Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يؤثر تغير المناخ على النظم الإيكولوجية للشعاب المرجانية على مستوى العالم. يمكن أن تساعد الشعاب المرجانية التي يتم الحصول عليها من أنظمة تربية الأحياء المائية خارج الموقع الطبيعي في دعم جهود الاستعادة والبحث. هنا ، يتم تحديد تقنيات التغذية وتربية المرجان التي يمكن استخدامها لتعزيز الصيانة طويلة الأجل للشعاب المرجانية الصلبة خارج الموقع .

Abstract

يؤثر تغير المناخ على بقاء الشعاب المرجانية ونموها وتجنيدها على مستوى العالم ، مع توقع حدوث تحولات واسعة النطاق في الوفرة وتكوين المجتمع في النظم الإيكولوجية للشعاب المرجانية على مدى العقود العديدة القادمة. وقد أدى الاعتراف بهذا التدهور في الشعاب المرجانية إلى مجموعة من التدخلات النشطة الجديدة القائمة على البحث والترميم. ويمكن أن يلعب الاستزراع المائي خارج الموقع الطبيعي دورا داعما من خلال وضع بروتوكولات قوية للاستزراع المرجاني (على سبيل المثال، لتحسين الصحة والتكاثر في التجارب طويلة الأجل) ومن خلال توفير إمدادات ثابتة من الأمهات (على سبيل المثال، للاستخدام في مشروعات الاستعادة). هنا ، يتم تحديد التقنيات البسيطة للتغذية والاستزراع خارج الموقع للشعاب المرجانية الصلبة الحاضنة باستخدام المرجان الشائع والمدروس جيدا ، Pocillopora acuta ، كمثال. لإثبات هذا النهج ، تعرضت المستعمرات المرجانية لدرجات حرارة مختلفة (24 درجة مئوية مقابل 28 درجة مئوية) وتمت مقارنة معالجات التغذية (التغذية مقابل عدم التغذية) والناتج التناسلي والتوقيت ، بالإضافة إلى جدوى تغذية الأرتيميا نوبلي بالشعاب المرجانية عند كلتا درجتي الحرارة. أظهر الناتج التناسلي تباينا كبيرا عبر المستعمرات ، مع اتجاهات مختلفة لوحظت بين المعالجات الحرارية. عند 24 درجة مئوية ، أنتجت المستعمرات المغذية يرقات أكثر من المستعمرات غير المغذية ، ولكن تم العثور على العكس في المستعمرات المستزرعة عند 28 درجة مئوية. تم استنساخ جميع المستعمرات قبل اكتمال القمر ، ولم يتم العثور على اختلافات في توقيت التكاثر إلا بين المستعمرات غير المغذية في معاملة 28 درجة مئوية والمستعمرات المغذية في معاملة 24 درجة مئوية (متوسط يوم التكاثر القمري ± الانحراف المعياري: 6.5 ± 2.5 و 11.1 ± 2.6 ، على التوالي). تتغذى المستعمرات المرجانية بكفاءة على الأرتيميا نوبلي في كل من درجات حرارة المعالجة. وتركز تقنيات التغذية والاستزراع المقترحة هذه على الحد من الإجهاد المرجاني وتعزيز طول العمر الإنجابي بطريقة فعالة من حيث التكلفة وقابلة للتخصيص، مع إمكانية التطبيق المتنوعة في كل من أنظمة الاستزراع المائي المتدفقة وإعادة تدويرها.

Introduction

يتم فقدان العديد من النظم الإيكولوجية للشعاب المرجانية على مستوى العالم وتدهورها نتيجة لارتفاع درجة الحرارة الناجمة عن تغير المناخ 1,2. يعتبر ابيضاض المرجان (أي انهيار تكافل الطحالب المرجانية3) نادرا نسبيا في الماضي4 ولكنه يحدث الآن بشكل متكرر5 ، مع توقع حدوث ابيضاض سنوي في العديد من المناطق بحلول منتصف إلى أواخر القرن 6,7. هذا التقصير في الفترة الانتقالية بين أحداث التبييض يمكن أن يحد من القدرة على مرونة الشعاب المرجانية8. ترتبط الآثار المباشرة للإجهاد الناتج عن درجات الحرارة العالية على المستعمرات المرجانية (على سبيل المثال ، تلف الأنسجة9 ؛ استنفاد الطاقة10) ارتباطا جوهريا بالتأثيرات غير المباشرة على مستوى نطاق الشعاب المرجانية ، والتي يشكل انخفاض القدرة الإنجابية / التوظيف مصدر قلق خاص11. وقد حفز ذلك مجموعة من البحوث التطبيقية التي تستكشف، على سبيل المثال، التعزيز النشط للتوظيف في الموقع (على سبيل المثال، بذر الشعاب المرجانية12)، والتكنولوجيات الجديدة لتوسيع نطاق استعادة المرجان 13، ومحاكاة الإشارات الإنجابية للحث على التكاثر في النظم خارج الموقع 14. واستكمالا لهذه التدخلات النشطة هو الاعتراف مؤخرا بمزايا التغذية غير الذاتية في الشعاب المرجانية تحت ضغط درجات الحرارةالعالية15 واستكشاف الدور الذي يمكن أن يلعبه توفير الغذاء في التكاثر16.

من المعروف أن التغذية غير الذاتية تؤثر على أداء الشعاب المرجانية17 وقد تم ربطها على وجه التحديد بزيادة نمو المرجان18,19 ، وكذلك المقاومة الحرارية والمرونة20,21. ومع ذلك ، فإن فوائد التغذية غير المتجانسة ليست موجودة في كل مكان بين الأنواع المرجانية22 ويمكن أن تختلف بناء على نوع الطعام الذي يتم استهلاكه 23 ، وكذلك مستوى التعرض للضوء24. في سياق تكاثر المرجان ، أظهرت التغذية غير الذاتية نتائج متغيرة ، مع الإبلاغ عن ملاحظات أعلى25 وكذلك أقل26 قدرة على التكاثر بعد التغذية غير الذاتية. نادرا ما يتم تقييم تأثير التغذية غير الذاتية على تكاثر المرجان عبر مجموعة من درجات الحرارة ، ولكن في المرجان المعتدل Cladocora caespitosa ، وجد أن التغذية غير المتجانسة أكثر أهمية للتكاثر في ظل ظروف درجات الحرارة المنخفضة27. من المحتمل أن تكون هناك حاجة إلى فهم أفضل لدور درجة الحرارة والتغذية على الناتج التناسلي لتحديد ما إذا كانت شعاب مرجانية معينة (على سبيل المثال ، الشعاب المرجانية المرتبطة بتوافر الغذاءالمرتفع 28) تمتلك قدرة أعلى على التجنيد في ظل تغير المناخ.

على غرار الناتج التناسلي ، لا يزال تأثير درجة الحرارة والتغذية على توقيت التكاثر في الشعاب المرجانية غير مدروس نسبيا ، على الرغم من أن تزامن التكاثر مع الظروف اللاأحيائية / الأحيائية هو اعتبار مهم لنجاح التوظيف في محيط دافئ29. وقد تبين أن درجات الحرارة الأكثر دفئا تؤدي إلى التكاثر المبكر في دراسات التكييف الحراري المرجاني التي أجريت في المختبر30 ، وقد لوحظ هذا أيضا في الشعاب المرجانية التي تم جمعها من الشعاب المرجانية الطبيعية عبر المواسم31. ومع ذلك ، من المثير للاهتمام أن الاتجاه المعاكس لوحظ مؤخرا في الشعاب المرجانية المغذية المستزرعة على مدار عام 1 في نظام التدفق خارج الموقع (أي أن التكاثر حدث في وقت مبكر من الدورة القمرية في درجات حرارة شتوية أكثر برودة وفي وقت لاحق في الدورة القمرية في درجات حرارة الصيف الأكثر دفئا)32. تشير هذه النتيجة المتناقضة إلى أن توقيت التكاثر قد يبتعد عن الأنماط النموذجية في ظل الظروف المرتبطة بموارد الطاقة الوفيرة.

يمكن أن تساهم التجارب طويلة الأجل ذات الشواهد في ظل سيناريوهات درجات الحرارة المختلفة في فهم أفضل لتأثير التغذية غير المتجانسة على التكاثر في الشعاب المرجانية الصلبة. ومع ذلك ، فإن الحفاظ على تكاثر المستعمرات المرجانية في ظل ظروف خارج الموقع لدورات تكاثر متعددة قد يكون أمرا صعبا (ولكن انظر البحث السابق32،33). وهنا يتم وصف التقنيات المباشرة والفعالة للتغذية النشطة (مصدر الغذاء: Artemia nauplii) والاستزراع طويل الأجل للمرجان الحاضن (Pocillopora acuta) في نظام الاستزراع المائي المتدفق؛ ومع ذلك، تجدر الإشارة إلى أن جميع التقنيات الموصوفة يمكن استخدامها أيضا في إعادة تدوير نظم الاستزراع المائي. لإثبات هذه التقنيات ، أجريت مقارنة أولية للناتج التناسلي وتوقيت المستعمرات المرجانية المحتفظ بها عند 24 درجة مئوية و 28 درجة مئوية تحت العلاجات "المغذية" و "غير المغذية". تم اختيار درجات الحرارة هذه لتقريب درجات حرارة مياه البحر في الشتاء والصيف ، على التوالي ، في جنوب تايوان30,34 ؛ لم يتم اختيار درجة حرارة أعلى لأن تعزيز الاستزراع خارج الموقع على المدى الطويل ، بدلا من اختبار استجابة المرجان للإجهاد الحراري ، كان الهدف الأساسي لهذه التجربة. علاوة على ذلك ، تم تحديد كثافة الأرتيميا nauplii قبل وبعد جلسات التغذية لمقارنة جدوى التغذية غير الذاتية في كل من معالجات درجة الحرارة.

على وجه التحديد ، تم الحصول على 24 مستعمرة من P. acuta (متوسط الامتداد الخطي الكلي ± الانحراف المعياري: 21.3 سم ± 2.8 سم) من خزانات التدفق في مرافق البحث في المتحف الوطني لعلم الأحياء البحرية والأكواريوم ، جنوب تايوان. Pocillopora acuta هو نوع مرجاني شائع يمتلك كلا من التفريخ الإذاعي ، ولكن عادة ما يفكر في استراتيجية التكاثر35,36. تم جمع المستعمرات الأم لهذه الشعاب المرجانية في الأصل من الشعاب المرجانية (21.931 درجة شرقا ، 120.745 درجة شمالا) قبل عامين تقريبا لإجراء تجربة أخرى32. ونتيجة لذلك، فإن المستعمرات المرجانية المستخدمة في التجربة الحالية قد تربى طوال حياتها في ظل ظروف الاستزراع خارج الموقع الطبيعي؛ على وجه التحديد ، تعرضت المستعمرات لدرجة الحرارة المحيطة وضوء 12 ساعة: 12 ساعة: دورة مظلمة عند 250 ميكرولتر كوانتا م − 2 · ثانية − 1 وتم تغذيتها Artemia nauplii مرتين في الأسبوع. نحن ندرك أن هذه الثقافة خارج الموقع على المدى الطويل يمكن أن تؤثر على كيفية استجابة المستعمرات لظروف العلاج في هذه التجربة. لذلك ، نود التأكيد على أن الهدف الأساسي هنا هو توضيح كيف يمكن استخدام التقنيات الموصوفة بشكل فعال لاستزراع الشعاب المرجانية خارج الموقع من خلال إظهار مثال تطبيقي حيث تم تقييم آثار درجة الحرارة والتغذية على تكاثر المرجان.

تم توزيع المستعمرات المرجانية بالتساوي عبر ستة خزانات استزراع لنظام التدفق (الطول الداخلي للخزان × العرض × الارتفاع: 175 سم × 62 سم × 72 سم ؛ نظام ضوء الخزان: 12 ساعة: 12 ساعة ضوء: دورة مظلمة عند 250 ميكرولتر كوانتا م − 2 · ثانية − 1) (الشكل 1 أ). تم ضبط درجة الحرارة في ثلاثة من الخزانات عند 28 درجة مئوية ، وتم ضبط درجة الحرارة في الخزانات الثلاثة الأخرى عند 24 درجة مئوية. كان لكل خزان مسجل يسجل درجة الحرارة كل 10 دقائق (انظر جدول المواد). تم التحكم في درجة الحرارة بشكل مستقل في كل خزان باستخدام المبردات والسخانات ، وتم الحفاظ على دوران المياه باستخدام محركات التدفق (انظر جدول المواد). تم تغذية نصف المستعمرات في كل خزان (ن = 2 مستعمرة / خزان) Artemia nauplii مرتين في الأسبوع ، بينما لم يتم تغذية المستعمرات الأخرى. كانت مدة كل جلسة تغذية 4 ساعات وتم إجراؤها في خزاني تغذية مستقلين محددين بدرجة الحرارة. أثناء التغذية ، تم نقل جميع المستعمرات إلى خزانات التغذية ، بما في ذلك المستعمرات غير المغذية ، لتوحيد تأثير الإجهاد المحتمل لنقل المستعمرات بين الخزانات. تم وضع المستعمرات في العلاجات المغذية وغير المغذية في حجرتها الخاصة باستخدام إطار شبكي داخل خزانات التغذية الخاصة بدرجة الحرارة بحيث تتلقى المستعمرات فقط في حالة التغذية الطعام. تم تقييم ناتج التكاثر المرجاني وتوقيته لكل مستعمرة يوميا في الساعة 09:00 صباحا من خلال حساب عدد اليرقات التي تم إطلاقها في حاويات جمع اليرقات بين عشية وضحاها.

Protocol

1. تعليق مستعمرات المرجانفي خزانات تربية الأحياء المائية خارج الموقع

  1. ضع قضيبا مسنزا (الطول × العرض × الارتفاع: 75 سم × 1 سم × 3 سم) ، يشار إليه فيما يلي باسم "شريط معلق" ، عبر خزان الاستزراع استعدادا لتعليق المستعمرات المرجانية.
    ملاحظة: كان الشريط المعلق المستخدم في هذه التجربة مصنوعا حسب الطلب ، لكن أنبوب PVC البسيط ذو البراغي البارزة (أي ليكون بمثابة الشقوق) سيكون كافيا طالما أنه يمكن وضعه بطريقة مستقرة عبر الجزء العلوي من خزان الاستزراع وقوي بما يكفي لحمل الشعاب المرجانية.
  2. قم بقياس قطعة من خط الصيد (انظر جدول المواد) إلى ~ 1.5 متر في الطول ، ثم قم بطيها إلى نصفين مرتين.
    ملاحظة: يجب اختيار الطول الأولي لخط الصيد بناء على الموضع النهائي المطلوب لمستعمرة المرجان في حوض الاستزراع.
  3. اصنع عقدة علوية صغيرة في نهاية خط الصيد المطوي الذي يحتوي على الأطراف الأولية لخط الصيد.
    ملاحظة: بعد عمل العقدة ، يجب أن يكون هناك حلقتان كبيرتان في الأسفل وحلقة صغيرة واحدة في الأعلى.
  4. ضع مستعمرة المرجان في منتصف الحلقتين الكبيرتين بحيث يتم وضع الحلقات حول المستعمرة ويمكن أن تمسك المرجان بشكل آمن عند تعليقه في الماء.
  5. اربط الحلقة العلوية الصغيرة لخط الصيد في شق على الشريط المعلق (الشكل 1 ب).

2. تغذية المرجان

  1. صنع حاوية التغذية
    1. بناء إطار مستطيل باستخدام أنبوب أكريليك (الطول × العرض × الارتفاع: 25 سم × 60 سم × 25 سم). اصنع جزأين منفصلين في الإطار حيث يمكن وضع الشعاب المرجانية المغذية وغير المغذية ، على التوالي (الشكل 1C).
      ملاحظة: تم استخدام أنبوب الأكريليك لأنه خفيف الوزن (أي على عكس الأنابيب البلاستيكية الثقيلة) ، وبالتالي ، يمكن أن يسهل حركة حاوية التغذية داخل / خارج خزانات الاستزراع.
    2. استخدم مسدس الغراء الساخن للصق 100 ميكرومتر من شبكة العوالق في أسفل وجوانب الإطار.
    3. قم بحفر ما مجموعه ~ 10 ثقوب صغيرة (قطرها 0.5 سم) في الأنابيب (خاصة على طول جوانب وأسفل الإطار) لمنع حاوية التغذية من الطفو عند وضعها في خزان الاستزراع.
    4. حفر ثقوب (~ 0.5 سم في القطر) من خلال شبكة العوالق في كل ركن من أركان حاوية التغذية.
    5. ضع أنبوبا بطول 8 سم وقطره 0.5 سم من خلال فتحات الزاوية ، واستخدم مسدس الغراء الساخن لتثبيته في موضعه.
      ملاحظة: سيتم توصيل هذه القطع من الأنابيب بمضخة هواء وأحجار الفقاعات أثناء التغذية (انظر الخطوة 2.3.2 لمزيد من التفاصيل).
  2. زراعة الأرتيميا
    1. اجمع 2 لتر من مياه البحر من خزان تغذية مستقل ، واسكب مياه البحر في حاوية تفريخ الأرتيميا (الشكل 1 د).
      ملاحظة: في التجربة الحالية المستخدمة لتوضيح البروتوكولات ، تم استخدام خزانين مستقلين للتغذية الخاصة بالمعالجة ، مما استلزم إعداد حاويتين للفقس لزراعة الأرتيميا .
    2. قم بتوصيل مضخة هواء بأنبوب متصل بقاع حاوية الفقس لمدة 10 دقائق تقريبا قبل إضافة أكياس الأرتيميا .
    3. أثناء الانتظار ، استخدم ميزانا لقياس 8 جم من أكياس الأرتيميا (انظر جدول المواد).
      ملاحظة: للحصول على متوسط كثافة 35 فرد من الأرتيميا nauplii / مل ، كما اقترح Huang et al.19 ، استخدم نسبة 4 جم من أكياس الأرتيميا إلى 1 لتر من مياه البحر.
    4. بعد 10 دقائق ، صب 8 غرام من الخراجات الأرتيميا في حاوية الفقس.
    5. احتضان الخراجات الأرتيميا لمدة 48 ساعة.
  3. تحضير خزان التغذية
    1. ضع وعاء التغذية في خزان التغذية بحيث يكون الجزء العلوي من الحاوية فوق سطح الماء.
    2. قم بتوصيل الجزء الخارجي من الأنبوب الزاوي لحاوية التغذية بمضخة هواء ، والتي ستزود الهواء بأحجار الفقاعات لتسهيل دوران المياه أثناء التغذية.
    3. قم بتشغيل مضخة الهواء ~ 5 دقائق قبل بدء التغذية.
  4. إثراء وجمع الأرتيميا نوبلي
    1. أضف 1.5 مل من نظام التخصيب (انظر جدول المواد) إلى حاوية الفقس قبل 2 ساعة من وقت التغذية المطلوب.
      ملاحظة: يوصى Huang et al.19 بنسبة 0.75 مل من غذاء التخصيب إلى 1 لتر من مياه البحر.
    2. بعد 2 ساعة ، قم بإيقاف تشغيل الصمام الذي يزود حاوية الفقس بالهواء.
    3. قم بتغطية حاوية الفقس بصندوق من الورق المقوى لاستبعاد الضوء المحيط ، وضع مصدر ضوء (مصباح يدوي للهاتف الخلوي يكفي) في قاعدة حاوية الفقس لمدة 5 دقائق لجذب Artemia nauplii إلى قاع الحاوية وبالتالي تسهيل فصل Artemia nauplii الحي عن الأصداف الفارغة.
    4. بعد 5 دقائق ، قم بإزالة الصندوق ومصدر الضوء.
    5. ضع إبريق قياس سعة 3 لتر أسفل وعاء الفقس.
    6. افصل الأنبوب عن حاوية الفقس للسماح لمحلول الأرتيميا نوبلي ومياه البحر بالتدفق إلى إبريق القياس ؛ جمع 1 لتر من الأرتيميا nauplii ومحلول مياه البحر.
      ملاحظة: اجمع نصف الحجم فقط في حاوية الفقس لاستبعاد الأصداف الفارغة غير المرغوب فيها.
    7. أثناء الوقوف على مقربة من خزان التغذية ، صب Artemia nauplii ومحلول مياه البحر من خلال مصفاة 100 ميكرومتر لفصل Artemia nauplii (الذي سيبقى في المصفاة) عن مياه البحر.
    8. شطف الأرتيميا nauplii عقدت داخل مصفاة مرتين بالماء من خزان التغذية.
    9. الأرتيميا nauplii جاهزة الآن للاستخدام.
  5. تغذية المستعمرات المرجانية
    1. قم بتفريغ الأرتيميا nauplii عن طريق وضع المصفاة من الخطوة 2.4.8 في خزان التغذية.
    2. حرك الماء في الخزان باليد لتوزيع الأرتيميا nauplii بالتساوي.
      ملاحظة: اجمع عينات للتقدير الكمي "قبل التغذية" لكثافة الأرتيميا nauplii بعد هذه الخطوة (انظر الخطوة 3.1 لمزيد من التفاصيل).
    3. انقل كل قضيب معلق (مع بقاء المستعمرات المرجانية معلقة من الشريط) من خزان الاستزراع إلى خزان التغذية ، وضع الشريط بحيث يستقر بإحكام عبر الجزء العلوي من خزان التغذية. يجب أن تبقى المدة التي تتعرض فيها الشعاب المرجانية للهواء قصيرة قدر الإمكان.
      ملاحظة: تأكد من أن المستعمرات لا تلمس بعضها البعض وأن لديها مساحة كافية لالتقاط الطعام (على سبيل المثال ، ~ 5 سم).
    4. أطفئ الأنوار في خزانات التغذية ، أو استخدم غطاء غير محكم لتغطية خزان التغذية لتجنب إزعاج الضوء أثناء التغذية.
    5. اسمح للمستعمرات بالتغذية دون عائق لمدة 4 ساعات.
    6. بعد 4 ساعات ، اجمع العينات للتقدير الكمي "بعد التغذية" لكثافة الأرتيميا nauplii (انظر الخطوة 3.1 لمزيد من التفاصيل).
  6. تنظيف ما بعد التغذية
    1. بعد اكتمال جلسة التغذية ، قم بإزالة المستعمرات المرجانية. أخرج القضبان المعلقة من خزان التغذية بشكل فردي ، واشطف كل مرجان جيدا بمياه البحر من خزان الاستزراع الخاص به لإزالة أي بقايا من الأرتيميا nauplii.
      ملاحظة: اشطف المستعمرات على سطح ثابت بدلا من تعليقها لتقليل مخاطر التلف الذي قد يحدث إذا تأرجحت المستعمرات ذهابا وإيابا أثناء الشطف. وفقا للنقل الأولي ، حافظ على المدة التي تتعرض فيها الشعاب المرجانية للهواء قصيرة قدر الإمكان.
    2. ضع القضبان المعلقة (مع تعليق الشعاب المرجانية) مرة أخرى في خزانات الاستزراع.
    3. افصل الأنابيب التي تربط حاوية التغذية بمضخة الهواء ، وقم بإزالة حاوية التغذية من خزان التغذية.
    4. شطف حاوية التغذية جيدا بالماء العذب لإزالة كل ما تبقى من الأرتيميا nauplii.

3. القياس الكمي لكثافة الأرتيميا نوبلي قبل وبعد التغذية

  1. جمع العينات
    1. اجمع العينات في نقطتين زمنيتين: أولا ، عندما يتم تفريغ Artemia nauplii وتوزيعها بالتساوي في حاوية التغذية (الخطوة 2.5.2) ، ومرة أخرى بعد اكتمال جلسة التغذية (الخطوة 2.5.6).
    2. لكل نقطة زمنية ، استخدم ثلاث محاقن لسحب 20 مل من الماء من السطح والطبقة الوسطى والطبقة السفلية لحاوية التغذية ، على التوالي.
  2. تخفيف العينة
    1. لكل حقنة، انقل عينة الماء التي تبلغ 20 mL إلى كأس زجاجية مستقلة سعة 500 mL.
    2. أضف 180 مل من الماء الساخن (~ 60 درجة مئوية) إلى الدورق (1:10 تخفيف).
      ملاحظة: يستخدم الماء الساخن لشل حركة الأرتيميا nauplii لزيادة دقة التعداد.
    3. أضف 2 مل من عينة الماء من الكأس الزجاجية إلى كل بئر من صفيحة مكونة من 9 آبار.
      ملاحظة: امزج العينة في الدورق لتوزيع الأرتيميا نوبلي بالتساوي في عمود الماء قبل سحب 2 مل من العينة.
    4. احسب عدد الأرتيميا nauplii في كل بئر تحت مجهر ستيريو باستخدام تكبير 6.5x (انظر جدول المواد).
  3. حساب كثافة الأرتيميا nauplii
    1. اقسم عدد الأرتيميا nauplii في كل بئر على 2 للحصول على عدد الأرتيميا nauplii لكل مل. ثم اضرب هذا الرقم في 10 (لحساب التخفيف) لحساب كثافة الأرتيميا نوبلي.
    2. احسب متوسط كثافة الأرتيميا نوبلي (أي متوسط الكثافة عبر 27 بئرا مكررة قبل التغذية مقابل بعدها) لمقارنة كثافة الأرتيميا نوبلي بين التغذية قبل التغذية وبعدها.

4. جمع يرقات المرجان

  1. صنع حاوية جمع اليرقات (الشكل 1E)
    1. حدد زجاجة ماء بلاستيكية سعة 6 لتر ، واقطع قاع الزجاجة تماما.
      ملاحظة: سيتم استخدام هذه الفتحة لنقل المستعمرات داخل وخارج حاوية جمع اليرقات.
    2. قم بإنشاء نافذتين عن طريق قطع مستطيل ~ 15 سم × 20 سم من كل جانب من جوانب الزجاجة.
      ملاحظة: زجاجة ماء بلاستيكية سعة 6 لتر مناسبة للشعاب المرجانية التي يبلغ قطرها ~ 15 سم ؛ تعديل حجم الزجاجة بناء على حجم الشعاب المرجانية التي تتم دراستها.
    3. استخدم مسدس الغراء الساخن ثم الإيبوكسي للصق شبكة عوالق 100 ميكرومتر على كل نافذة من النوافذ.
    4. قم بإنشاء فتحتين صغيرتين (~ 0.5 سم في القطر) على كل جانب من قاع الزجاجة.
    5. ضع خيطا من خلال الفتحتين الصغيرتين ، واربط كلا الطرفين لإنشاء مقبض لربط حاوية جمع اليرقات على الشريط المعلق.
    6. قبل الاستخدام الأولي ، ضع الزجاجات في خزان تدفق (بدون شعاب مرجانية) لمدة 24 ساعة على الأقل لإزالة أي بقايا غراء.
  2. التحضير لجمع المرجان
    1. اغمر حاوية جمع اليرقات بالكامل في خزان الاستزراع.
    2. ضع المستعمرة في حاوية جمع اليرقات مع إبقاء كل من المستعمرة والحاوية مغمورة في الماء.
    3. اربط مقبض حاوية جمع اليرقات بالشريط المعلق.
      ملاحظة: بعد التعليق ، تأكد من أن الجزء العلوي من حاوية التجميع ~ 3 سم فوق الماء.
    4. كرر الخطوات 4.2.1-4.2.3 حتى تصبح جميع المستعمرات في حاويات جمع اليرقات.
  3. جمع وتعداد يرقات المرجان
    1. قم بإعداد إبريق قياس 3 لتر ، وعاء ، ماصة 3 مل ، وأنابيب 50 مل.
    2. قم بفك خيط الصيد من الشريط المعلق ، وقم بإزالة مستعمرة واحدة من حاوية جمع اليرقات. ضع المستعمرة مرة أخرى في خزان الاستزراع على الفور.
      ملاحظة: تأكد من أن مدة التعرض للهواء قصيرة قدر الإمكان.
    3. ضع إحدى يديك على طرف غطاء حاوية جمع اليرقات.
      ملاحظة: عندما تمتلئ حاوية جمع اليرقات بالماء ، يمكن أن تكون ثقيلة. بدون دعم مناسب ، يمكن أن تنكسر الحاوية عند إزالتها من الماء.
    4. قم بفك "مقبض" حاوية جمع اليرقات من الشريط المعلق.
    5. ارفع حاوية جمع اليرقات ببطء من الماء.
    6. أمسك حاوية التجميع بزاوية 45 درجة تقريبا فوق خزان الاستزراع لبضع ثوان للسماح للمياه الزائدة بالتدفق مرة أخرى إلى الخزان عبر نوافذ حاوية تجميع اليرقات.
      ملاحظة: لا تقم بزاوية الحاوية بعد 45 درجة للتخفيف من فرصة سكب اليرقات من أعلى الحاوية.
    7. قم بإزالة حاوية جمع اليرقات من الخزان ، وضعها أعلى إبريق القياس.
    8. قبل فك الغطاء ، استخدم إصبعا واحدا لتطبيق كمية معتدلة من الضغط على الغطاء ، ثم قم بفك الغطاء.
      ملاحظة: يمكن إطلاق الماء الموجود داخل حاوية التجميع بسرعة عند إزالة الغطاء إذا لم يتم دعمه أولا بإصبع واحد (أي يحتمل أن يؤدي إلى فقدان اليرقات).
    9. انقل بعض الماء داخل إبريق القياس إلى وعاء.
    10. عد عدد اليرقات يدويا في الوعاء باستخدام ماصة سعة 3 مل لنقل اليرقات إلى أنبوب سعة 50 مل.
      ملاحظة: اعلم أن بعض اليرقات قد تعلق داخل الماصة. إذا حدث هذا ، اسحب بعض مياه البحر إلى الماصة ، ورجها برفق أثناء إغلاق الماصة بإصبع واحد لتخفيف اليرقات.
    11. استمر في الخطوة 4.3.9 والخطوة 4.3.10 حتى يتم عد جميع اليرقات. في هذه المرحلة ، يمكن استخدام اليرقات في التجارب اللاحقة.
    12. كرر الخطوات 4.3.2-4.3.10 لجميع المستعمرات المرجانية الأخرى.
      ملاحظة: يجب شطف إبريق القياس والوعاء بين المستعمرات.
    13. بعد الانتهاء من العد ، اشطف كل حاوية تجميع جيدا بالماء العذب ، وخاصة النوافذ.

النتائج

سمحت البروتوكولات الموصوفة ب (1) مقارنة الناتج التناسلي وتوقيت المستعمرات المرجانية الفردية بين معالجات التغذية ودرجة الحرارة المتميزة و (2) تقييم جدوى تغذية الأرتيميا nauplii في درجات حرارة مختلفة. هنا ، يتم تقديم لمحة موجزة عن النتائج ، ولكن يجب توخي الحذر فيما يتعلق بالتفسير الواسع لل?...

Discussion

كشف هذا التقييم الأولي لتأثير درجة الحرارة والتغذية على تكاثر المرجان عن اختلافات في الإنتاج التناسلي والتوقيت بين المستعمرات المستزرعة في ظل ظروف معالجة متميزة. علاوة على ذلك ، وجد أن تغذية الأرتيميا nauplii للمستعمرات المرجانية تبدو فعالة في درجات حرارة باردة نسبيا (24 درجة مئوية) وكذ?...

Disclosures

ليس للمؤلفين مصالح مالية متنافسة أو تضارب مصالح آخر.

Acknowledgements

تم تمويل هذا البحث من قبل وزارة العلوم والتكنولوجيا (تايوان) ، أرقام المنح MOST 111-2611-M-291-005 و MOST 111-2811-M-291-001.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Artemia cysts Supreme plusNAFood source 
ChillerResunCL650To cool down water temperature if needed
Conductivity portable meterWTWCond 3110To measure salinity
Enrichment dietsOmegaNAUsed in Artemia cultivation
Fishing lineSuperNylon monofilamentTo hang the coral colonies
Flow motorsMaxspectGP03To create water flow
Heater 350 WISTANAHeaters used in tanks
HOBO pendant temperature loggerOnset ComputerUA-002-08To record water temperature
LED lightsMean WellFTS: HLG-185H-36BNA
Light portable meterLI-CORLI-250ADevice used with light sensor to measure light intensity in PAR
Light sensorLI-CORLI-193SANA
Plankton net 100 µm mesh sizeOmegaNATo collect larvae and artemia 
Primary pump 6000 L/HMr. AquaBP6000To draw water from tanks into chiller
Propeller-type current meterKENEKGR20Device used with propeller-type detector to measure flow rate
Propeller-type detectorKENEKGR3T-2-20NNA
Stereo microscopeZeissStemi 2000-C To count the number of artemia 
Temperature controller 1000 WRep ParkO-RP-SDP-1To set and maintain water temperature

References

  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019)
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510 (2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830 (2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443 (2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -. L., Mayfield, A. B., Fan, T. -. Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988 (2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644 (2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956 (2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -. B., Fan, T. -. Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -. W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218 (2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976 (2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388 (2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362 (2019).
  36. Yeoh, S. -. R., Dai, C. -. F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. . Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. . An R Companion to Applied Regression. Third edition. , (2019).
  41. Harell, F. E. . Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27 (2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -. Y., Dai, C. -. F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -. L., Weis, V. M., Fan, T. -. Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906 (2014).
  52. Lin, C. -. H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246 (2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200 (2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68 (2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466 (2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631 (2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Pocillopora acuta

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved