Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

İklim değişikliği küresel olarak mercan kayalığı ekosistemlerini etkiliyor. Ex situ su ürünleri yetiştiriciliği sistemlerinden elde edilen mercanlar, restorasyon ve araştırma çabalarını desteklemeye yardımcı olabilir. Burada, kuluçkalık skleraktin mercanların ex situ uzun süreli bakımını teşvik etmek için kullanılabilecek besleme ve mercan kültürü teknikleri özetlenmiştir.

Özet

İklim değişikliği, küresel olarak mercanların hayatta kalmasını, büyümesini ve işe alınmasını etkiliyor ve önümüzdeki birkaç on yıl içinde resif ekosistemlerinde bolluk ve topluluk kompozisyonunda büyük ölçekli değişimler bekleniyor. Bu resif bozulmasının tanınması, bir dizi yeni araştırma ve restorasyona dayalı aktif müdahaleye yol açmıştır. Ex situ su ürünleri yetiştiriciliği, sağlam mercan kültürü protokollerinin oluşturulması (örneğin, uzun vadeli deneylerde sağlığı ve üremeyi iyileştirmek için) ve tutarlı bir anaç tedarikinin sağlanması (örneğin, restorasyon projelerinde kullanım için) yoluyla destekleyici bir rol oynayabilir. Burada, kuluçkalık skleraktin mercanlarının beslenmesi ve ex situ kültürü için basit teknikler, örnek olarak yaygın ve iyi çalışılmış mercan Pocillopora acuta kullanılarak özetlenmiştir. Bu yaklaşımı göstermek için, mercan kolonileri farklı sıcaklıklara (24 °C'ye karşı 28 °C) ve besleme işlemlerine (beslenmiş ve beslenmemiş) maruz bırakıldı ve üreme çıktısı ve zamanlaması ile Artemia nauplii'yi her iki sıcaklıkta da mercanlara beslemenin fizibilitesi karşılaştırıldı. Üreme çıktısı, sıcaklık tedavileri arasında gözlemlenen farklı eğilimlerle koloniler arasında yüksek farklılıklar gösterdi; 24 °C'de, beslenen koloniler, beslenmemiş kolonilerden daha fazla larva üretti, ancak 28 °C'de kültürlenen kolonilerde bunun tersi bulundu. Tüm koloniler dolunaydan önce üremiştir ve üreme zamanlamasındaki farklılıklar sadece 28 ° C muamelesinde beslenmemiş koloniler ile 24 ° C muamelesinde beslenen koloniler arasında bulunmuştur (ortalama üreme günü ± standart sapma: sırasıyla 2.5 ± 6.5 ve 11.1 ± 2.6). Mercan kolonileri, her iki tedavi sıcaklığında da Artemia nauplii ile verimli bir şekilde beslendi. Önerilen bu besleme ve kültür teknikleri, hem akışlı hem de devridaim su ürünleri yetiştiriciliği sistemlerinde çok yönlü uygulanabilirlik ile mercan stresinin azaltılmasına ve üreme ömrünün uygun maliyetli ve özelleştirilebilir bir şekilde desteklenmesine odaklanmaktadır.

Giriş

Küresel olarak birçok mercan resifi ekosistemi, iklim değişikliğinin neden olduğu yüksek sıcaklık stresinin bir sonucu olarak kayboluyorve bozuluyor 1,2. Mercan ağartması (yani, mercan-alg simbiyozununparçalanması 3) son4'te nispeten nadir olarak kabul edildi, ancak şimdi daha sık meydana geliyor5, yıllık ağartmanın yüzyılın ortalarından sonlarına kadar birçok bölgede meydana gelmesi bekleniyor 6,7. Ağartma olayları arasındaki ara sürenin bu şekilde kısalması, resif esnekliğikapasitesini sınırlayabilir 8. Yüksek sıcaklık stresinin mercan kolonileri üzerindeki doğrudan etkileri (örneğin, doku hasarı9; enerji tükenmesi10), resif ölçeğindeki dolaylı etkilerle içsel olarak bağlantılıdır ve üreme / işe alım kapasitesindeki bir azalma özellikle endişe vericidir11. Bu, örneğin, işe alımın aktif yerinde iyileştirilmesi (örneğin, resif tohumlama12), mercan restorasyonunun ölçeklendirilmesi için yeni teknolojiler 13 ve ex situ sistemlerde üremeyi teşvik etmek için üreme ipuçlarının simülasyonu14. Bu aktif müdahalelerin tamamlayıcısı, yüksek sıcaklık stresialtında mercanlarda heterotrofik beslenmenin avantajlarının yakın zamanda tanınması 15 ve gıda tedarikinin üremede oynayabileceği rolün araştırılmasıdır16.

Heterotrofik beslenmenin mercanlarınperformansını etkilediği bilinmektedir 17 ve özellikle artan mercan büyümesi18,19 ve ayrıca termal direnç ve esneklik 20,21 ile bağlantılıdır. Yine de, heterotrofinin faydaları mercan türleriarasında her yerde bulunmaz 22 ve tüketilen yiyeceğin türüne23 ve ışığa maruz kalma düzeyine24 göre farklılık gösterebilir. Mercan üremesi bağlamında, heterotrofik beslenme, heterotrofik beslenmeyi takiben daha yüksek25 ve daha düşük26 üreme kapasitesi gözlemleri ile değişken sonuçlar göstermiştir. Heterotrofik beslenmenin bir sıcaklık spektrumunda mercan üremesi üzerindeki etkisi nadiren değerlendirilir, ancak ılıman mercan Cladocora caespitosa'da heterotrofinin daha düşük sıcaklık koşullarında üreme için daha önemli olduğu bulunmuştur27. Belirli resiflerin (örneğin, yüksek gıda mevcudiyeti ile ilişkili resifler28) iklim değişikliği altında işe alım için daha yüksek bir kapasiteye sahip olup olmadığını belirlemek için sıcaklığın ve beslenmenin üreme çıktısı üzerindeki rolünün daha iyi anlaşılması muhtemeldir.

Üreme çıktısına benzer şekilde, mercanlarda sıcaklık ve beslenmenin üreme zamanlaması üzerindeki etkisi, üremenin abiyotik/biyotik koşullarla senkronizasyonunun, ısınan bir okyanusta işe alım başarısı için önemli bir husus olmasına rağmen, nispeten az çalışılmıştır29. Daha yüksek sıcaklıkların, laboratuvarda30 yapılan mercan ısıl koşullandırma çalışmalarında daha erken üreme ile sonuçlandığı gösterilmiştir ve bu,31. mevsimlerde doğal resiflerden toplanan mercanlarda da gözlenmiştir. Yine de, ilginç bir şekilde, son zamanlarda tam tersi bir eğilim, 1 yıl boyunca ex situ akış sisteminde kültürlenen beslenen mercanlarda gözlemlenmiştir (yani, üreme, daha soğuk kış sıcaklıklarında ay döngüsünün başlarında ve daha sonra daha sıcak yaz sıcaklıklarında ay döngüsünde meydana gelmiştir)32. Bu zıt sonuç, üreme zamanlamasının, bol miktarda enerji kaynağı ile ilişkili koşullar altında tipik kalıplardan sapabileceğini göstermektedir.

Farklı sıcaklık senaryoları altında uzun süreli kontrollü deneyler, skleraktin mercanlarında heterotrofinin üreme üzerindeki etkisinin daha iyi anlaşılmasına katkıda bulunabilir. Bununla birlikte, çoklu üreme döngüleri için ex situ koşullar altında üreyen mercan kolonilerini korumak zor olabilir (ancak önceki araştırmalara bakın32,33). Burada, akışlı bir su ürünleri yetiştiriciliği sisteminde kuluçkalık bir mercanın (Pocillopora acuta) aktif beslenmesi (besin kaynağı: Artemia nauplii) ve uzun vadeli kültürü için basit ve etkili teknikler açıklanmaktadır; Yine de, açıklanan tüm tekniklerin devridaim su ürünleri yetiştiriciliği sistemlerinde de kullanılabileceğine dikkat edilmelidir. Bu teknikleri göstermek için, "beslenmiş" ve "beslenmemiş" tedaviler altında 24 ° C ve 28 ° C'de tutulan mercan kolonilerinin üreme çıktısı ve zamanlamasının bir ön karşılaştırması yapılmıştır. Bu sıcaklıklar, güney Tayvan'da sırasıyla kış ve yaz aylarında deniz suyu sıcaklıklarına yaklaşmak için seçilmiştir30,34; Daha yüksek bir sıcaklık seçilmedi, çünkü mercanların termal strese tepkisini test etmek yerine uzun vadeli ex situ kültürün teşvik edilmesi bu deneyin birincil amacıydı. Ayrıca, besleme seanslarından önce ve sonra Artemia nauplii'nin yoğunluğu, her iki sıcaklık işleminde heterotrofik beslemenin fizibilitesini karşılaştırmak için ölçüldü.

Spesifik olarak, 24 koloni P. acuta (ortalama toplam doğrusal uzantı ± standart sapma: 21.3 cm ± 2.8 cm), Tayvan'ın güneyindeki Ulusal Deniz Biyolojisi ve Akvaryum Müzesi'nin araştırma tesislerindeki akış tanklarından elde edildi. Pocillopora acuta, hem yayın yumurtlamasına hem de tipik olarak kuluçka üreme stratejisine sahip yaygın bir mercan türüdür35,36. Bu mercanların ana kolonileri, yaklaşık 2 yıl önce başka bir deney32 için Outlet resifinden (21.931 ° E, 120.745 ° N) toplandı. Sonuç olarak, bu deneyde kullanılan mercan kolonileri, tüm yaşamları boyunca ex situ kültür koşulları altında yetiştirilmiştir; spesifik olarak, koloniler ortam sıcaklığına ve 250 μmol quanta m−2·s−1'de 12 saat:12 saat aydınlık: karanlık döngüye maruz bırakıldı ve haftada iki kez Artemia nauplii ile beslendi. Bu uzun vadeli ex situ kültürün, kolonilerin bu deneydeki tedavi koşullarına nasıl tepki verdiğini etkilemiş olabileceğinin farkındayız. Bu nedenle, buradaki birincil amacın, sıcaklığın ve beslenmenin mercan üremesi üzerindeki etkilerinin değerlendirildiği uygulamalı bir örnek göstererek, açıklanan tekniklerin mercanları ex situ kültürlemek için nasıl etkili bir şekilde kullanılabileceğini göstermek olduğunu vurgulamak isteriz.

Mercan kolonileri, altı akış sistemli kültür tankına eşit olarak dağıtıldı (tank iç uzunluğu x genişlik x yükseklik: 175 cm x 62 cm x 72 cm; tank ışık rejimi: 12 saat: 12 saat ışık: 250 μmol quanta m−2·s−1'de karanlık döngü) (Şekil 1A). Tankların üçündeki sıcaklık 28 °C'ye ve diğer üç tanktaki sıcaklık 24 °C'ye ayarlandı; her tankta her 10 dakikada bir sıcaklığı kaydeden bir kaydedici vardı (Malzeme Tablosuna bakın). Sıcaklık, soğutucular ve ısıtıcılar kullanılarak her tankta bağımsız olarak kontrol edildi ve akış motorları kullanılarak su sirkülasyonu sağlandı (Malzeme Tablosuna bakınız). Her tanktaki kolonilerin yarısı (n = 2 koloni/tank) haftada iki kez Artemia nauplii ile beslenirken, diğer koloniler beslenmedi. Her besleme seansı 4 saat sürdü ve iki bağımsız sıcaklığa özel besleme tankında gerçekleştirildi. Besleme sırasında, kolonilerin tanklar arasında hareket etmesinin potansiyel stres etkisini standartlaştırmak için, beslenmemiş koloniler de dahil olmak üzere tüm koloniler besleme tanklarına taşındı. Beslenen ve beslenmeyen tedavilerdeki koloniler, sıcaklığa özgü besleme tankları içinde örgülü bir çerçeve kullanılarak kendi bölmelerine yerleştirildi, böylece sadece beslenen durumdaki koloniler yiyecek aldı. Mercan üreme çıktısı ve zamanlaması, her koloni için her gün saat 09:00'da, gece boyunca larva toplama kaplarına bırakılan larva sayısı sayılarak değerlendirildi.

Protokol

1. Ex situ su ürünleri yetiştiriciliği tanklarında mercan kolonilerinin asılması

  1. Mercan kolonilerini asmaya hazırlanmak için kültür tankının karşısına çentikli bir çubuk (uzunluk x genişlik x yükseklik: 75 cm x 1 cm x 3 cm) yerleştirin.
    NOT: Bu deneyde kullanılan asma çubuğu özel yapımdır, ancak çıkıntılı vidalara sahip basit bir PVC boru (yani, çentik görevi görecek), kültür tankının tepesine sabit bir şekilde yerleştirilebildiği ve mercanları tutacak kadar güçlü olduğu sürece yeterli olacaktır.
  2. ~1,5 m uzunluğunda bir misina parçasını ölçün ( Malzeme Tablosuna bakın) ve ardından iki kez ikiye katlayın.
    NOT: Oltanın başlangıç uzunluğu, mercan kolonisinin kültür tankındaki istenen son konumuna göre seçilmelidir.
  3. Oltanın ilk uçlarına sahip olan katlanmış oltanın ucuna küçük bir el üstü düğüm atın.
    NOT: Düğümü attıktan sonra altta iki büyük ilmek, üstte bir küçük ilmek olmalıdır.
  4. Mercan kolonisini iki büyük ilmeğin ortasına, ilmekler koloninin etrafına yerleştirilecek ve suya asıldığında mercanı güvenli bir şekilde tutabilecek şekilde yerleştirin.
  5. Oltanın küçük üst halkasını asma çubuğundaki bir çentiğe asın (Şekil 1B).

2. Mercan besleme

  1. Besleme kabının yapılması
    1. Akrilik boru kullanarak dikdörtgen bir çerçeve oluşturun (uzunluk x genişlik x yükseklik: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Çerçevede sırasıyla beslenen ve beslenmeyen mercanların yerleştirilebileceği iki ayrı bölme yapın (Şekil 1C).
      NOT: Akrilik boru, hafif olduğu için (yani daha ağır PVC borunun aksine) kullanılmıştır ve bu nedenle besleme kabının kültür tanklarının içine/dışına daha kolay hareket etmesini kolaylaştırabilir.
    2. Çerçevenin altına ve yanlarına 100 μm plankton ağı yapıştırmak için sıcak tutkal tabancası kullanın.
    3. Kültür tankına yerleştirildiğinde besleme kabının yüzmesini önlemek için borulara (özellikle çerçevenin yanları ve alt kısmı boyunca) toplam ~10 küçük delik (0.5 cm çapında) açın.
    4. Besleme kabının her bir köşesindeki plankton ağından delikler (~0,5 cm çapında) açın.
    5. Köşe deliklerinden 8 cm uzunluğunda 0.5 cm çapında bir boru yerleştirin ve yerine sabitlemek için sıcak tutkal tabancası kullanın.
      NOT: Bu boru parçaları, besleme sırasında bir hava pompasına ve kabarcık taşlarına bağlanacaktır (daha fazla ayrıntı için bkz. adım 2.3.2).
  2. Artemia yetiştiriciliği
    1. Bağımsız bir besleme tankından 2 L deniz suyu toplayın ve deniz suyunu bir Artemia kuluçka kabına dökün (Şekil 1D).
      NOT: Protokolleri göstermek için kullanılan bu deneyde, Artemia yetiştiriciliği için iki kuluçka kabının hazırlanmasını gerektiren iki bağımsız tedaviye özel besleme tankı kullanılmıştır.
    2. Artemia kistlerini eklemeden önce yaklaşık 10 dakika boyunca kuluçka kabının dibine bağlı boruya bir hava pompası bağlayın.
    3. Beklerken, 8 g Artemia kistini ölçmek için bir terazi kullanın ( Malzeme Tablosuna bakın).
      NOT: Huang ve ark.19 tarafından önerildiği gibi 35 ayrı Artemia nauplii/mL'lik bir ortalama yoğunluk elde etmek için, 4 g Artemia kisti ile 1 L deniz suyu oranı kullanın.
    4. 10 dakika sonra, 8 g Artemia kistini kuluçka kabına dökün.
    5. Artemia kistlerini 48 saat inkübe edin.
  3. Besleme tankının hazırlanması
    1. Besleme kabını, kabın üst kısmı su yüzeyinin üzerinde olacak şekilde besleme tankına yerleştirin.
    2. Besleme kabının köşe borusunun dış kısmını, besleme sırasında su sirkülasyonunu kolaylaştırmak için kabarcık taşlarına hava sağlayacak bir hava pompasına bağlayın.
    3. Beslemenin başlamasından ~ 5 dakika önce hava pompasını açın.
  4. Artemia nauplii zenginleştirme ve koleksiyon
    1. İstenilen besleme zamanından 2 saat önce kuluçka kabına 1,5 mL zenginleştirme diyeti ekleyin ( Malzeme Tablosuna bakın).
      NOT: Huang ve ark.19 tarafından 1 L deniz suyuna 0.75 mL zenginleştirme diyeti oranı önerilmektedir.
    2. 2 saat sonra, kuluçka kabına hava sağlayan valfi kapatın.
    3. Ortam ışığını dışarıda bırakmak için kuluçka kabını bir karton kutu ile örtün ve Artemia nauplii'yi kabın dibine çekmek ve böylece canlı Artemia nauplii'nin boş kabuklardan ayrılmasını kolaylaştırmak için kuluçka kabının tabanına 5 dakika boyunca bir ışık kaynağı (cep telefonu feneri yeterlidir) yerleştirin.
    4. 5 dakika sonra kutuyu ve ışık kaynağını çıkarın.
    5. Kuluçka kabının altına 3 L'lik bir ölçüm kabı yerleştirin.
    6. Artemia nauplii ve deniz suyu çözeltisinin ölçüm sürahisine akmasını sağlamak için boruyu kuluçka kabından ayırın; 1 L Artemia nauplii ve deniz suyu çözeltisi toplayın.
      NOT: İstenmeyen boş kabukları hariç tutmak için kuluçka kabındaki hacmin yalnızca yarısını toplayın.
    7. Besleme tankına yakın dururken, Artemia nauplii'yi (süzgeçte kalacak) deniz suyundan ayırmak için Artemia nauplii ve deniz suyu solüsyonunu 100 μm'lik bir süzgeçten dökün.
    8. Süzgeç içinde tutulan Artemia nauplii'yi besleme tankından su ile iki kez durulayın.
    9. Artemia nauplii artık kullanıma hazırdır.
  5. Mercan kolonilerini beslemek
    1. Adım 2.4.8'deki süzgeci besleme tankına yerleştirerek Artemia nauplii'yi boşaltın.
    2. Artemia nauplii'yi eşit olarak dağıtmak için tanktaki suyu elle karıştırın.
      NOT: Bu adımdan sonra Artemia nauplii yoğunluğunun "ön besleme" miktar tayini için numuneler toplayın (daha fazla ayrıntı için bkz. adım 3.1).
    3. Her bir asılı çubuğu (mercan kolonileri hala çubuktan sarkacak şekilde) kültür tankından besleme tankına taşıyın ve çubuğu, besleme tankının üstünde güvenli bir şekilde duracak şekilde konumlandırın. Mercanların havaya maruz kalma süresi mümkün olduğunca kısa tutulmalıdır.
      NOT: Kolonilerin birbirine değmediğinden ve yiyecekleri yakalamak için yeterli alana sahip olduğundan emin olun (örneğin, ~5 cm aralıklarla).
    4. Besleme sırasında ışık rahatsızlığını önlemek için besleme tanklarındaki ışıkları kapatın veya besleme tankını kapatmak için hava geçirmez olmayan bir kapak kullanın.
    5. Kolonilerin 4 saat boyunca rahatsız edilmeden beslenmesine izin verin.
    6. 4 saat sonra, Artemia nauplii yoğunluğunun "besleme sonrası" miktar tayini için numuneleri toplayın (daha fazla ayrıntı için bkz. adım 3.1).
  6. Besleme sonrası temizlik
    1. Beslenme seansı tamamlandıktan sonra mercan kolonilerini çıkarın. Asma çubuklarını besleme tankından ayrı ayrı çıkarın ve kalan Artemia nauplii'yi çıkarmak için her bir mercanı ilgili kültür tankından deniz suyuyla iyice durulayın.
      NOT: Durulama sırasında kolonilerin ileri geri sallanması durumunda oluşabilecek hasar riskini azaltmak için kolonileri asılı değil, sabit bir yüzeyde durulayın. İlk transfere göre, mercanların havaya maruz kaldığı süreyi mümkün olduğunca kısa tutun.
    2. Asılı çubukları (mercanlar asılıyken) kültür tanklarına geri yerleştirin.
    3. Besleme kabını hava pompasına bağlayan boruları ayırın ve besleme kabını besleme tankından çıkarın.
    4. Kalan tüm Artemia nauplii'yi çıkarmak için besleme kabını temiz suyla iyice durulayın.

3. Artemia nauplii yoğunluğunun beslenme öncesi ve sonrası miktarının belirlenmesi

  1. Numunelerin toplanması
    1. Numuneleri iki zaman noktasında toplayın: birincisi, Artemia nauplii boşaltıldığında ve besleme kabına eşit olarak dağıtıldığında (adım 2.5.2) ve yine besleme seansı tamamlandıktan sonra (adım 2.5.6).
    2. Her bir zaman noktası için, besleme kabının yüzeyinden, orta katmanından ve alt katmanından sırasıyla 20 mL su çekmek için üç şırınga kullanın.
  2. Numune seyreltme
    1. Her şırınga için 20 mL su örneğini bağımsız bir 500 mL behere aktarın.
    2. Behere 180 mL sıcak su (~60 °C) ekleyin (1:10 seyreltme).
      NOT: Sıcak su, sayımın doğruluğunu artırmak için Artemia nauplii'yi hareketsiz hale getirmek için kullanılır.
    3. 9 oyuklu bir plakanın her bir kuyucuğuna beherden 2 mL su numunesi ekleyin.
      NOT: 2 mL numuneyi çekmeden önce Artemia nauplii'yi su sütununa eşit olarak dağıtmak için numuneyi beherde karıştırın.
    4. 6.5x büyütme kullanarak stereo mikroskop altında her bir kuyucuktaki Artemia nauplii sayısını sayın ( Malzeme Tablosuna bakın).
  3. Artemia nauplii'nin yoğunluğunun hesaplanması
    1. mL başına Artemia nauplii sayısını elde etmek için her bir oyuktaki Artemia nauplii sayısını 2'ye bölün. Ardından, Artemia nauplii yoğunluğunu hesaplamak için bu sayıyı 10 ile çarpın (seyreltmeyi hesaba katmak için).
    2. Artemia nauplii'nin besleme öncesi ve sonrası arasındaki yoğunluğunu karşılaştırmak için Artemia nauplii'nin ortalama yoğunluğunu (yani, beslemeden önce ve sonra 27 kuyu tekrarındaki ortalama yoğunluk) hesaplayın.

4. Mercan larvalarının toplanması

  1. Larva toplama kabının yapılması (Şekil 1E)
    1. 6 L'lik bir plastik su şişesi seçin ve şişenin altını tamamen kesin.
      NOT: Bu açıklık, kolonileri larva toplama kabının içine ve dışına aktarmak için kullanılacaktır.
    2. Şişenin her iki tarafından ~15 cm x 20 cm'lik bir dikdörtgen keserek iki pencere oluşturun.
      NOT: ~15 cm çapındaki mercanlar için 6 L'lik bir plastik su şişesi uygundur; Şişenin boyutunu, çalışılan mercanların boyutuna göre değiştirin.
    3. Pencerelerin her birine 100 μm'lik bir plankton ağı yapıştırmak için sıcak tutkal tabancası ve ardından epoksi kullanın.
    4. Şişenin tabanının her iki tarafında iki küçük delik (~0,5 cm çapında) oluşturun.
    5. İki küçük delikten bir ip koyun ve larva toplama kabını asma çubuğuna asmak için bir tutamak oluşturmak için her iki ucunu bağlayın.
    6. İlk kullanımdan önce, tutkal kalıntılarını gidermek için şişeleri en az 24 saat boyunca bir akış tankına (mercan içermeyen) yerleştirin.
  2. Mercan toplama için hazırlanıyor
    1. Larva toplama kabını tamamen kültür tankına daldırın.
    2. Hem koloniyi hem de kabı suya batırılmış halde tutarak koloniyi larva toplama kabına yerleştirin.
    3. Larva toplama kabının sapını asma çubuğuna asın.
      NOT: Astıktan sonra, toplama kabının üst kısmının sudan ~3 cm yukarıda olduğundan emin olun.
    4. Tüm koloniler larva toplama kaplarına girene kadar 4.2.1-4.2.3 adımlarını tekrarlayın.
  3. Mercan larvalarının toplanması ve numaralandırılması
    1. 3 L'lik bir ölçüm kabı, bir kase, 3 mL'lik bir pipet ve 50 mL'lik tüpler hazırlayın.
    2. Oltayı asma çubuğundan çıkarın ve bir koloniyi larva toplama kabından çıkarın. Koloniyi hemen kültür tankına geri koyun.
      NOT: Havaya maruz kalma süresinin mümkün olduğunca kısa olduğundan emin olun.
    3. Bir elinizi larva toplama kabının kapak ucuna yerleştirin.
      NOT: Larva toplama kabı su ile doldurulduğunda ağır olabilir. Uygun destek olmadan, kap sudan çıkarılırken kırılabilir.
    4. Larva toplama kabını "tutamağı" asma çubuğundan çıkarın.
    5. Larva toplama kabını yavaşça sudan çıkarın.
    6. Fazla suyun larva toplama kabı pencerelerinden tanka geri akmasını sağlamak için toplama kabını kültür tankının üzerinde yaklaşık 45°'lik bir açıyla birkaç saniye tutun.
      NOT: Larvaların kabın üstünden dökülme olasılığını azaltmak için kabı 45°'yi geçecek açıyla açmayın.
    7. Larva toplama kabını tanktan çıkarın ve ölçüm kabının üzerine yerleştirin.
    8. Kapağı sökmeden önce, kapağa orta miktarda basınç uygulamak için bir parmağınızı kullanın ve ardından kapağı sökün.
      NOT: Toplama kabının içindeki su, önce parmağınızla desteklenmezse (yani potansiyel olarak larva kaybına neden olursa) kapak çıkarıldığında hızlı bir şekilde serbest bırakılabilir.
    9. Ölçüm kabının içindeki suyun bir kısmını bir kaseye aktarın.
    10. Larvaları 50 mL'lik bir tüpe taşımak için 3 mL'lik bir pipet kullanarak kasedeki larva sayısını manuel olarak sayın.
      NOT: Bazı larvaların pipetin içine sıkışabileceğini unutmayın. Böyle bir durumda, pipete biraz deniz suyu çekin ve larvaları gevşetmek için pipeti bir parmağınızla kapatırken hafifçe sallayın.
    11. Tüm larvalar sayılana kadar 4.3.9 ve 4.3.10 adımlarına devam edin. Bu aşamada, larvalar sonraki deneylerde kullanılabilir.
    12. Diğer tüm mercan kolonileri için 4.3.2-4.3.10 adımlarını tekrarlayın.
      NOT: Ölçü kabı ve kase koloniler arasında durulanmalıdır.
    13. Sayım bittikten sonra, her toplama kabını, özellikle pencereleri temiz suyla iyice durulayın.

Sonuçlar

Açıklanan protokoller, (1) farklı beslenme ve sıcaklık tedavileri arasında bireysel mercan kolonilerinin üreme çıktısının ve zamanlamasının karşılaştırılmasına ve (2) Artemia nauplii'nin farklı sıcaklıklarda beslenmesinin fizibilitesinin değerlendirilmesine izin verdi. Burada, bulguların kısa bir özeti verilmiştir, ancak bu deneyin kısa vadeli doğası (yani, sadece bir üreme döngüsü) ve ex situ koşullara alışmış mercan kolonilerinin kullanımı nedeniyle, sıcaklı...

Tartışmalar

Sıcaklık ve beslenmenin mercan üremesi üzerindeki etkisine ilişkin bu ön değerlendirme, farklı tedavi koşulları altında kültürlenen koloniler arasında üreme çıktısı ve zamanlamasındaki farklılıkları ortaya çıkardı. Ayrıca, Artemia nauplii'nin mercan kolonilerine beslenmesinin nispeten soğuk (24 ° C) ve ılık sıcaklıklarda (28 ° C) etkili olduğu görülmüştür. Bu birleşik bulgular, bu basit tekniklerin, skleraktin mercanlarının (örnek olarak P. acuta kullanılarak...

Açıklamalar

Yazarların birbiriyle çelişen finansal çıkarları veya diğer çıkar çatışmaları yoktur.

Teşekkürler

Bu araştırma, Bilim ve Teknoloji Bakanlığı (Tayvan), MOST 111-2611-M-291-005 ve MOST 111-2811-M-291-001 hibe numaraları tarafından finanse edilmiştir.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Artemia cysts Supreme plusNAFood source 
ChillerResunCL650To cool down water temperature if needed
Conductivity portable meterWTWCond 3110To measure salinity
Enrichment dietsOmegaNAUsed in Artemia cultivation
Fishing lineSuperNylon monofilamentTo hang the coral colonies
Flow motorsMaxspectGP03To create water flow
Heater 350 WISTANAHeaters used in tanks
HOBO pendant temperature loggerOnset ComputerUA-002-08To record water temperature
LED lightsMean WellFTS: HLG-185H-36BNA
Light portable meterLI-CORLI-250ADevice used with light sensor to measure light intensity in PAR
Light sensorLI-CORLI-193SANA
Plankton net 100 µm mesh sizeOmegaNATo collect larvae and artemia 
Primary pump 6000 L/HMr. AquaBP6000To draw water from tanks into chiller
Propeller-type current meterKENEKGR20Device used with propeller-type detector to measure flow rate
Propeller-type detectorKENEKGR3T-2-20NNA
Stereo microscopeZeissStemi 2000-C To count the number of artemia 
Temperature controller 1000 WRep ParkO-RP-SDP-1To set and maintain water temperature

Referanslar

  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019)
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510 (2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830 (2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443 (2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -. L., Mayfield, A. B., Fan, T. -. Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988 (2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644 (2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956 (2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -. B., Fan, T. -. Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -. W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218 (2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976 (2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388 (2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362 (2019).
  36. Yeoh, S. -. R., Dai, C. -. F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. . Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. . An R Companion to Applied Regression. Third edition. , (2019).
  41. Harell, F. E. . Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27 (2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -. Y., Dai, C. -. F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -. L., Weis, V. M., Fan, T. -. Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906 (2014).
  52. Lin, C. -. H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246 (2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200 (2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68 (2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466 (2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631 (2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399 (2020).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Besleme TeknikleriEx Situ K lt rDam zl k Skleraktin MercanPocillopora Acutaklim De i ikli iResif BozulumuMercan K lt r ProtokolleriSa l k ve remeAna TeminiRestorasyon ProjeleriS cakl k EtkileriBesleme Tedavilerireme Verimi

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır