JoVE Logo
Autores
Entre em contato

Entrar

É necessária uma assinatura da JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou comece sua avaliação gratuita.

Neste Artigo

  • Resumo
  • Resumo
  • Introdução
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discussão
  • Divulgações
  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

As mudanças climáticas estão impactando os ecossistemas de recifes de coral globalmente. Corais provenientes de sistemas de aquicultura ex situ podem ajudar a apoiar os esforços de restauração e pesquisa. Neste trabalho, são descritas técnicas de alimentação e cultura de corais que podem ser usadas para promover a manutenção a longo prazo de corais escleractíneos reprodutores ex situ .

Resumo

As mudanças climáticas estão afetando a sobrevivência, o crescimento e o recrutamento de corais globalmente, com mudanças em grande escala na abundância e composição da comunidade esperadas nos ecossistemas recifais nas próximas décadas. O reconhecimento dessa degradação dos recifes levou a uma série de novas intervenções ativas baseadas em pesquisa e restauração. A aquicultura ex situ pode desempenhar um papel de apoio através do estabelecimento de protocolos robustos de cultura de corais (por exemplo, para melhorar a saúde e a reprodução em experimentos de longo prazo) e através do fornecimento de um suprimento consistente de matrizes (por exemplo, para uso em projetos de restauração). Aqui, técnicas simples para a alimentação e cultivo ex situ de corais escleractíneos reprodutores são delineadas usando o coral comum e bem estudado, Pocillopora acuta, como exemplo. Para demonstrar essa abordagem, colônias de corais foram expostas a diferentes temperaturas (24 °C vs. 28 °C) e tratamentos alimentares (alimentados vs. não alimentados) e a produção e época reprodutivas, bem como a viabilidade de alimentar náuplios de Artemia para corais em ambas as temperaturas, foram comparadas. A produção reprodutiva apresentou alta variação entre as colônias, com diferentes tendências observadas entre os tratamentos térmicos; a 24 °C, as colônias alimentadas produziram mais larvas do que as colônias não alimentadas, mas o oposto foi encontrado nas colônias cultivadas a 28 °C. Todas as colônias se reproduziram antes da lua cheia, e diferenças no tempo reprodutivo só foram encontradas entre colônias não alimentadas no tratamento a 28 °C e colônias alimentadas no tratamento a 24 °C (média do dia lunar de reprodução ± desvio padrão: 6,5 ± 2,5 e 11,1 ± 2,6, respectivamente). As colônias de corais alimentaram-se eficientemente de náuplios de Artemia em ambas as temperaturas de tratamento. Essas técnicas propostas de alimentação e cultivo têm como foco a redução do estresse dos corais e a promoção da longevidade reprodutiva de forma econômica e customizável, com aplicabilidade versátil tanto em sistemas de escoamento quanto em sistemas de recirculação aquícola.

Introdução

Muitos ecossistemas de recifes de coral em todo o mundo estão sendo perdidos e degradados como resultado do estresse de altas temperaturas impulsionado pelas mudanças climáticas 1,2. O branqueamento de corais (isto é, a quebra da simbiose coral-algal3) foi considerado relativamente raro no passado4 mas agora está ocorrendo com mais frequência5, com expectativa de que o branqueamento anual ocorra em muitas regiões em meados do século 6,7. Esse encurtamento do período intermediário entre os eventos de branqueamento pode limitar a capacidade de resiliência dos recifes8. Os impactos diretos do estresse de altas temperaturas nas colônias de corais (por exemplo, dano tecidual9; depleção de energia10) estão intrinsecamente ligados a impactos indiretos no nível da escala dos recifes, dos quais uma redução na capacidade reprodutiva/de recrutamento é particularmente preocupante11. Isso estimulou uma série de pesquisas aplicadas explorando, por exemplo, o aumento ativo in situ do recrutamento (por exemplo, semeadura de recifes12), novas tecnologias para a restauração de corais em escala 13 e a simulação de pistas reprodutivas para induzir a reprodução em sistemas ex situ 14. Complementam essas intervenções ativas o recente reconhecimento das vantagens da alimentação heterotrófica em corais sob estresse térmico15 e a exploração do papel que a provisão alimentar pode desempenhar na reprodução16.

Sabe-se que a alimentação heterotrófica influencia o desempenho dos corais17 e tem sido especificamente associada ao aumento do crescimento dos corais18,19, bem como à resistência térmica e resiliência20,21. No entanto, os benefícios da heterotrofia não são onipresentes entre as espécies de corais22 e podem diferir de acordo com o tipo de alimento consumido 23, bem como o nível de exposição à luz24. No contexto da reprodução dos corais, a alimentação heterotrófica tem mostrado resultados variáveis, com observações de maior capacidade reprodutivade 25 e26 após alimentação heterotrófica. A influência da alimentação heterotrófica na reprodução de corais em um espectro de temperaturas é raramente avaliada, mas no coral temperado Cladocora caespitosa, a heterotrofia mostrou-se mais importante para a reprodução sob condições de temperatura mais baixa27. Uma melhor compreensão do papel da temperatura e da alimentação na produção reprodutiva é provavelmente necessária para determinar se recifes específicos (por exemplo, recifes associados à alta disponibilidade de alimento28) possuem uma maior capacidade de recrutamento sob as mudanças climáticas.

Semelhante à produção reprodutiva, o efeito da temperatura e da alimentação sobre o tempo reprodutivo em corais permanece relativamente pouco estudado, apesar da sincronização da reprodução com condições abióticas/bióticas ser uma consideração importante para o sucesso do recrutamento em um oceano em aquecimento29. Temperaturas mais quentes resultaram em reprodução mais precoce em estudos de condicionamento térmico de corais conduzidos em laboratório30, e isso também foi observado em corais coletados de recifes naturais ao longo das estações31. No entanto, curiosamente, a tendência oposta foi observada recentemente em corais alimentados cultivados ao longo de 1 ano em um sistema de fluxo ex situ (isto é, a reprodução ocorreu mais cedo no ciclo lunar em temperaturas mais frias de inverno e mais tarde no ciclo lunar em temperaturas mais quentes de verão)32. Esse resultado contrastante sugere que o tempo reprodutivo pode se afastar dos padrões típicos em condições associadas a recursos energéticos abundantes.

Experimentos controlados de longa duração sob diferentes cenários de temperatura podem contribuir para um melhor entendimento da influência da heterotrofia na reprodução em corais escleractíneos. Manter colônias de corais reprodutoras em condições ex situ para múltiplos ciclos reprodutivos, no entanto, pode ser um desafio (mas ver pesquisas anteriores32,33). Neste trabalho, são descritas técnicas simples e eficazes para a alimentação ativa (fonte alimentar: náuplios de Artemia) e o cultivo a longo prazo de um coral reprodutor (Pocillopora acuta) em um sistema de aquicultura de fluxo contínuo; No entanto, deve-se notar que todas as técnicas descritas também podem ser utilizadas em sistemas de aquicultura de recirculação. Para demonstrar essas técnicas, uma comparação preliminar da produção reprodutiva e da época de colônias de corais mantidas a 24 °C e 28 °C sob tratamentos "alimentado" e "não alimentado" foi conduzida. Essas temperaturas foram escolhidas para aproximar as temperaturas da água do mar no inverno e no verão, respectivamente, no sul de Taiwan30,34; Uma temperatura mais alta não foi escolhida porque a promoção de culturas ex situ de longo prazo, em vez de testar a resposta dos corais ao estresse térmico, foi um objetivo primário deste experimento. Além disso, a densidade de náuplios de Artemia antes e após as sessões de alimentação foi quantificada para comparar a viabilidade de alimentação heterotrófica em ambos os tratamentos de temperatura.

Especificamente, 24 colônias de P. acuta (extensão linear total média ± desvio padrão: 21,3 cm ± 2,8 cm) foram obtidas de tanques de fluxo nas instalações de pesquisa do Museu Nacional de Biologia Marinha e Aquário, sul de Taiwan. Pocillopora acuta é uma espécie de coral comum que possui tanto uma estratégia de desova de transmissão, mas tipicamente reprodutiva35,36. As colônias parentais desses corais foram originalmente coletadas no recife Outlet (21,931°E, 120,745°N) aproximadamente 2 anos antes para outro experimento32. Consequentemente, as colônias de corais utilizadas no presente experimento foram criadas por toda a vida em condições de cultura ex situ; especificamente, as colônias foram expostas à temperatura ambiente e a um ciclo claro: escuro de 12 h:12 h a 250 μmol quanta m−2·s−1 e foram alimentadas com náuplios de Artemia duas vezes por semana. Reconhecemos que essa cultura ex situ de longo prazo pode ter afetado a forma como as colônias responderam às condições de tratamento neste experimento. Gostaríamos, portanto, de enfatizar que o objetivo principal aqui é ilustrar como as técnicas descritas podem ser efetivamente utilizadas para o cultivo de corais ex situ, demonstrando um exemplo aplicado em que os efeitos da temperatura e da alimentação na reprodução dos corais foram avaliados.

As colônias de corais foram distribuídas uniformemente em seis tanques de cultura do sistema flow-through (comprimento interior do tanque x largura x altura: 175 cm x 62 cm x 72 cm; regime de luz do tanque: 12 h:12h ciclo claro:escuro a 250 μmol quanta m−2·s−1) (Figura 1A). A temperatura em três dos tanques foi fixada em 28 °C, e a temperatura nos outros três tanques foi fixada em 24 °C; cada tanque tinha um registrador que registrava a temperatura a cada 10 min (veja a Tabela de Materiais). A temperatura foi controlada independentemente em cada tanque usando chillers e aquecedores, e a circulação da água foi mantida usando motores de fluxo (veja a Tabela de Materiais). Metade das colônias em cada tanque (n = 2 colônias/tanque) foi alimentada com náuplios de Artemia duas vezes por semana, enquanto as outras colônias não foram alimentadas. Cada sessão de alimentação teve duração de 4 h e foi conduzida em dois tanques de alimentação independentes com temperatura específica. Durante a alimentação, todas as colônias foram movidas para os tanques de alimentação, incluindo as colônias não alimentadas, para padronizar o efeito de estresse potencial de mover as colônias entre os tanques. As colônias nos tratamentos alimentado e não alimentado foram posicionadas em seu próprio compartimento usando uma estrutura de malha dentro dos tanques de alimentação com temperatura específica para que apenas as colônias na condição de alimentado recebessem alimento. A produção e o tempo reprodutivo dos corais foram avaliados para cada colônia diariamente às 09:00 da manhã, contando-se o número de larvas que foram liberadas nos recipientes de coleta de larvas durante a noite.

Protocolo

1. Colónias de coral suspensasem tanques de aquicultura ex situ

  1. Posicione uma barra entalada (comprimento x largura x altura: 75 cm x 1 cm x 3 cm), doravante denominada "barra suspensa", em todo o tanque de cultura em preparação para pendurar as colônias de corais.
    NOTA: A barra suspensa usada neste experimento foi feita sob medida, mas um tubo de PVC simples com parafusos salientes (ou seja, para atuar como entalhes) seria suficiente, desde que pudesse ser posicionado de maneira estável na parte superior do tanque de cultura e fosse forte o suficiente para segurar os corais.
  2. Meça um pedaço de linha de pesca (consulte a Tabela de Materiais) com ~1,5 m de comprimento e, em seguida, dobre-o ao meio duas vezes.
    NOTA: O comprimento inicial da linha de pesca deve ser escolhido com base na posição final desejada da colônia de corais no tanque de cultura.
  3. Faça um pequeno nó overhand no final da linha de pesca dobrada que tem as extremidades iniciais da linha de pesca.
    NOTA: Depois de fazer o nó, deve haver dois laços grandes na parte inferior e um pequeno laço na parte superior.
  4. Coloque a colônia de corais no meio das duas grandes alças, de modo que as alças sejam posicionadas ao redor da colônia e possam segurar o coral quando ele estiver pendurado na água.
  5. Encaixe o pequeno laço superior da linha de pesca em um entalhe na barra suspensa (Figura 1B).

2. Alimentação de corais

  1. Fazendo o recipiente de alimentação
    1. Construa uma estrutura retangular usando tubo de acrílico (comprimento x largura x altura: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Faça dois compartimentos separados na estrutura onde os corais alimentados e não alimentados podem ser colocados, respectivamente (Figura 1C).
      OBS: O tubo de acrílico foi utilizado por ser leve (ou seja, ao contrário do tubo de PVC mais pesado) e, portanto, facilitar a movimentação do recipiente de alimentação para dentro/para fora dos tanques de cultura.
    2. Use uma pistola de cola quente para aderir 100 μm de malha de plâncton na parte inferior e nas laterais do quadro.
    3. Faça um total de ~10 pequenos furos (0,5 cm de diâmetro) nos tubos (especialmente ao longo das laterais e na parte inferior da estrutura) para evitar que o recipiente de alimentação flutue quando colocado no tanque de cultura.
    4. Faça furos (~0,5 cm de diâmetro) através da malha de plâncton em cada canto do recipiente de alimentação.
    5. Coloque uma tubulação de 8 cm de comprimento de 0,5 cm de diâmetro através dos orifícios de canto e use uma pistola de cola quente para fixá-la na posição.
      NOTA: Estes pedaços de tubos serão ligados a uma bomba de ar e pedras de bolhas durante a alimentação (ver passo 2.3.2 para obter mais detalhes).
  2. Cultivo de Artemia
    1. Coletar 2 L de água do mar de um tanque de alimentação independente e despejar a água do mar em um recipiente de eclosão Artemia (Figura 1D).
      NOTA: No presente experimento utilizado para demonstrar os protocolos, foram utilizados dois tanques de alimentação independentes específicos para tratamento, o que exigiu a preparação de dois recipientes para incubação para o cultivo de Artemia .
    2. Conecte uma bomba de ar à tubulação conectada ao fundo do recipiente de eclosão por aproximadamente 10 minutos antes de adicionar cistos Artemia .
    3. Enquanto espera, use uma balança para medir 8 g de cistos de Artemia (veja a Tabela de Materiais).
      NOTA: Para obter uma densidade média de 35 náuplios de Artemia individuais/mL, como sugerido por Huang et al.19, use uma proporção de 4 g de cistos de Artemia para 1 L de água do mar.
    4. Após 10 min, despeje os 8 g de cistos de Artemia no recipiente de eclosão.
    5. Incubar os cistos de Artemia por 48 h.
  3. Preparação do tanque de alimentação
    1. Coloque o recipiente de alimentação no tanque de alimentação de tal forma que a parte superior do recipiente esteja acima da superfície da água.
    2. Conecte a parte externa da tubulação de canto do recipiente de alimentação a uma bomba de ar, que fornecerá ar para pedras de bolhas para facilitar a circulação de água durante a alimentação.
    3. Ligue a bomba de ar ~5 min antes do início da alimentação.
  4. Enriquecimento e coleta de náuplios de Artemia
    1. Adicionar 1,5 mL de dieta de enriquecimento (consulte a Tabela de Materiais) ao recipiente de eclosão 2 h antes do horário de alimentação desejado.
      NOTA: Uma proporção de 0,75 mL de dieta de enriquecimento para 1 L de água do mar é recomendada por Huang et al.19.
    2. Após 2 h, desligue a válvula que fornece ar ao recipiente de eclosão.
    3. Cubra o recipiente de eclosão com uma caixa de papelão para excluir a luz ambiente e coloque uma fonte de luz (uma lanterna de telefone celular é suficiente) na base do recipiente de eclosão por 5 minutos para atrair náuplios Artemia para o fundo do recipiente e, assim, facilitar a separação de náuplios vivos de Artemia de conchas vazias.
    4. Após 5 min, retire a caixa e a fonte de luz.
    5. Coloque um jarro de medição de 3 L abaixo do recipiente de incubação.
    6. Retire a tubulação do recipiente de eclosão para permitir que os náuplios Artemia e a solução de água do mar fluam para o jarro de medição; recolher 1 L da solução de náuplios Artemia e água do mar.
      NOTA: Colete apenas metade do volume no recipiente de incubação para excluir invólucros vazios indesejados.
    7. Enquanto estiver próximo ao tanque de alimentação, despeje os náuplios Artemia e a solução de água do mar através de um filtro de 100 μm para separar os náuplios Artemia (que permanecerão no filtro) da água do mar.
    8. Enxágue os náuplios Artemia mantidos dentro do filtro duas vezes com água do tanque de alimentação.
    9. Os náuplios Artemia já estão prontos para serem usados.
  5. Alimentando as colônias de corais
    1. Descarregar os náuplios Artemia colocando o filtro do passo 2.4.8 no tanque de alimentação.
    2. Mexa a água no tanque à mão para distribuir uniformemente os náuplios Artemia .
      NOTA: Recolher amostras para a quantificação "pré-alimentação" da densidade de náuplios de Artemia após esta etapa (ver passo 3.1 para mais detalhes).
    3. Mova cada barra suspensa (com as colônias de corais ainda penduradas na barra) do tanque de cultura para o tanque de alimentação e posicione a barra de modo que ela fique firmemente apoiada na parte superior do tanque de alimentação. O período de exposição dos corais ao ar deve ser o mais curto possível.
      NOTA: Certifique-se de que as colônias não estão se tocando e têm espaço suficiente para capturar alimentos (por exemplo, ~5 cm de distância).
    4. Desligue as luzes dos tanques de alimentação ou use uma tampa não hermética para cobrir o tanque de alimentação para evitar distúrbios leves durante a alimentação.
    5. Deixe as colônias se alimentarem sem serem perturbadas por 4 h.
    6. Após 4 h, recolher as amostras para a quantificação "pós-alimentação" da densidade de náuplios de Artemia (ver passo 3.1 para mais pormenores).
  6. Limpeza pós-alimentação
    1. Após a conclusão da sessão de alimentação, remova as colônias de corais. Retire as barras suspensas do tanque de alimentação individualmente e lave completamente cada coral com água do mar de seu respectivo tanque de cultura para remover qualquer nauplii Artemia residual.
      NOTA: Lave as colônias em uma superfície estável em vez de pendurada para reduzir o risco de danos que poderiam ocorrer se as colônias balançassem para frente e para trás durante o enxágue. De acordo com a transferência inicial, mantenha o tempo de exposição dos corais ao ar o mais curto possível.
    2. Coloque as barras suspensas (com corais pendurados) de volta nos tanques de cultura.
    3. Retire os tubos que conectam o recipiente de alimentação à bomba de ar e remova o recipiente de alimentação do tanque de alimentação.
    4. Lave bem o recipiente de alimentação com água fresca para remover todos os náuplios Artemia restantes.

3. Quantificação da densidade de náuplios de Artemia pré e pós-alimentação

  1. Coleta das amostras
    1. Recolher amostras em dois momentos: primeiro, quando os náuplios de Artemia tiverem sido descarregados e distribuídos uniformemente no recipiente de alimentação (passo 2.5.2), e novamente após a sessão de alimentação ter sido concluída (passo 2.5.6).
    2. Para cada ponto de tempo, use três seringas para retirar 20 mL de água da superfície, da camada intermediária e da camada inferior do recipiente de alimentação, respectivamente.
  2. Diluição da amostra
    1. Para cada seringa, transfira os 20 mL de amostra de água para um copo independente de 500 mL.
    2. Adicionar 180 ml de água quente (~60 °C) ao copo (diluição 1:10).
      NOTA: A água quente é usada para imobilizar os náuplios Artemia para aumentar a precisão da enumeração.
    3. Adicionar 2 mL da amostra de água do copo em cada poço de uma placa de 9 poços.
      NOTA: Misture a amostra no copo para distribuir uniformemente os náuplios de Artemia na coluna de água antes de retirar os 2 mL de amostra.
    4. Conte o número de náuplios Artemia em cada poço sob um microscópio estéreo usando aumento de 6,5x (consulte a Tabela de Materiais).
  3. Calculando a densidade de náuplios de Artemia
    1. Divida o número de náuplios de Artemia em cada poço por 2 para obter o número de náuplios de Artemia por mL. Em seguida, multiplique esse número por 10 (para contabilizar a diluição) para calcular a densidade de náuplios de Artemia.
    2. Calcular a densidade média de náuplios de Artemia (ou seja, densidade média ao longo das 27 réplicas de poço antes vs. depois da alimentação) para comparar a densidade de náuplios de Artemia entre pré e pós-alimentação.

4. Coleta de larvas de coral

  1. Confecção do recipiente de coleta de larvas (Figura 1E)
    1. Selecione uma garrafa de água plástica de 6 L e corte o fundo da garrafa completamente.
      NOTA: Esta abertura será utilizada para transferir as colônias para dentro e para fora do recipiente de coleta de larvas.
    2. Crie duas janelas cortando um retângulo de ~15 cm x 20 cm de cada lado da garrafa.
      NOTA: Uma garrafa de água plástica de 6 L é apropriada para corais com ~15 cm de diâmetro; Modificar o tamanho da garrafa com base no tamanho dos corais em estudo.
    3. Use uma pistola de cola quente e, em seguida, epóxi para aderir uma malha de plâncton de 100 μm em cada uma das janelas.
    4. Crie dois pequenos orifícios (~0,5 cm de diâmetro) em cada lado do fundo da garrafa.
    5. Coloque uma corda através dos dois pequenos orifícios e amarre ambas as extremidades para criar uma alça para prender o recipiente de coleta de larvas na barra suspensa.
    6. Antes do uso inicial, coloque os frascos em um tanque de fluxo (sem corais) por pelo menos 24 h para remover qualquer resíduo de cola.
  2. Preparando-se para a coleta de corais
    1. Mergulhe completamente o recipiente de coleta de larvas no tanque de cultura.
    2. Coloque a colônia no recipiente de coleta de larvas, mantendo a colônia e o recipiente submersos em água.
    3. Encaixe a alça do recipiente de coleta de larvas na barra suspensa.
      NOTA: Depois de pendurado, certifique-se de que a parte superior do recipiente de coleta esteja ~3 cm acima da água.
    4. Repita as etapas 4.2.1-4.2.3 até que todas as colônias estejam em seus recipientes de coleta de larvas.
  3. Coleta e enumeração das larvas de coral
    1. Prepare um jarro de medição de 3 L, uma tigela, uma pipeta de 3 mL e tubos de 50 mL.
    2. Desconecte a linha de pesca da barra suspensa e remova uma colônia de seu recipiente de coleta de larvas. Coloque a colônia de volta no tanque de cultura imediatamente.
      NOTA: Certifique-se de que a duração da exposição ao ar é a mais curta possível.
    3. Coloque uma das mãos na extremidade da tampa do recipiente de coleta de larvas.
      NOTA: Quando o recipiente de coleta de larvas está cheio de água, ele pode ser pesado. Sem o suporte adequado, o recipiente pode quebrar quando está sendo retirado da água.
    4. Desconecte a "alça" do recipiente de coleta de larvas da barra suspensa.
    5. Levante lentamente o recipiente de coleta de larvas para fora da água.
    6. Segure o recipiente de coleta em um ângulo de aproximadamente 45° acima do tanque de cultura por alguns segundos para permitir que o excesso de água flua de volta para o tanque através das janelas do recipiente de coleta de larvas.
      NOTA: Não incline o recipiente além de 45° para mitigar a chance de despejar larvas do topo do recipiente.
    7. Retire o recipiente de coleta de larvas do tanque e posicione-o em cima do jarro de medição.
    8. Antes de desaparafusar a tampa, use um dedo para aplicar uma quantidade moderada de pressão contra a tampa e, em seguida, desaparafuse a tampa.
      NOTA: A água dentro do recipiente de coleta pode ser liberada rapidamente quando a tampa é removida se não for apoiada primeiro pelo dedo (ou seja, potencialmente resultando em uma perda de larvas).
    9. Transfira um pouco da água dentro do jarro de medição para uma tigela.
    10. Conte manualmente o número de larvas na tigela usando uma pipeta de 3 mL para mover as larvas para um tubo de 50 mL.
      NOTA: Esteja ciente de que algumas das larvas podem ficar presas dentro da pipeta. Se isso acontecer, retire um pouco de água do mar para dentro da pipeta e agite suavemente enquanto sela a pipeta com um dedo para soltar as larvas.
    11. Continue os passos 4.3.9 e 4.3.10 até que todas as larvas tenham sido contadas. Nesta fase, as larvas podem ser utilizadas em experimentos subsequentes.
    12. Repita as etapas 4.3.2-4.3.10 para todas as outras colônias de corais.
      NOTA: O jarro medidor e a tigela devem ser enxaguados entre as colônias.
    13. Após o término da contagem, enxágue bem cada recipiente coletor com água fresca, especialmente as janelas.

Resultados

Os protocolos descritos permitiram (1) a comparação da produção reprodutiva e época de colônias individuais de corais entre diferentes tratamentos de alimentação e temperatura e (2) uma avaliação da viabilidade da alimentação de náuplios de Artemia em diferentes temperaturas. Aqui, uma breve visão geral dos resultados é dada, mas deve-se ter cautela com relação à interpretação ampla dos efeitos relatados da temperatura e da alimentação sobre a reprodução dos corais devido à natureza de c...

Discussão

Esta avaliação preliminar do efeito da temperatura e da alimentação sobre a reprodução dos corais revelou diferenças na produção reprodutiva e na época entre colônias cultivadas sob diferentes condições de tratamento. Além disso, verificou-se que a alimentação de náuplios de Artemia para colônias de corais pareceu ser eficaz em temperaturas relativamente frias (24°C), bem como quentes (28°C). Esses resultados combinados destacam a aplicabilidade dessas técnicas simples para a alimentação e...

Divulgações

Os autores não têm interesses financeiros concorrentes ou outros conflitos de interesse.

Agradecimentos

Esta pesquisa foi financiada pelo Ministério da Ciência e Tecnologia (Taiwan), números de processo MOST 111-2611-M-291-005 e MOST 111-2811-M-291-001.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
Artemia cysts Supreme plusNAFood source 
ChillerResunCL650To cool down water temperature if needed
Conductivity portable meterWTWCond 3110To measure salinity
Enrichment dietsOmegaNAUsed in Artemia cultivation
Fishing lineSuperNylon monofilamentTo hang the coral colonies
Flow motorsMaxspectGP03To create water flow
Heater 350 WISTANAHeaters used in tanks
HOBO pendant temperature loggerOnset ComputerUA-002-08To record water temperature
LED lightsMean WellFTS: HLG-185H-36BNA
Light portable meterLI-CORLI-250ADevice used with light sensor to measure light intensity in PAR
Light sensorLI-CORLI-193SANA
Plankton net 100 µm mesh sizeOmegaNATo collect larvae and artemia 
Primary pump 6000 L/HMr. AquaBP6000To draw water from tanks into chiller
Propeller-type current meterKENEKGR20Device used with propeller-type detector to measure flow rate
Propeller-type detectorKENEKGR3T-2-20NNA
Stereo microscopeZeissStemi 2000-C To count the number of artemia 
Temperature controller 1000 WRep ParkO-RP-SDP-1To set and maintain water temperature

Referências

  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019)
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510 (2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830 (2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443 (2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -. L., Mayfield, A. B., Fan, T. -. Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988 (2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644 (2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956 (2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -. B., Fan, T. -. Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -. W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218 (2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976 (2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388 (2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362 (2019).
  36. Yeoh, S. -. R., Dai, C. -. F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. . Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. . An R Companion to Applied Regression. Third edition. , (2019).
  41. Harell, F. E. . Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27 (2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -. Y., Dai, C. -. F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -. L., Weis, V. M., Fan, T. -. Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906 (2014).
  52. Lin, C. -. H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246 (2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200 (2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68 (2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466 (2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631 (2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399 (2020).

Reimpressões e Permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou figuras deste artigo JoVE

Solicitar Permissão

Explore Mais Artigos

T cnicas de Alimenta oCultura Ex SituCriaCorais Escleract neosPocillopora AcutaMudan as Clim ticasDegrada o de RecifesProtocolos de Cultura de CoraisSa de e Reprodu oFornecimento de ReprodutoresProjetos de Restaura oEfeitos de TemperaturaTratamentos AlimentaresProdu o Reprodutiva

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Entre em contato

recomende à biblioteca

Newsletter

Pesquisa

Educação

Autores

Bibliotecários

SOBRE A JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados