目の回転に落ちます。
        0 = ラットは最初の回転中に落下します。
  4. NAPが完了したら、mTBIと偽ラットをホームケージに戻します。必要に応じて、r-mTBI手順を繰り返します。ケージサイドモニタリングチェックリスト(補足ファイル1)を使用して、怪我をした後の動物の健康状態を監視します。ケージ側のモニタリング中に異常の兆候(N以外のスコア)がある場合は、頭の衝撃後の痛みの尺度と高度なモニタリングチェックリスト(補足ファイル2)を使用して完全な痛みのスコアを取得する必要があります。

6.スライスの準備

注:現在の研究では、シナプス可塑性は、mTBIの1日後または7日後にr-mTBI後の動物で評価されました。これらの日、動物は犠牲になる前に屋根付きのケージで個別に実験室に運ばれました。

  1. 海馬スライスの作成に必要なすべての手術器具(標準はさみ、解剖ハサミ、鉗子、ロンジャー、ヘラ、および冷却ブロック)を一晩冷蔵(-20°C)します。
    注意: ティッシュグルーとインキュベーションチャンバーは冷蔵しないでください。
  2. 125 mM NaCl、2.5 mM KCl、1.25 mM NaHPO 4、25 mM NaHCO 3、2 mM CaCl 2、1.3 mM MgCl 2、および10 mM デキストロース(300 ± 10 mOsm、pH 7.2-7.4)を含む人工脳脊髄液(aCSF)を調製します。
    注:aCSFの主な溶液は、プロトコルの期間中、カルボゲン(95%O 2 / 5%CO2)で連続的にバブリングする必要があります。
  3. 動物を安楽死させる前に(ステップ6.8)、12.5 mLのアガロースを準備します。0.25 gのアガロースを12.5 mLのリン酸緩衝生理食塩水(1x PBS)に、50 mLのコニカルチューブに10秒刻みでマイクロウェーブして溶解します。
  4. アガロースを保温(42°C)し、固まらないように加熱プレートで振ってください。
  5. 氷冷したaCSF(4°C)で満たされたペトリ皿と小さなビーカー(50 mL)、および濡れたろ紙を上に置いたひっくり返したペトリ皿を含む、氷上にカッティングステーションを設置します(図2A)。小さなビーカーのaCSFをカルボゲンで連続的に泡立てます。
  6. 水浴を32°Cに温める。 回収チャンバーにaCSFを満たし、カルボゲンで連続的にバブリングします(図2B)。
  7. 動物を実験室に輸送する。
  8. 吸入剤として5%イソフルランを使用して動物を麻酔し(離脱反射がなくなるまで)、次に小さなギロチンを使用して迅速に断頭する。
  9. 氷冷(4°C)のaCSFで満たされたペトリ皿で頭蓋骨から脳を解剖し、頭蓋骨をaCSFに沈めたままにして、組織を急速に冷却します。
    注:この手順は通常5分未満を必要としますが、脳が冷えたaCSFに沈められている場合、脳の除去速度は重要な要素ではありません。
  10. 冷やして炭水化物化したaCSFの小さなビーカーに脳を入れて、サンプルをさらにきれいにして冷やします。
  11. 脳を逆さまのペトリ皿に移動し、ろ紙の上に置きます。鋭いメスを使用して小脳と前頭前野を取り除き、脳を「ブロック」します。脳の正中線を切り取って、2つの半球を分離します。
    注意: 次のプロトコルは、一度に1つの半球で実行されます。現在準備されていない半球は、氷冷(4°C)の炭素化aCSFのビーカーに沈んだままであることが不可欠です。
  12. 海馬横スライスを作成するには、半球を内側面に置きます。メスの刃を~30°内側に傾け、脳の背側表面から薄いスライスを取り除き、スライサーが使用するピストンに取り付ける脳の平らな面を提供します。脳を背側にひっくり返し、乾いたろ紙で組織を軽くたたいて、余分なaCSFを取り除きます。シアノアクリレート接着剤を使用して、脳の背側表面をピストンに取り付け、腹側表面を直立させます。
    注意: 接着剤がアガロースを収容するために使用される金属管に付着し、ピストンの動きを妨げるため、接着剤がピストンの端を越えないようにしてください。
  13. ピストンの外側のチューブを脳の上に伸ばし、脳が完全に覆われるまで液体アガロースをチューブに注ぎます。ピストンチューブに冷却ブロックをクランプして、アガロースをすばやく固化させます(図2A)。
  14. ピストンをスライサーのチャンバーに配置し、チャンバーをネジで固定します。ブレードを固定し、氷冷した酸素化aCSFをスライサーチャンバーに追加します。
  15. スライサー(図2B)で、 切削速度 を 4、 振動 を 6に設定し、連続 /単一スライススイッチ を 連続に切り替えます。プッシュ スタート して、 400μmで脳の切片化を開始します。
  16. 脳を切片化するスライサーとして、大口径パスツールピペットを使用して、各スライスを切片化した酸素化aCSFの回収浴に移します(図2C)。
    注:各スライスがカットされると、回収浴の異なるウェルに順次配置できます。このプロトコルは通常、各半球の海馬を含む6〜8スライスを生成します。ラットアトラス62 は、ラット脳内の個々のスライスの背側腹側位置を識別するために使用することができる。
  17. スライスを32°Cで30分間回復させた後、室温(23°C)でさらに30分間回復させます。
  18. これらの手順を繰り返して、2 番目の半球からスライスを作成します。

7.フィールド電気生理学

注:歯状回(DG)から細胞外視野記録を取得するには、次の手順を実行します。60分の回復後、個々の海馬スライスは細胞外フィールド記録の準備ができています。

  1. 市販のマイクロピペットプーラーを用いて、外径1.5mm、内径1.1mmの10cmホウケイ酸ガラスキャピラリーから記録電極(1-2MΩ)を引き抜く。
    注:記録電極の抵抗は~1MΩで、先端のサイズは~1mmである必要があります。電極パラメータの一貫性は、良好な記録のために重要です。
  2. 録音に使用するコンピューターと機器(アンプ、デジタイザー、刺激装置、マイクロマニピュレーター、温度調節器、顕微鏡ライト、真空ポンプ)の電源を入れます。
  3. ビーカーにaCSFを満たし、重力制御灌流システムに接続します。灌流システムのaCSFバルブを開いて、灌流チャンバーを通るaCSFの流れを開始します。約1回または2回の滴下/秒または2mL/分の流量を維持します。電気生理学的記録の期間中、aCSFを継続的にカルボゲン化します。
    注意: フィールドレコーディング中は、炭水化物化されたaCSFの滴下速度を一定に保つことが不可欠です。また、参照電極をaCSFに完全に沈めることも不可欠です。
  4. パスツールピペットを使用して、海馬スライスを回収浴から灌流チャンバーに移し、灌流チャンバーに炭水化物化aCSFを連続的に灌流し、30 ± 0.5°Cに維持します。 歯状回と顆粒細胞層が視野に見えるように脳スライスの向きを変えます。曲がったワイヤーウェイトでスライスを安定させます。データ収集用のコンピュータソフトウェアを起動します。
    注意: このステップ中に真空ポンプをオフにすると、組織を自由に操作できるようになります。操作が多すぎると組織が損傷する可能性があるため、これは迅速に行う必要があります。さらに、灌流チャンバーは、時間がかかりすぎるとCSFでオーバーフローする可能性があります。組織が適切に向き付けられて安定したら、真空ポンプをオンにします。
  5. 正立顕微鏡を使用して、斜め光学系でDGを視覚化します。同心円バイポーラ刺激電極を配置して、分子層の中央3分の1の内側穿孔経路(MPP)繊維を活性化します。次いで、ガラス製マイクロピペットを置き、MPP中にaCSFを充填した(図3A、B)。組織に触れると繊維が損傷するため、電極をさらに離して開始します(つまり、CA3の近くの刺激電極とDGの属のすぐ上の記録電極)。
    注:最適には、すべての記録では、電極をセル層から等距離、約200μm離して配置する必要があります。
  6. 刺激電極と記録電極を配置したら、アンプ、デジタイザ、および記録ソフトウェアを使用して、誘発された電界応答を視覚化します。
  7. 適切な場興奮性シナプス後電位(fEPSP)を見つけるには、ユーザーが反応を見つけるのに熟練している場合は0.2 Hz(5秒ごと)で0.12 msの電流パルスで組織を刺激し、熟練していないユーザーの場合は0.067 Hz(15秒ごと)で組織を刺激して過剰刺激を避けます。fEPSP の最小振幅が 0.7 mV で、クリア・ファイバ・ボレーが fEPSP よりも小さいことを確認します。
    注:最大の電界応答を得るには、両方の電極をセル層から等距離に配置し、小さなファイバーボレーを生成するのに十分な距離(つまり、~200μm)に配置することが重要です。電極位置のわずかな調整は、応答の振幅を高めるのに役立つ場合がありますが、組織の損傷を避けるために、これらは最小限に抑える必要があります。
  8. 刺激強度を上げて最大fEPSP振幅を決定し、fEPSPが最大振幅の70%になるようにシミュレーション強度を設定します。
    注:最大振幅は、長期うつ病(LTD)研究では70%、長期増強(LTP)研究では50%に設定されています。最大振幅は、fEPSPの振幅が増加しなくなるまで刺激強度を調整することによって決定されます。最大振幅が2 mVのfEPSPの場合、応答サイズは、fEPSPがそれぞれ低下または増強する余地を確保するために、LTDスタディでは1.4 mV、LTPスタディでは1.0 mVに調整されます。
  9. 0.067Hzで0.12msのパルスを供給して、20分間安定したプレコンディショニングベースラインを確立します。スライスが安定していると見なされるには、fEPSPの初期傾きの変動が<10%であり、プロットされたfEPSPの傾きを通る最適適合線の傾きが<0.5であることを探します。EPSP が 20 分間安定していることが確認されたら、記録の次のステップに進みます。
    注:さまざまな受容体アンタゴニストをaCSFに追加して、LTDおよびLTPをブロックまたは増強することができます。必要な場合は、このベースライン期間中にスライスがこれらの薬理学的物質にさらされ、安定した記録の要件が満たされていることを確認してください。.例については、63、64、65を参照してください。
  10. まず、ペアパルス刺激を使用し、刺激-応答の入出力曲線を構築することにより、基本的なシナプス特性の変化を決定します。ペアパルステストでは、0.033Hzで50msのパルス間隔を持つ一連のペアパルスを適用します。入出力曲線には、0.033Hzで刺激強度が増加するシリーズ(10)(0.0-0.24ms)を適用して、fEPSP応答サイズの変化をプロットします。
  11. CB1受容体64,66の活性化に主に依存するLTDを研究するには、10Hzプロトコル(10Hzで6,000パルス)を採用します。このプロトコルの管理には 10 分かかります。
  12. ポストコンディショニング録音の場合は、シングルパルス刺激(0.067 Hzの周波数で0.12 ms)をさらに60分間使用を再開します。
  13. ポストコンディショニング記録に続いて、再びペアパルス刺激を行い、続いて入出力曲線を投与します。これらをベースライン記録と比較して、シナプス前放出特性の変化を観察し、長期記録のスライスの健全性を評価するのに役立ちます。
  14. 分析中は、個々のスライスからのデータをシナプス可塑性データセットに保持する必要があるかどうかを判断するときは、保守的であり、除外基準に従ってください。プレコンディショニングベースライン中のfEPSPスロープの最適適合ラインに大きなスロープ(スロープ>0.5)、プレコンディショニングベースラインの不安定性(>10%の変化)、またはポストコンディショニング期間の不安定性(ポストコンディショニングの50〜60分でスロープ>1.5)を示すスライスを除外します。

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結果

覚醒閉鎖頭部損傷モデルは、幼若ラットにおいてr-mTBIを誘導する実行可能な方法である。ACHIモデルでr-mTBIに曝露されたラットは、明白な行動障害を示さなかった。これらの実験の被験者は、r-mTBI手順中のどの時点でも右への潜時または無呼吸を示さず、これが実際に軽度のTBI手順であったことを示しています。NAPでは微妙な行動の違いが現れました。上記のように、ラットは、0から3までの?...

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ディスカッション

ほとんどの前臨床研究では、臨床集団に見られる生体力学的力を再現しないmTBIのモデルを利用しています。ここでは、ACHIモデルを使用して幼若ラットにr-mTBIを誘導する方法が示されています。r-mTBIのこのクローズドヘッドモデルは、より侵襲的な手順に比べて大きな利点があります。第一に、ACHIは通常、頭蓋骨骨折、脳出血、または死亡を引き起こさず、これらはすべて臨床集団における?...

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開示事項

著者は開示する利益相反を持っていません。

謝辞

ビクトリア大学のクリスティ研究所のすべてのメンバーに、過去と現在のこのプロトコルの開発への貢献に感謝します。このプロジェクトは、カナダ健康研究所(CIHR:FRN 175042)およびNSERC(RGPIN-06104-2019)からの資金提供を受けて支援されました。 図1 の頭蓋骨グラフィックは、BioRenderで作成されました。

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資料

NameCompanyCatalog NumberComments
3D-printed helment Designed and constructed by Christie laboratory (See Specifications in Christie et al. (2019), Current Protocols in Neuroscience) 
Agarose Fisher Scientific (BioReagents)BP160500
Anesthesia chamberHome MadeN/APlexiglass Container
Automatic Heater ControllerWarner ElectricTC-324B
Axon DigidataMolecular Devices1440ALow-noise Data Acquisition System
Balance beam Can be constructed or purchased (100 cm long x 2 cm wide x 0.75 cm thick)
Calcium ChlorideBio Basic Canada Inc. CD0050For aCSF
CameraDage MTINC-70
Carbogen tankPraxairMM OXCD5C-KCarbon Dioxide 5%, Oxygen 95%
Clampex SoftwareMolecular DevicesClampex 10.5 Version
Compresstome Vibrating MicrotomePrecisionaryVF 310-0Z
Concentric Bipolar ElectrodeFHC Inc.CBAPC75
Dextrose (D-Glucose)Fisher Scientific (Chemical)D16-3aCSF
Digital Stimulus Isolation Amplifier  Getting Instruments, Inc. Model 4D
Disodium PhosphateFisher Scientific (Chemical)S373-500PBS
Dissection Tools
Feather Double Edge BladeElectron Microscopy Sciences72002-10
Filter PaperWhatman 11001-055
Flaming/Brown Micropipette PullerSutter InstrumentP-1000
Hair Claw ClipCan be obtained from any department store
Home and Recovery CagesNormal rat cages from animal care unit.
Hum Bug Noise EliminatorQuest Scientific 726300
Isoflurane USPFresenius KabiCP0406V2
Isotemp 215 Digital Water BathFisher Scientific 15-462-15
Leica Impact One CCI unitLeica BiosystemsTip is modified to hold 7mm rubber impact tip
Long-Evans rats, maleCharles River Laboratories (St. Constant, PQ)
Low-Density Foam Pad3" polyurethane foam sheet 
Magnesium ChlorideFisher Scientific (Chemical)M33-500aCSF
Male Long Evans RatsCharles River LaboratoriesAnimals ordered from Charles River Laboratories, or pups bred at the University of Victoria
MultiClamp 700B AmplifierMolecular DevicesModel 700B
pH Test StripsVWR Chemicals BDHBDH83931.601
Potassium ChlorideFisher Scientific (Chemical)P217-500aCSF, PBS
Potassium PhosphateSigmaP9791-500GPBS
Push Button ControllerSiskiyou Corporation MC1000eFour-axis Closed Loop Controller Push-Button
Sample DiscsELITechGroupSS-033For use with Vapor Pressure Osmometer
Small towel
Sodium BicarbonateFisher Scientific (Chemical)S233-500aCSF
Sodium ChlorideFisher Scientific (Chemical)S271-3For aCSF, PBS
Sodium PhosphateFisher Scientific (Chemical)S369-500aCSF
Soft Plastic Restraint ConesBraintree Scientificmodel DC-200
StopwatchMany lab members use their iPhone for this
Table or large cart with raised edges For NAP and ACHI
Thin Wall Borosilicate Glass (with Filament)Sutter InstrumentBF150-110-10Outside diameter: 1.5 mm; Inside diameter: 1.10 mm; Length: 10 cm
Upright MicroscopeOlympusOlympus BX5OWI5x MPlan 0.10 NA Objective lens
Vapor Pressure OsmometerVaproModel 5600aCSF should be 300-310 mOSM
Vetbond Tissue Adhesive3M1469SB
Vibraplane Vibration Isolation TableKinetic Systems9101-01-45

参考文献

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