JoVE Logo

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu protokol, ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) sırasında kardiyak debiyi tahmin etmek ve yeterli akciğer perfüzyonunu sağlamak için domuzlarda juguler ven yoluyla bir termodilüsyon kateterinin yerleştirilmesi için kullanılan cerrahi tekniği açıklar.

Özet

İnsanlara olan fizyolojik benzerlikleri nedeniyle domuzlar, ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) için deneysel model olarak kullanılmaktadır. EVLP, nakil için uygun olmayan akciğerleri, işlevlerini iyileştirmek ve canlılıklarını artırmak için ekstrakorporeal bir dolaşım pompası aracılığıyla perfüze eden bir tekniktir. Mevcut EVLP protokolleri, vücut yüzey alanına (BSA) göre tahmini kardiyak debinin (CO) %40-100'ü arasında değişen perfüzyon solüsyonu tipine ve perfüzyon akışına göre farklılaştırılır. CO ölçmek için cihazlar basit fiziksel prensipleri ve diğer matematiksel modelleri kullanır. Hayvan modellerinde termodilüsyon, basitliği ve üreme kolaylığı nedeniyle CO tahmini için referans standart olmaya devam etmektedir. Bu nedenle, bu çalışmanın amacı, domuzlarda termodilüsyon yoluyla CO ölçümünü yeniden üretmek ve EVLP sırasında perfüzyon akışını oluşturmak için kesinliğini ve doğruluğunu BSA, ağırlık ve Fick yöntemi ile elde edilenlerle karşılaştırmaktı. 23 domuzda sağ juguler ven içine termodilüsyon kateteri yerleştirildi ve aynı taraftaki karotis arter kanüle edildi. Gasomatri için kan örnekleri alındı ve CO, termodilüsyon, ayarlanmış vücut yüzey alanı, Fick prensibi ve vücut ağırlığı başına tahmin edildi. BSA ile elde edilen CO, diğer yöntemlerle elde edilenden daha büyüktü (p = 0.0001, ANOVA, Tukey). Bu çalışmada CO'yu tahmin etmek için kullanılan yöntemlerin güvenilir olmasına rağmen, aralarında önemli farklılıklar olduğu sonucuna varıyoruz; Bu nedenle, protokolün ihtiyaçlarını hangisinin karşıladığını belirlemek için her yöntem araştırmacı tarafından değerlendirilmelidir.

Giriş

Akciğer nakli merkezlerinde, ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP), transplantasyon için standart kriterleri karşılamayan akciğerlerin bağışlanma potansiyelini artırmaya yardımcı olan bir araçtır1. Bu, beyin ölümü veya kalp durması olan donörlerin akciğer işlevselliğini koruyarak ve iyileştirerek ve ayrıca transplantasyon öncesi akciğer performansını değerlendirerek elde edilir 2,3,4. EVLP'de, ekstrakorporeal bir sirkülasyon pompası, akciğerin perfüzyonunun bir membran gaz değiştirici ve bir lökosit yakalama filtresi5 aracılığıyla nakledilmesine izin verir.

Bugüne kadar, birkaç EVLP protokolü tanımlanmıştır (Toronto, Lund ve Organ Bakım Sistemi). Bunlar, kullanılan perfüzyon solüsyonunun tipine, perfüzyon sırasında sol atriyumun açık mı yoksa kapalı mı tutulduğuna ve donörün tahmini kardiyak debisinin (CO) %40 ila %100'ü (kullanılan tekniğe bağlı olarak) arasında değişen perfüzyon akışına göre ayırt edilir 6,7,8. CO, kalp tarafından dakikada9 pompalanan kan miktarıdır ve doku perfüzyonunun sürdürüldüğü mekanizmadır. Böylece, CO izleme, uygun doku oksijenasyonunu sağlar. Kalp atış hızı ve strok hacminin bir ürünü olan CO,litre 10,11,12 cinsinden ölçülür. Bununla birlikte, doku perfüzyonunu sürdürmek için bu yaklaşım, venöz dönüş, periferik oksijen kullanımı, sistemik vasküler direnç, solunum, toplam kan hacmi ve vücut pozisyonu gibi diğer faktörlere de bağlıdır12.

CO'yu ölçmek ve izlemek için bazıları basit fiziksel prensipleri kullanan, bazıları ise matematiksel modeller kullanan birkaç cihaz vardır. Bu yöntemler arasında Fick prensibi, termodilüsyon (transpulmoner veya lityum seyreltme), inme hacmini (SV) tahmin etmek için arteriyel basınç dalgasının analizi ve Doppler veya torasik biyoreaktans gibi daha az invaziv yöntemler bulunur. Bununla birlikte, hiçbir CO izleme cihazı, ilgili izleme tekniğinin10,13 sınırlamaları nedeniyle tüm klinik gereksinimleri karşılayamaz.

Transkardiyak termodilüsyon ile CO ölçümü, domuzlarda basit ve kolayca tekrarlanabilir bir yöntemdir. Pulmoner artere termistörlü bir kateter yerleştirilmesini ve kanınkinden daha düşük bir sıcaklıkta bir hacimde sıvı enjekte edilmesini içerir. Termistör, zaman içinde sıcaklıktaki değişiklikleri algılar ve bunlar daha sonra bir eğri şeklinde çizilir ve eğrinin altındaki alan dakika hacmi14'ü temsil eder. Çeşitli çalışmalar, EVLP hayvan modelleri için CO'nun ağırlık (100 mL/kg)15, termodilüsyon ve Fick yöntemi10,13 ile hesaplanabileceğini açıklamıştır. Bununla birlikte, klinikte CO, donörün vücut yüzey alanına16 göre ayarlanan CO olan kardiyak indeks (CI) kullanılarak hesaplanır. Bununla birlikte, deneysel domuz modellerinde bu yöntemleri karşılaştıran herhangi bir çalışma yoktur.

Bu çalışmanın amacı, domuzlarda termodilüsyon yoluyla CO ölçümünü yeniden üretmek ve EVLP sırasında perfüzyon akışı oluşturmak için BSA, ağırlık ve Fick yöntemi ile ayarlanan CO kullanılarak elde edilenlerle hassasiyetini ve doğruluğunu karşılaştırmaktı.

Protokol

Protokol (B09-17) INER (Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias "Ismael Cosio Villegas") biyoetik komitesi tarafından onaylandı. Bu çalışma için 20-25 kg ağırlığında, her iki cinsiyetten klinik olarak sağlıklı yirmi üç Landrace domuzu kullanıldı. Hayvanlar, Resmi Meksika Standardı17'nin Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı teknik özelliklerine ve ABD18 Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu'na göre ele alındı. Tüm hayvanlar Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias Ismael Cosio Villegas'tan elde edildi ve aynı çevre koşulları altında, su ve yiyecek ad libitum ile sağlanan bireysel kafeslere yerleştirildi. Tüm hayvanlarda, sağ juguler ven içine bir termodilüsyon kateteri yerleştirildi ve aynı taraftaki karotis artere bir arteriyel kateter yerleştirilerek kan gazlarını topladı ve ardından CO'yu hesapladı. Kullanılan reaktiflerin ve ekipmanın ayrıntıları Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Deney hazırlığı

  1. Üç adet 250 mL% 0.9 sodyum klorür çözeltisinin (tuzlu çözelti, SS) her birinde 1000 IU heparini seyreltin.
  2. Basınç transdüserlerini yaşamsal belirti monitörüne takın. Termodilüsyon kateterinin ilgili portundaki basıncı ölçmek için her bir dönüştürücüyü kullanın.
  3. Heparinize çözeltileri iğnesiz intravenöz infüzyon yoluyla dönüştürücüye bağlayın. Temizlendiklerinden ve katetere bağlanmaya hazır olduklarından emin olun.
  4. Termodilüsyon kateterini ambalajından çıkarın. Balonun bütünlüğünü kontrol etmek için distal ucu %0,9 NaCl'ye batırın.
  5. Distal ve proksimal kateter bağlantılarının açıklığını kontrol edin. Kateteri kullanana kadar cerrahi alet masasının üzerinde tutun.

2. Hayvan hazırlama

  1. Hayvan hazırlama odasındaki tüm domuzlara kas içine 0.05 mg / kg atropin ve 4 mg / kg tiletamin-zolazepam uygulayın (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek).
  2. Domuzları rahatsız edilmeden, ancak yaslanana kadar gözetim altında bırakın ve heyecan belirtisi veya nosiseptif uyaranlara tepki vermeden bu pozisyonda kalın.
  3. Sakinleştirici hayvanı yüzüstü pozisyona getirin ve sol kulağın marjinal damarına bir kateter yerleştirin.
  4. Hayvanı ameliyat için ameliyathaneye transfer edin.
  5. Hayvanı sırt pozisyonuna getirin ve 4 mg / kg propofol IV, 300 μg / kg vekuronyum bromür ve 0.1 mg / kg fentanil IV uygulayın.
  6. Ağzını açık tutmak ve dilin dışarı çıkmasını sağlamak için laboratuvar personelinin yardımıyla domuzun mandibulasını indirin.
  7. Ses tellerine %10 lidokain püskürtün, halka forseps tarafından tutulan gazlı bezle biriken tükürüğü temizleyin ve epiglotu gırtlak açıklığından ayırın.
  8. Trakeal girişi bir laringoskop ve 3 numaralı düz bıçakla tanımlayın, ardından bir balonla 7 Fr endotrakeal tüp yerleştirin.
  9. Balonu şişirin ve hava yolu içindeki yerleşimini doğruladıktan sonra tüpü mandibulaya sabitleyin.
  10. % 2.5 -% 3 sevofluran ile anestezik bir durumu korumak için domuzu anestezi makinesine bağlayın (Şekil 1).
  11. SaO2'yi %90'dan fazla tutmak için hayvanı 25 nefes/dk frekans, 6-8 mL/kg ağırlıkta tidal hacim, %50-70 FiO%2, 2 tetikleyici, 5 cmH2O pozitif ekspiratuar basınç (PEEP), 1:2 s inspirasyon oranı ve 15 L/dk inspiratuar akış ve maksimum 30 L/dk ile hacim kontrollü ventilasyon modunda havalandırın.

3. Termodilüsyon kateterinin yerleştirilmesi ve kardiyak debinin ölçülmesi

  1. Hayvanı genel anestezi altında sırt pozisyonunda tutun ve iyodopovidon ile servikal bölgenin antisepsisini yapın (Şekil 2). Elektrokoter kalemi kullanarak 10 cm'lik bir paramedian insizyon yapın ve künt diseksiyon ile sağ dış juguler veni ortaya çıkarmak için cilt altı dokusunu inceleyin.
  2. Biri diseke edilen damarın distal kısmına, diğeri proksimal kısmına olmak üzere iki adet 2-0 ipek sütür yerleştirin (Şekil 3).
  3. Kateteri ekstrakorporeal olarak boyun bölgesinden kalbin bulunduğu torasik bölgeye yerleştirin. Pulmoner artere (PA) ulaşmak için kateter üzerindeki işaretleri kullanarak yerleştirme derinliğini ölçün. Damarın distal kısmını bağlayın ve kateteri yerleştirildikten sonra sabitlemek için proksimal kısma çift halka yerleştirin.
  4. İris makası kullanarak damarın ventral kısmında 2 mm'lik enine bir kesi yapın. Halsted'in sivrisinek hemostatik forseps ile insizyonun kenarlarını açın ve 5Fr termodilüsyon kateterini sağ juguler ven içine yerleştirin (Şekil 4, Şekil 5 ve Şekil 6). Monitörde görüntülenen eğrileri takip ederek kateteri pulmoner artere (PA) doğru yönlendirin.

4. Arteriyel kateterin yerleştirilmesi

  1. Damar diseke edildikten ve referans dikişler yerleştirildikten sonra, sternosefalik kası (sternokleidomastoide eşdeğer) lateral olarak değiştirin.
  2. Karotis arter açığa çıkana kadar pretrakeal (sternohyoid) kas sistemini inceleyin.
  3. Karotis arteri juguler ven gibi kanüle edin ve sistemik arter basıncını izlemek için basınç dönüştürücüsüne bağlayın.

5. Değerlendirme

  1. Termodilüsyon kateteri sağ juguler ven içine yerleştirildikten ve arteriyel kateter aynı taraftaki karotis artere yerleştirildikten sonra, kan gazı analizi için örnekler alın.
  2. Kan gazı değerlerini elde edin ve termodilüsyon yöntemini, vücut yüzey alanını ve Fick yöntemini kullanarak kardiyak debiyi (CO) değerlendirin.
    NOT: Ayrıntılı prosedürler için lütfen daha önce yayınlanmış19-21 raporlarına bakın.

6. İstatistiksel analiz

  1. Varyans analizi (ANOVA) kullanarak normal bir dağılım gösteren verileri analiz edin ve Tukey'in post hoc testini gerçekleştirin. Değerleri ortalama ± standart hata olarak ifade edin. <0.05 p değerlerini istatistiksel anlamlılık olarak düşünün.

7. Termodilüsyon ölçümü

  1. Termodilüsyon kateterinin proksimal lümenine 4 ° C'de 5 mL soğuk SS bolusunu 4 saniyeden daha kısa sürede enjekte edin.
  2. Monitör ekranındaki termodilüsyon eğrisini (sıcaklık/zaman) gözlemleyin. Eğri, hızlı bir yükseliş göstermeli ve ardından taban çizgisine yumuşak ve kademeli bir iniş göstermelidir ve sayısal değerler bir veya iki ondalık basamakla görüntülenmelidir.
  3. Eğriler geçerli, benzer ve ortalama değerin %10'u içinde olana kadar bolus enjeksiyon işlemini iki ek soğuk SS bolusu ile tekrarlayın.
  4. Eğrilerin geçerliliğini ve benzerliğini onayladıktan sonra, üç değerin ortalamasını hesaplayın ve dakikada litre cinsinden nihai CO değeri olarak kaydedin. Stewart-Hamilton denklemi21'e dayalı hesaplamaları kullanarak termodilüsyon eğrisinden CO ve diğer indeksleri elde edin.

8. Vücut yüzey alanı (BSA) veya kardiyak indeks için ayarlanmış kardiyak debinin belirlenmesi

  1. Ayarlanmış kardiyak debiyi (CI) belirlemek için, DuBois-DuBois formülünü19 kullanarak vücut yüzey alanını (BSA) hesaplayın:
    BSA = 0.007184 × (Yükseklik (cm)0.725) × (Ağırlık (kg)0.425).
  2. BSA elde edildikten sonra,formül 20'yi kullanarak CI'yi hesaplayın:
    CI = CO/BSA'dır.
    NOT: CO, adım 7'de belirlenir.

9. Fick yöntemi ile kardiyak debinin tahmin edilmesi

  1. Fick yöntemini kullanarak kardiyak debiyi (CO) hesaplamak için, oksijen tüketimini (VO2) ve arteriyel (SaO2) ve venöz (SvO2) kan gazlarından elde edilen oksijen seviyelerindeki farkı belirleyin. Formül 21'yi kullanarak VO2'yi hesaplayın:
    VO2 = CO x (SaO2 - SvO2).
  2. Ardından,formül 21'i kullanarak kardiyak debiyi belirleyin:
    CO = VO2 / ([SaO2 - SvO2] × 10).

10. Vücut ağırlığı başına kardiyak debinin tahmin edilmesi

  1. Önceki raporları takip ederek hayvanların vücut ağırlığı başına kardiyak debisini belirleyin 8,15.
    NOT: EVLP protokolünde, çeşitli gruplar domuzlarda vücut ağırlığı başına tahmini kardiyak debinin (CO) 100 mL/kgolduğunu bildirmiştir 8,15.

11. Ötenazi

  1. Tüm ölçümler tamamlandıktan sonra juguler ven kılıfı yoluyla (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek) aşırı dozda sodyum pentobarbital (150 mg / kg / IV) ile tüm hayvanlara ötenazi yapın.
  2. Elektrokardiyografi (EKG) izi kardiyak elektriksel aktivite göstermeyene kadar genel anesteziye ve kardiyak izlemeye devam edin17,18.

Sonuçlar

Tüm hayvanlar cerrahi prosedürden ve çalışma süresinden kurtuldu. Bir hayvanda (%4.3) kateter takılması sırasında aşırı çekişe bağlı olarak juguler ven yırtığı gelişti. Ayrıca müdahale edilen damarların hiçbirinde kanama görülmedi. İncelenen hayvanlarda PA'ya ulaşmak için ortalama 25-30 cm kateter takılması gerekmiştir. Üç olguda (%13) kateter domuzun sağ üst ekstremitesine doğru yönlendirildi. Bu durumlarda, kateter yerleştirme yerine geri çekildi, domuzun üst ekstremitesi kafa...

Tartışmalar

Domuzlarda EVLP, iki türün boyutu, fizyolojisi ve genomik dizisindeki karşılaştırılabilirlik göz önüne alındığında, insan klinik pratiğine doğrudan bir çeviriye sahiptir22. Araştırmacı tarafından seçilen EVLP protokolüne göre, CO ölçümü, akciğerleri perfüze etmek için gereken akışı belirlemek için gereklidir. Ayrıca, mevcut kaynaklara ve bilgiye bağlı olarak uygun yöntem seçilebilir. Bununla birlikte, hiçbir çalışma, CO'yu aynı anda değerlendirme yönt...

Açıklamalar

Yazarlar, rekabet eden hiçbir çıkar bulunmadığını beyan etmişlerdir.

Teşekkürler

Yazarlar Roberto, Rueda ve Sergio Martínez'e hayvanlarla ilgili teknik destek konusundaki paha biçilmez teknik yardımları için teşekkür etmek istiyor.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia machineGeneral ElectricCarescape 620
AtropineAmixteria, Stern Pharma GmbH
Catheter Insyte Autoguard 20 GABecton Dickinson381434
Electrocautery pencilBBraun AesculapGN211
Endotracheal tube with a 7 Fr balloonRushMG 027770 002
FentanylJanssen-Cilag
IodopovidoneDegasaNDC6732635208
LaryngoscopeRiester
Lidocaine SprayPisa
Pressure transducersEdwards LifesciencesPX260
PropofolPisa
SevofluoranePisa
Silk sutures 2-0CovidienGS833
Sodium pentobarbitalPfizer
straight blade of laryngoscope #3Miller; Riester
Swan-Ganz 5Fr thermodilution catheterArrow Thermodilution Ballon CatheterRef AI-07165
Tiletamine-zolazepamVirbac
Vecuronium bromidePisa

Referanslar

  1. Mohite, P. N., et al. Ex vivo lung perfusion made easy. Multimed Man Cardiothorac Surg. 23, 2021 (2021).
  2. Cypel, M., Keshavjee, S. Ex vivo lung perfusion. Oper Tech Thorac Cardiovasc Surg. 19 (4), 433-442 (2014).
  3. Langmuur, S. J. J., Max, S. A., Çelik, M., Mahtab, E. A. F. Ex vivo lung perfusion: A procedural guide. Multimed Man Cardiothorac Surg. 2023, (2023).
  4. Kesseli, S. J., Davis, R. P., Hartwig, M. G. Commentary: Making lungs great again-introducing new modifications to the Toronto ex vivo lung perfusion protocol. J Thorac Cardiovasc Surg. 161 (6), 1974-1975 (2021).
  5. Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. Ex vivo lung perfusion: A comprehensive review of the development and exploration of future trends. Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).
  6. Van Raemdonck, D., Neyrinck, A., Cypel, M., Keshavjee, S. Ex-vivo lung perfusion. Transpl Int. 28 (6), 643-656 (2015).
  7. Machuca, T. N., Cypel, M. Ex vivo lung perfusion. J Thorac Dis. 6 (8), 1054-1062 (2014).
  8. Beller, J. P., et al. Reduced-flow ex vivo lung perfusion to rehabilitate lungs donated after circulatory death. J Heart Lung Transplant. 39 (1), 74-82 (2020).
  9. García, X., et al. Estimating cardiac output, utility in the clinical practice: Available invasive and non-invasive monitoring. Med Intensiva. 35 (9), 552-561 (2011).
  10. Blanco-Tencio, F. M. Comparability of cardiac output measured by pulse contour analysis compared with transesophageal echocardiography at the Calderón Guardia Hospital from April to July 2021. Tesis Especialidad en Anestesiología y Recuperación. Universidad de Costa Rica. San Jose, Costa Rica. , (2021).
  11. Physiology, Cardiac output. StatPearls Publishing Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK470455/ (2022)
  12. Johnson, B., et al. Cardiac physiology. Essentials of Cardiac Anesthesia. , 53-66 (2008).
  13. Corsini, A., Cercenelli, L., Zecchi, M., Marcelli, E., Corazza, I. Basic hemodynamic parameters. Advances in Cardiovascular Technology. , 463-474 (2022).
  14. Mateu Campos, M. L., et al. Techniques available for hemodynamic monitoring: Advantages and limitations. Med Intensiva. 36 (6), 434-444 (2012).
  15. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  16. National Transplant Organization. National protocol for the maintenance of potential donor in brain death. SEMICYUC. , (2020).
  17. Estados Unidos Mexicanos. AFÍA. Especificaciones Técnicas para la Producción, Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de la Norma Oficial Mexicana NOM-062-ZOO-1999. Diario Oficial de la Federación 6 dic. , (1999).
  18. National Institutes of Health U.S.A. Guía Para el Cuidado y Uso de Los Animales de Laboratorio. Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health U.S.A. , (2002).
  19. Flint, B., Hall, C. A. Body surface area. StatPearls. , (2023).
  20. Ewah, P. A., Oyeyemi, A. Y. Relation between derived cardiovascular indices, body surface area, and blood pressure/heart rate recovery among active and inactive Nigerian student. Bull Fac Phys Ther. 27, 34 (2022).
  21. Kobe, J., et al. Cardiac output monitoring: Technology and choice. Ann Card Anaesth. 22 (1), 6-17 (2019).
  22. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  23. Argueta, E., Paniagua, D. Thermodilution cardiac output a concept over 250 years in the making. Cardiology Rev. 27 (3), 138-144 (2019).
  24. Perry, D. A., et al. Changes in tissue oxygen tension, venous saturation, and Fick-based assessments of cardiac output during hyperoxia. Acta Anaesthesiol Scand. 63 (1), 93-100 (2019).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Bu ay JoVEsay 208Ex vivo pulmoner perf zyontermodil syonv cut y zey alanFick y ntemikardiyak debi l m

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Araştırma

Eğitim

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır