JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول التقنية الجراحية المستخدمة لوضع قسطرة التخفيف الحراري عبر الوريد الوداجي في الخنازير لتقدير النتاج القلبي وضمان التروية الرئوية الكافية أثناء نضح الرئة خارج الجسم الحي (EVLP).

Abstract

نظرا لتشابهها الفسيولوجي مع البشر ، تستخدم الخنازير كنماذج تجريبية لتروية الرئة خارج الجسم الحي (EVLP). EVLP هي تقنية تتسرب من الرئتين غير المناسبتين للزرع عبر مضخة دوران خارج الجسم لتحسين وظيفتها وزيادة صلاحيتها. يتم تمييز بروتوكولات EVLP الحالية حسب نوع محلول التروية وتدفق التروية ، والذي يتراوح من 40٪ إلى 100٪ من النتاج القلبي المقدر (CO) وفقا لمساحة سطح الجسم (BSA). تستخدم أجهزة قياس ثاني أكسيد الكربون مبادئ فيزيائية بسيطة ونماذج رياضية أخرى. لا يزال التخفيف الحراري في النماذج الحيوانية هو المعيار المرجعي لتقدير ثاني أكسيد الكربون بسبب بساطته وسهولة التكاثر. لذلك ، كان الهدف من هذه الدراسة هو إعادة إنتاج قياس ثاني أكسيد الكربون عن طريق التخفيف الحراري في الخنازير ومقارنة دقته ودقته مع تلك التي تم الحصول عليها بواسطة BSA والوزن وطريقة Fick ، لتحديد تدفق التروية أثناء EVLP. في 23 خنزيرا ، تم وضع قسطرة تخفيف حراري في الوريد الوداجي الأيمن ، وتم تقليب الشريان السباتي على نفس الجانب. تم الحصول على عينات الدم لقياس الغاز ، وتم تقدير ثاني أكسيد الكربون عن طريق التخفيف الحراري ، ومساحة سطح الجسم المعدلة ، ومبدأ فيك ، ووزن الجسم. كان ثاني أكسيد الكربون الذي تم الحصول عليه بواسطة BSA أكبر (p = 0.0001 ، ANOVA ، Tukey) من تلك التي تم الحصول عليها بواسطة الطرق الأخرى. نستنتج أنه على الرغم من أن الطرق المستخدمة في هذه الدراسة لتقدير ثاني أكسيد الكربون موثوقة ، إلا أن هناك اختلافات كبيرة بينهما. لذلك ، يجب تقييم كل طريقة من قبل المحقق لتحديد أيها يلبي احتياجات البروتوكول.

Introduction

في مراكز زراعة الرئة ، يعد تروية الرئة خارج الجسم الحي (EVLP) أداة تساعد على زيادة إمكانية التبرع بالرئتين التي لا تفي بالمعايير القياسية للزرع1. يتم تحقيق ذلك من خلال الحفاظ على وظائف الرئة لدى المتبرعين المصابين بموت الدماغ أو السكتة القلبية وتحسينها ، وكذلك من خلال تقييم أداء الرئة قبل الزرع2،3،4. في EVLP ، تسمح مضخة الدوران خارج الجسم بزرع تروية الرئة من خلال مبادل غاز غشائي ومرشح محاصرة الكريات البيض5.

حتى الآن ، تم وصف العديد من بروتوكولات EVLP (تورنتو ، لوند ، ونظام العناية بالأعضاء). يتم تمييزها حسب نوع محلول التروية المستخدم ، سواء كان الأذين الأيسر مفتوحا أو مغلقا أثناء التروية ، وتدفق التروية ، والذي يتراوح من 40٪ إلى 100٪ (حسب التقنية المستخدمة) من النتاج القلبي المقدر (CO) للمتبرع6،7،8. أول أكسيد الكربون هو كمية الدم التي يضخها القلب في الدقيقة9 وهي الآلية التي يتم من خلالها الحفاظ على تروية الأنسجة. وبالتالي ، فإن مراقبة أول أكسيد الكربون تضمن أكسجة الأنسجة المناسبة. يتم قياس ثاني أكسيد الكربون ، وهو نتاج معدل ضربات القلب وحجم السكتة الدماغية ، باللتر10،11،12. ومع ذلك ، فإن هذا النهج للحفاظ على نضح الأنسجة يعتمد أيضا على عوامل أخرى ، مثل العودة الوريدية ، واستخدام الأكسجين المحيطي ، ومقاومة الأوعية الدموية الجهازية ، والتنفس ، وحجم الدم الكلي ، ووضع الجسم12.

هناك العديد من الأجهزة لقياس ومراقبة ثاني أكسيد الكربون ، بعضها يستخدم مبادئ فيزيائية بسيطة ، بينما يستخدم البعض الآخر نماذج رياضية. تشمل هذه الطرق مبدأ فيك ، والتخفيف الحراري (التخفيف عبر الرئة أو الليثيوم) ، وتحليل موجة الضغط الشرياني لتقدير حجم السكتة الدماغية (SV) ، وطرق أقل توغلا مثل دوبلر أو التفاعل الحيوي الصدري. ومع ذلك ، لا يمكن لأي جهاز مراقبة أول أكسيد الكربون تلبية جميع المتطلبات السريرية بسبب قيود تقنية المراقبة المقابلة10,13.

قياس ثاني أكسيد الكربون عن طريق التخفيف الحراري عبر القلب هو طريقة بسيطة وسهلة التكرار في الخنازير. وهو ينطوي على وضع قسطرة مع الثرمستور في الشريان الرئوي وحقن حجم من السائل مع درجة حرارة أقل من درجة حرارة الدم. يكتشف الثرمستور التغيرات في درجة الحرارة بمرور الوقت ، والتي يتم رسمها بعد ذلك على شكل منحنى ، حيث تمثل المنطقة الموجودة أسفل المنحنى حجم الدقيقة14. وصفت دراسات مختلفة أنه بالنسبة للنماذج الحيوانية EVLP ، يمكن حساب ثاني أكسيد الكربون بالوزن (100 مل / كجم) 15 ، والتخفيف الحراري ، وطريقة Fick10,13. ومع ذلك ، في العيادة ، يتم حساب أول أكسيد الكربون باستخدام مؤشر القلب (CI) ، وهو أول أكسيد الكربون المعدل لمساحة سطح جسم المتبرع16. ومع ذلك ، لا توجد دراسات تقارن هذه الأساليب في نماذج الخنازير التجريبية.

كان الهدف من هذه الدراسة هو إعادة إنتاج قياس ثاني أكسيد الكربون عن طريق التخفيف الحراري في الخنازير ومقارنة دقته ودقته مع تلك التي تم الحصول عليها باستخدام ثاني أكسيد الكربون المعدل بواسطة BSA والوزن وطريقة Fick لتحديد تدفق التروية أثناء EVLP.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تمت الموافقة على البروتوكول (B09-17) من قبل لجنة أخلاقيات البيولوجيا التابعة ل INER (المعهد الوطني للطب التنفسي "إسماعيل كوسيو فيليغاس"). تم استخدام ثلاثة وعشرين خنزيرا من Landrace صحية سريريا من كلا الجنسين ، يتراوح وزنها بين 20-25 كجم ، لهذه الدراسة. تم التعامل مع وفقا للمواصفات الفنية لرعاية واستخدام المختبر للمعيار المكسيكي الرسمي17 ودليل رعاية واستخدام المختبر في الولايات المتحدة الأمريكية18. تم الحصول على جميع من المعهد الوطني للنفوس التنفسي إسماعيل كوسيو فيليجاس وتم إيواؤها في أقفاص فردية في ظل ظروف بيئية متطابقة ، مع توفير الماء والغذاء حسب الحاجة. في جميع ، تم وضع قسطرة التخفيف الحراري في الوريد الوداجي الأيمن ، وتم وضع قسطرة شريانية في الشريان السباتي على نفس الجانب لجمع غازات الدم ثم حساب أول أكسيد الكربون. يتم سرد تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في جدول المواد.

1. التحضير التجريبي

  1. تمييع 1000 وحدة دولية من الهيبارين في كل من ثلاثة 250 مل 0.9٪ محاليل كلوريد الصوديوم (محلول ملحي ، SS).
  2. قم بتوصيل محولات الضغط بجهاز مراقبة العلامات الحيوية. استخدم كل محول لقياس الضغط في المنفذ المقابل لقسطرة التخفيف الحراري.
  3. قم بتوصيل محاليل الهيبارين بمحول الطاقة عن طريق التسريب الوريدي عديم الإبر. تأكد من أنها واضحة وجاهزة للاتصال بالقسطرة.
  4. قم بإزالة قسطرة التخفيف الحراري من العبوة. اغمر الطرف البعيد في 0.9٪ كلوريد الصوديوم للتحقق من سلامة البالون.
  5. تحقق من سالكية وصلات القسطرة البعيدة والقريبة. احتفظ بالقسطرة على طاولة الأدوات الجراحية حتى الاستخدام.

2. إعداد

  1. تطبيق 0.05 ملغ/كغ من الأتروبين و4 ملغ/كغ من التيلتامين-زولازيبام في العضل لدى جميع الخنازير في غرفة إعداد (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  2. اترك الخنازير دون إزعاج ولكن تحت المراقبة حتى تصبح راقد وتبقى في هذا الوضع دون علامات الإثارة أو الاستجابة لمحفزات مسبب للألم.
  3. ضع المخدر في وضعية الانبطاح وأدخل قسطرة في الوريد الهامشي للأذن اليسرى.
  4. نقل إلى غرفة العمليات لإجراء عملية جراحية.
  5. يوضع في الوضع الظهري ويطبق 4 ملغ/كغ من البروبوفول الوريدي، و300 ميكروغرام/كغ من بروميد الفيكورونيوم، و0.1 ملغ/كغ من الفنتانيل الوريدي.
  6. خفض الفك السفلي للخنزير بمساعدة موظفي المختبر لإبقاء الفم مفتوحا واللسان بارزا.
  7. رش 10 ٪ يدوكائين على الحبال الصوتية ، ومسح اللعاب المتراكم مع الشاش الذي يحمله ملقط الحلقة ، وفصل لسان المزمار عن فتحة الحنجرة.
  8. حدد مدخل القصبة الهوائية باستخدام منظار الحنجرة وشفرة مستقيمة رقم 3 ، ثم أدخل أنبوب القصبة الهوائية 7 Fr مع بالون.
  9. نفخ البالون وتثبيت الأنبوب في الفك السفلي بعد التحقق من وضعه داخل مجرى الهواء.
  10. قم بتوصيل الخنزير بجهاز التخدير للحفاظ على حالة التخدير مع 2.5٪ -3٪ سيفوفلوران (الشكل 1).
  11. تهوية في وضع التهوية التي يتم التحكم فيها بالحجم بتردد 25 نفسا / دقيقة ، وحجم المد والجزر من 6-8 مل / كجم من الوزن ، و FiO2٪ من 50٪ -70٪ للحفاظ على SaO2 أكبر من 90٪ ، ومشغل 2 ، وضغط الزفير النهائي الإيجابي (PEEP) من 5 سم H2O ، ونسبة الإلهام 1: 2 ثانية ، وتدفق الشهيق 15 لتر / دقيقة والحد الأقصى 30 لتر / دقيقة.

3. وضع قسطرة التخفيف الحراري وقياس النتاج القلبي

  1. الحفاظ على في الوضع الظهري تحت التخدير العام وإجراء مطهر لمنطقة عنق الرحم مع يودوبوفيدون (الشكل 2). قم بعمل شق شبه طبي بطول 10 سم باستخدام قلم رصاص كهربائي وتشريح الأنسجة تحت الجلد لفضح الوريد الوداجي الخارجي الأيمن عن طريق التشريح الحاد.
  2. ضع اثنين من خيوط الحرير 2-0 ، واحدة في الجزء البعيد والأخرى في الجزء القريب من وعاء التشريح (الشكل 3).
  3. أدخل القسطرة خارج الجسم من موقع الرقبة إلى المنطقة الصدرية حيث يوجد القلب. قم بقياس عمق الإدخال باستخدام علامات على القسطرة للوصول إلى الشريان الرئوي (PA). اربط الجزء البعيد من الوعاء ووضع حلقة مزدوجة في الجزء القريب لتأمين القسطرة بمجرد إدخالها.
  4. قم بعمل شق عرضي 2 مم على الجزء البطني من الوعاء باستخدام مقص القزحية. افتح حواف الشق باستخدام ملقط مرقئ البعوض في هالستيد وأدخل قسطرة التخفيف الحراري 5Fr في الوريد الوداجي الأيمن (الشكل 4 والشكل 5 والشكل 6). وجه القسطرة نحو الشريان الرئوي (PA) باتباع المنحنيات المعروضة على الشاشة.

4. وضع القسطرة الشريانية

  1. بمجرد تشريح الوريد ووضع الغرز المرجعية ، قم بإزاحة العضلة القصية الرأسية (أي ما يعادل الورم القصي الترقوي) بشكل جانبي.
  2. تشريح العضلات قبل القصبة الهوائية (القصية اللامية) حتى ينكشف الشريان السباتي.
  3. قنية الشريان السباتي مماثلة للوريد الوداجي وتوصيله بمحول الضغط لمراقبة الضغط الشرياني الجهازي.

5. التقييم

  1. بمجرد وضع قسطرة التخفيف الحراري في الوريد الوداجي الأيمن ووضع القسطرة الشريانية في الشريان السباتي على نفس الجانب ، خذ عينات لتحليل غازات الدم.
  2. الحصول على قيم غازات الدم وتقييم النتاج القلبي (CO) باستخدام طريقة التخفيف الحراري ومساحة سطح الجسم وطريقة فيك.
    ملاحظة: للاطلاع على الإجراءات التفصيلية، يرجى الرجوع إلى التقاريرالمنشورة سابقا 19-21.

6. التحليل الإحصائي

  1. تحليل البيانات التي توضح التوزيع الطبيعي باستخدام تحليل التباين (ANOVA) وإجراء اختبار Tukey اللاحق. التعبير عن القيم كمتوسط ± الخطأ القياسي. ضع في اعتبارك قيم p <0.05 على أنها تشير إلى دلالة إحصائية.

7. قياس التخفيف الحراري

  1. حقن بلعة 5 مل من SS البارد عند 4 درجات مئوية في التجويف القريب لقسطرة التخفيف الحراري في أقل من 4 ثوان.
  2. راقب منحنى التخفيف الحراري (درجة الحرارة / الوقت) على شاشة الشاشة. يجب أن يظهر المنحنى صعودا سريعا يتبعه هبوط سلس وتدريجي إلى خط الأساس ، مع عرض القيم العددية بمنزلة عشرية واحدة أو منزلتين.
  3. كرر عملية حقن البلعة مع بلطتين إضافيتين من SS البارد حتى تصبح المنحنيات صالحة ومتشابهة وفي حدود 10٪ من متوسط القيمة.
  4. بعد التأكد من صحة وتشابه المنحنيات ، احسب متوسط القيم الثلاث وسجلها كقيمة ثاني أكسيد الكربون النهائية باللتر في الدقيقة. احصل على CO ومؤشرات أخرى من منحنى التخفيف الحراري باستخدام الحسابات القائمة على معادلة ستيوارت هاملتون21.

8. تحديد النتاج القلبي المعدل لمنطقة سطح الجسم (BSA) أو مؤشر القلب

  1. لتحديد النتاج القلبي المعدل (CI) ، احسب مساحة سطح الجسم (BSA) باستخدام صيغة DuBois-DuBois19:
    BSA = 0.007184 × (الارتفاع (سم) 0.725) × (الوزن (كجم) 0.425).
  2. بمجرد الحصول على BSA ، احسب CI باستخدام الصيغة20:
    CI = CO / BSA.
    ملاحظة: يتم تحديد ثاني أكسيد الكربون في الخطوة 7.

9. تقدير النتاج القلبي بطريقة فيك

  1. لحساب النتاج القلبي (CO) باستخدام طريقة Fick ، حدد استهلاك الأكسجين (VO2) والفرق في مستويات الأكسجين التي تم الحصول عليها من غازات الدم الشريانية (SaO2) والوريدية (SvO2). احسب VO2 باستخدام الصيغة21:
    VO2 = CO x (SaO2 - SvO2).
  2. ثم حدد النتاج القلبي باستخدام الصيغة21:
    CO = VO2 / ([SaO2 - SvO2] × 10).

10. تقدير النتاج القلبي لكل وزن الجسم

  1. تحديد النتاج القلبي لكل وزن جسم للحيوانات بعد التقارير السابقة 8,15.
    ملاحظة: في بروتوكول EVLP ، أبلغت مجموعات مختلفة أن النتاج القلبي المقدر (CO) لكل وزن جسم في الخنازير هو 100 مل / كجم 8,15.

11. القتل الرحيم

  1. القتل الرحيم لجميع بجرعة زائدة من بنتوباربيتال الصوديوم (150 ملغم / كغم / وريد) عبر غمد الوريد الوداجي (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) بمجرد الانتهاء من جميع القياسات.
  2. استمر في التخدير العام ومراقبة القلب حتى لا يظهر تتبع تخطيط كهربية القلب (ECG) أي نشاط كهربائي للقلب17,18.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

نجت جميع من العملية الجراحية ووقت الدراسة. أصيب واحد (4.3٪) بتمزق الوريد الوداجي بسبب الجر المفرط أثناء إدخال القسطرة. علاوة على ذلك ، لم تظهر أي من الأوعية المتدخلة نزيفا. في المدروسة ، كان مطلوبا إدخال قسطرة في المتوسط 25-30 سم للوصول إلى السلطة الفلسطينية. في ثلاث حالات (13٪) ، تم توجيه القسطرة...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

EVLP في الخنازير له ترجمة مباشرة إلى الممارسة السريرية البشرية ، بالنظر إلى قابلية المقارنة في الحجم وعلم وظائف الأعضاء والتسلسل الجيني للنوعين22. وفقا لبروتوكول EVLP الذي اختاره الباحث ، فإن قياس ثاني أكسيد الكربون ضروري لتحديد التدفق المطلوب لاختراق الرئتين. علاوة على ذلك ، اع?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

وقد أعلن أصحاب البلاغ أنه لا توجد مصالح متنافسة.

Acknowledgements

يريد المؤلفون أن يشكروا روبرتو ورويدا وسيرجيو مارتينيز على مساعدتهم الفنية التي لا تقدر بثمن في الدعم الفني للحيوانات.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia machineGeneral ElectricCarescape 620
AtropineAmixteria, Stern Pharma GmbH
Catheter Insyte Autoguard 20 GABecton Dickinson381434
Electrocautery pencilBBraun AesculapGN211
Endotracheal tube with a 7 Fr balloonRushMG 027770 002
FentanylJanssen-Cilag
IodopovidoneDegasaNDC6732635208
LaryngoscopeRiester
Lidocaine SprayPisa
Pressure transducersEdwards LifesciencesPX260
PropofolPisa
SevofluoranePisa
Silk sutures 2-0CovidienGS833
Sodium pentobarbitalPfizer
straight blade of laryngoscope #3Miller; Riester
Swan-Ganz 5Fr thermodilution catheterArrow Thermodilution Ballon CatheterRef AI-07165
Tiletamine-zolazepamVirbac
Vecuronium bromidePisa

References

  1. Mohite, P. N., et al. Ex vivo lung perfusion made easy. Multimed Man Cardiothorac Surg. 23, 2021(2021).
  2. Cypel, M., Keshavjee, S. Ex vivo lung perfusion. Oper Tech Thorac Cardiovasc Surg. 19 (4), 433-442 (2014).
  3. Langmuur, S. J. J., Max, S. A., Çelik, M., Mahtab, E. A. F. Ex vivo lung perfusion: A procedural guide. Multimed Man Cardiothorac Surg. 2023, 10.1510/mmcts.2023.011 (2023).
  4. Kesseli, S. J., Davis, R. P., Hartwig, M. G. Commentary: Making lungs great again-introducing new modifications to the Toronto ex vivo lung perfusion protocol. J Thorac Cardiovasc Surg. 161 (6), 1974-1975 (2021).
  5. Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. Ex vivo lung perfusion: A comprehensive review of the development and exploration of future trends. Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).
  6. Van Raemdonck, D., Neyrinck, A., Cypel, M., Keshavjee, S. Ex-vivo lung perfusion. Transpl Int. 28 (6), 643-656 (2015).
  7. Machuca, T. N., Cypel, M. Ex vivo lung perfusion. J Thorac Dis. 6 (8), 1054-1062 (2014).
  8. Beller, J. P., et al. Reduced-flow ex vivo lung perfusion to rehabilitate lungs donated after circulatory death. J Heart Lung Transplant. 39 (1), 74-82 (2020).
  9. García, X., et al. Estimating cardiac output, utility in the clinical practice: Available invasive and non-invasive monitoring. Med Intensiva. 35 (9), 552-561 (2011).
  10. Blanco-Tencio, F. M. Comparability of cardiac output measured by pulse contour analysis compared with transesophageal echocardiography at the Calderón Guardia Hospital from April to July 2021. Tesis Especialidad en Anestesiología y Recuperación. Universidad de Costa Rica. San Jose, Costa Rica. , (2021).
  11. King, J., Lowery, D. R. Physiology, Cardiac output. StatPearls Publishing. , Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK470455/ (2022).
  12. Johnson, B., et al. Cardiac physiology. Essentials of Cardiac Anesthesia. , 53-66 (2008).
  13. Corsini, A., Cercenelli, L., Zecchi, M., Marcelli, E., Corazza, I. Basic hemodynamic parameters. Advances in Cardiovascular Technology. , 463-474 (2022).
  14. Mateu Campos, M. L., et al. Techniques available for hemodynamic monitoring: Advantages and limitations. Med Intensiva. 36 (6), 434-444 (2012).
  15. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  16. National Transplant Organization. National protocol for the maintenance of potential donor in brain death. SEMICYUC. , (2020).
  17. Estados Unidos Mexicanos. AFÍA. Especificaciones Técnicas para la Producción, Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de la Norma Oficial Mexicana NOM-062-ZOO-1999. Diario Oficial de la Federación 6 dic. , (1999).
  18. National Institutes of Health U.S.A. Guía Para el Cuidado y Uso de Los Animales de Laboratorio. Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health U.S.A. , Edición Mexicana Auspiciada por la Academia Nacional de Medicina. México, D.F (2002).
  19. Flint, B., Hall, C. A. Body surface area. StatPearls. , StatPearls Publishing. PMID: 32644431 (2023).
  20. Ewah, P. A., Oyeyemi, A. Y. Relation between derived cardiovascular indices, body surface area, and blood pressure/heart rate recovery among active and inactive Nigerian student. Bull Fac Phys Ther. 27, 34(2022).
  21. Kobe, J., et al. Cardiac output monitoring: Technology and choice. Ann Card Anaesth. 22 (1), 6-17 (2019).
  22. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  23. Argueta, E., Paniagua, D. Thermodilution cardiac output a concept over 250 years in the making. Cardiology Rev. 27 (3), 138-144 (2019).
  24. Perry, D. A., et al. Changes in tissue oxygen tension, venous saturation, and Fick-based assessments of cardiac output during hyperoxia. Acta Anaesthesiol Scand. 63 (1), 93-100 (2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 208 Fick

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved