وأيد هذا العمل من خلال منحة مقدمة من لجنة نهر الميكونج.

1. التزاوج وجمع البيض <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويمكن بسهولة الميداكا الإناث والذكور يمكن تمييزها حسب حجم وشكل الزعانف الشرجية والظهرية. الزعانف الشرجية من الذكور هم أكبر وعلى شكل متوازي الاضلاع ، مقارنة مع الإناث. الزعنفة الشرجية الإناث هي أصغر حجما وشكل مثلث. الزعنفة الظهرية الذكور لديه درجة واضحة عميقة بين أشعة الماضيين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكمن الميداكا يصل إلى 40 بيضة كل يوم والإناث الميداكا تحمل البيض متفاوت في البطن بواسطة خيوط المرفق لعدة ساعات قبل أن يتم تجريدهم من الخروج في مصانع في الخزان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويمكن صيدها الإناث في صافي وعقد داخل برفق من الجانبين بواسطة يد واحدة. يمكن أن يكون مثار البيض ثم بلطف من البطن مع السبابة في اليد الأخرى. ثم يمكن للأنثى أن تعاد إلى الخزان. يجب نقل البيض إلى طبق بيتري 6 سم مع وسائل الاعلام مليئة بواسطة ملقط الجنين حادة أو أصبع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أزواج الميداكا مكافحة نادرا عندما يتم الاحتفاظ به في مربع صغير التزاوج. ولذلك ، يمكن الاحتفاظ به في خزان واحد صغير مع تدفق المياه بحيث يمكن يمكن جمع الطعام والبيض من الزوج نفسه كل يوم لمدة بضعة أشهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المهم أنه لا ينبغي أن تظل الأسماك الإناث دون الذكور ، لأن التبويض يحدث كل يوم في الإناث الميداكا. خلاف ذلك ، يمكن أن يتم تسليم الإناث البيض ويصبح على ما يرام. </li></ol> 2. تنظيف الأجنة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل unclustered البيض مع ماصة الزجاج لالصنفرة (P2000 حجم حصى ، ماء) توضع في غطاء صحن بيتري 9cm. إزالة الزائدة المتوسطة الحجم ولكن ضمان كاف يبقى لمنع جفاف للأجنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفة بلطف على الأجنة الصنفرة باستخدام السبابة ، وتطبيق الحد الأدنى من الضغط وحفظ الاصبع موازية لسطح الرمل ورقة لحوالي 45-60 ثانية لإزالة بعض الشعرات السطح الخارجي للالمشيماء. لا لفة أكثر من مرة واحدة 5-7 أجنة هذه الاحتياطات من شأنها أن تقلل من خطر سحق الأجنة تحت بعضها البعض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الأجنة لتنظيف طبق الطازجة المتوسطة الجنين. </li></ol> 3. صنع لوحات agarose لعقد أجنة خلال microinjection وتعقد الأجنة في أحواض خلال الحقن المصنوعة من زجاج شبكي في قالب agarose 1.5 ٪ (الشكل 1). تركيز agarose المهم عقد أجنة بشكل سليم. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الأولى ، وجعل إطار agarose لعقد العفن شبكي. صب agarose 1.5 ٪ في الماء حتى عمق 0.5cm في طبق بتري 9cm وانتظر حتى يتصلب تماما. قطع مساحة أكبر من agarose فقط من حجم القالب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب 1.5 ٪ agarose لملء المساحة الفاصلة ومكان القالب بحيث لا محاصرون فقاعات وانتظر حتى يتصلب agarose. ويمكن تخزين هذا الطبق agarose في الثلاجة لتسريع solidifaction. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة العفن لإنشاء أحواض لعقد البيض. إضافة يكفي المتوسطة الجنين الى غمر العفن ، وتغطي وتخزينها في 4 درجات مئوية لحين الحاجة إليها. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. تخطيطي العرف صنع القوالب المستخدمة في إعداد أحواض في لوحات لagarose microinjection. </li></ol> 4. Microinjection الأجنة الميداكا في الميداكا ، يتم microinjected DNA ، RNA ، [أليغنوكليوتيد] morpholino والأصباغ من خلال التتبع المشيماء في السيتوبلازم من 1 الى 64 خلية الجنين مرحلة بدلا من صفار البيض كما في الزرد. منذ السيتوبلازم هو أصغر وأقل وضوحا في الميداكا والممارسة من خلال ضخ هذه الأصباغ على النحو الموصى به رودامين - ديكستران لتطوير هذه المهارة. ومما يشجع أيضا إضافة أحمر الفينول باعتباره التتبع للسماح للتأكيد من الحقن. كما المشيماء المحيطة الأجنة الميداكا صعبة ، مطلوب قصيرة وإبر الحقن قوية واسعة النطاق (الشكل 2). تعد هذه القوة إبرة الحقن واسعة من الزجاج التي تحتوي على خيوط شعري. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد حل الحقن مع أحمر الفينول بوصفها التتبع وتحميله في الإبرة من الخلف مع microloader إيبندورف. الاتصال الإبرة لحاقن مضخة الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب جمع البيض وunclustered في أقرب وقت ممكن بعد الإخصاب للضخ في مرحلة واحدة الخلية. ويمكن حقن أكثر من الأجنة تخزينها على الجليد (وليس أكثر من 30 دقيقة) لوقف انقسام الخلايا. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig2.jpg" alt="الشكل 2" /> الشكل 2. مقارنة الميداكا الإبر والزرد. لاحظ رأس الإبرة MF (أعلى) هو أقصر وأوسع وبالتالي أقوى لثقب المشيماء الصعبة المحيطة الميداكا الأجنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل البيض إلى لوحة agarose ومواءمتها في أحواض بالملقط. قبل الحقن ، وينبغي أن تكون استدارة خمس بيضات حتى يمكن ضرب غشاء الخلية من السيتوبلازم واحدة خلية الإبرة ه عموديا. يمكن العثور على السيتوبلازم للخلية واحدة من خلال النظر لمساحة خالية من قطرات النفط الصغيرة التي هي المقابل للجانب البيض مع قطرات كثافة النفط. ويمكن التأكد من المنطقة التي تم تحديدها لتكون السيتوبلازم عن طريق عرض من الجانب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع وثيقة الإبرة إلى البيض. فتح رأس الإبرة بلطف عن طريق لمس رأس الإبرة إلى المشيماء أو باستخدام microforceps (الشكل 3). ينبغي أن ينظر إلى كمية صغيرة من مادة الحقن لتتدفق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من خلال ثقب المشيماء إلى مكان غيض من الإبرة من داخل المشيماء. ضبط ضغط عقد حاقن أن تكون عالية نسبيا ، لضمان عدم حدوث ارتداد بسبب ارتفاع الضغط عليه من خلال ثقب المشيماء صعبة (إعدادات 100hPA - 80 للضغط و 500 عقد 700hPA مقابل ضغط الحقن). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج غيض من الإبرة في السيتوبلازم بوكز حاد في الغشاء. تجنب إدراج غيض من الإبرة في صفار البيض. خلافا الزرد ، لن مواد تحقن في صفار نقلهم الى السيتوبلازم. حقن السوائل يكون لها حدود متميزة عند حقنه في صفار البيض في حين أن عدم وضوح الحدود عندما تكون في السيتوبلازم (الشكل 4). قد تصبح أحيانا الإبرة سدت agarose / الحطام. ويمكن استخدام ملقط للمس / rebreak نهاية الإبرة وإزالة الانسداد. إذا كانت إبرة فواصل في أي نقطة خلال الحقن ، سيتبين محتدما في الأجلين المتوسط ​​والجنين ستفقد مضمون كنت عن طريق الحقن. وينبغي إجراء الحقن بشكل منهجي من أعلى إلى أسفل على طول القنوات وagarose من اليسار إلى اليمين عبر العفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ينبغي أن تنقل الأجنة إلى حقن تحتوي على طبق نظيف المتوسطة الجنين وضعت في درجة حرارة مناسبة. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig3.jpg" alt="الشكل 3" /> الشكل 3. كسر غيض قبل إبرة الحقن. 1 : تحريك رأس الإبرة بالقرب من المشيماء الجنين ؛ 2 : المس المشيماء وتحرك الإبرة الأمام ثم إلى الخلف برفق لكسر غيض ؛ 3 : عندما كمية صغيرة من مادة الحقن يتدفق من نهاية الإبرة هذا يؤكد الكسر من الحافة. </li></ol> 5. ممثل النتائج <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig4.jpg" alt="الشكل 4" /> الشكل 4. صور الممثل الأجنة الميداكا حقن. لوحة ويظهر صورة ممثل الحقن الصحيح رودامين - ديكستران في السيتوبلازم من جنين واحد المرحلة الميداكا الخلية. لوحة باء يظهر صورة ممثل الحقن غير صحيحة رودامين - ديكستران في الكيس المحي من جنين واحد المرحلة الميداكا الخلية. لوحات جيم ودال إظهار الأجنة من ألواح A و B على التوالي في حوالي 30 ساعة بعد الحقن. EM : الجنين ، هو الأمامية صعودا في لوحات جيم ودال ، والرأي هو الظهرية. علما جسم الجنين في مد الفريق ليس أحمر كما تم حقن الصبغة بشكل غير صحيح في كيس المح. الأسهم في B و D - تشير رودامين ديكستران حقن بشكل غير صحيح في كيس المح علما الحدود متميزة دائرية. الخطوط المنقطة في ألف وباء تشير الخطوط العريضة للسيتوبلازم الخلية واحد ، هو عرض جانبي.

<ol>
	<li>Furutani-Seiki, M., Sasado, T., Morinaga, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+genome-wide+screen+for+mutations+affecting+organogenesis+in+Medaka,+Oryzias+latipes.">A systematic genome-wide screen for mutations affecting organogenesis in Medaka, Oryzias latipes.</a> Mech Dev. 121, 647-658 (2004).</li><li>Furutani-Seiki, M., Wittbrodt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medaka+and+zebrafish,+an+evolutionary+twin+study.">Medaka and zebrafish, an evolutionary twin study.</a> Mech. Dev. 121, 629-6237 (2004).</li></ol>

في هذا الفيديو ، ونحن يبرهن على وجود طريقة لتتبع الخلايا ، مرنا ، الحمض النووي أو المضادة الحس قليل النوكليوتيد حقن الخلايا في واحدة مرحلة الأجنة الميداكا. وقد سمحت لنا هذه التقنية لدراسة العمليات التنموية المختلفة في الجسم الحي ، في الوقت الحقيقي. هذه العملية وتحليل مفصل لاحقا أنه يتيح لديه القدرة على تعزيز كثيرا من فهمنا للorganogenesis الفقاريات وبيولوجيا الخلايا الكامنة. هذه المعرفة قد تكون مهمة ل، ويسفر عن تطبيقات علاجية في الطب التجديدي.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>4" fine net</td>
<td>Tools</td>
<td>J &amp; K Aquatics Ltd.</td>
<td>MD001</td>
<td>Used to capture fish during egg harvesting.</td>
</tr>
<tr>
<td>Embryo medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>200ml 50X stock solution, 1ml 1%methyleneblue in H2O/10 liter RO water (50X stock solution: NaCl 14.7g, KCl 0.6g, CaCl2 2H2O 2.4g, MgSO4 7H2O 4.0g/1 litre RO water.</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine waterproof sandpaper - p2000 grit size </td>
<td>Tools</td>
<td>Hermes Abrasives Ltd.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Very fine grit size for rolling/cleaning embryos with chorions.</td>
</tr>
<tr>
<td>Borosilicate glass capillaries</td>
<td>Tool</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>GC100-10F</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micropipette puller</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige scientific instrument lab</td>
<td>Model PP-830</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Eppendorf microloader</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>5242956.003</td>
<td>For loading microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microinjector apparatus </td>
<td>Equipment</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model 5242.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micromanipulator</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MN151.</td>
</tr>
<tr>
<td>Agarose injection plate</td>
<td>Tools</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>For holding embryos during injection.</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism

في هذا الفيديو ، ونحن لشرح أسلوب واحد في microinjection الخلية مرحلة الأجنة الميداكا. الميداكا صغيرة أسماك المياه العذبة وضع البيض على حد سواء التي تتيح التحليلات الجينية والجنينية ، وهي واحدة من الكائنات الفقارية في نموذج التي أجريت على مستوى الجينوم النمط الظاهري يحركها شاشات متحولة إلى 1 ، كما هو الحال في الزرد والفأر. اختلاف في تداخل الجينات الوظيفية ذات الصلة بين الميداكا الزرد ويسمح تحديد الظواهر الجديدة التي يتم التحقق من هويته في نوع واحد 2 ، وبالتالي الميداكا الزرد ومكملة للتشريح وظائف الجينوم الوراثي للالفقاريات. للاستفادة من الأسماك التي الميداكا الأجنة تتسم بالشفافية وتطوير خارجيا ، microinjection هو تقنية ضرورية لحقن الخلايا استشفاف لخلايا وضع العلامات ، أو [أليغنوكليوتيد] mRNAs المضادة للشعور الإفراط في التعبير عن وهدمت - الجينات في المصالح ، والسلطات الوطنية المعينة لصنع خطوط المعدلة وراثيا.

Watch this Scientific Journal Video about Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism at JoVE.com

Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

الميداكا الزرد ومكملة للتشريح وظائف الجينوم الوراثي للالفقاريات. هذا البروتوكول يسلط الضوء على النقاط الرئيسية للنجاح في microinjection الميداكا الأجنة ، وهي تقنية هامة لتحليل الجنينية والجينية باستخدام الميداكا والزرد في المختبر.

Microinjection الجنين الميداكا لاستخدامها بوصفها كائنا النموذجي الوراثية

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

microinjection-of-medaka-embryos-for-use-as-a-model-genetic-organism

Research

JoVE Journal

Biology

25.6K Views.  University of Bath. الميداكا الزرد ومكملة للتشريح وظائف الجينوم الوراثي للالفقاريات. هذا البروتوكول يسلط الضوء على النقاط الرئيسية للنجاح في microinjection الميداكا الأجنة ، وهي تقنية هامة لتحليل الجنينية والجينية باستخدام الميداكا والزرد في المختبر.

Video: Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

Microinjection الجنين بعوض ألف الحصول على البعوض المعدلة وراثيا

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

طريقة لثقافة الفرخ المبكر فيفو السابقين الأجنة (الثقافة الجديدة)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

الجامعة جبل مزدوجة في الموقع التهجين لافراخ الدجاج في وقت مبكر

Method for Whole Mount Antibody Staining in Chick

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying antibody expression in developing brain, neural tube and somite. This video demonstrates the different steps in whole-mount antibody staining using HRP conjugated secondary antibodies; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, endogenous peroxidase is inactivated; The embryo is then exposed to primary antibody. After several washes, the embryo is incubated with secondary antibody conjugated to HRP. Peroxidase activity is revealed using reaction with diaminobenzidine substrate. Finally, the embryo is fixed and processed for photography and sectioning. The advantage of this method over the use of fluorescent antibodies is that embryos can be processed for wax sectioning, thus enabling the study of antigen sites in cross section. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell 1.

This video demonstrates whole mount immunohistochemistry, a method by which the spatial and temporal expression pattern of an antigen can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell.

طريقة لتلطيخ جسم الجامع في جبل الفرخ

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying the formation and initial patterning of the nervous system. This video demonstrates how to graft organizer tissue into a host, a method by which Hensen s node (the organizer in the chick embryo) is grafted to a host competent ectoderm. The organizer graft instructs overlying na ve tissue to adopt a neural fate via neural inducing signals. This mechanism is referred to as neural induction, and constitutes the initial step in the formation of brain and spinal cord in amniotes. This method is essentially used for the characterization of putative neural inducing molecules in chick. This video demonstrates the different steps in the assay for neural induction; First, the donnor embryo is explanted and pinned on a dish. Then, the host embryo is prepared for New culture. The graft is excised and transplanted to the host area pellucida margin. The host is cultured for 18-22 hrs. The assembly is fixed and processed for further applications (e.g. in situ hybridization). This method was originally devised by Waddington 1,2 and Gallera 3,4.

Neural induction is the first step in the formation of the brain. It is a mechanism by which Hensen's node (organizer), instructs adjacent tissue to adopt a neural fate, i.e. to give rise to the nervous system. This video demonstrates an assay for neural induction in chick embryo.

مقايسة لتحريض العصبية في الأجنة الفرخ

Use of Rotorod as a Method for the Qualitative Analysis of Walking in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a rotorod, animals remain in approximately the same place making repetitive movements of stepping. Thus the task provides a rich source of information on the details of foot stepping movements. Subjects were hemi-Parkinson analogue rats, produced by injection of 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right nigrostriatal bundle to deplete nigrostriatal dopamine (DA). The present report provides a video analysis illustration of animals previously were filmed from frontal, lateral, and posterior views as they walked (15). Rating scales and frame-by-frame replay of the video records of stepping behavior indicated that the hemi-Parkinson rats were chronically impaired in posture and limb use contralateral to the DA-depletion. The contralateral limbs participated less in initiating and sustaining propulsion than the ipsilateral limbs. These deficits secondary to unilateral DA-depletion show that the rotorod provides a use task for the analysis of stepping movements.

The rotorod test is used to assess motor status in the walking movement of hemi-Parkinson analogue rats.

استخدام Rotorod كأسلوب للتحليل النوعي من المشي في الجرذ

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Microinjection الجنين اسماك الزرد إلى تحليل وظائف الجينات

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System 

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers. Genetic studies in mammalian systems have been limited due to the lack of readily available tools including defined mutant genetic cell lines, regulatory expression systems, and appropriate selectable markers. To circumvent these difficulties, model genetic systems in lower eukaryotes have become an attractive choice for the study of functionally conserved DNA repair proteins and pathways. We have developed a model yeast system to study the poorly defined genetic functions of the Werner syndrome helicase-nuclease (WRN) in nucleic acid metabolism. Cellular phenotypes associated with defined genetic mutant backgrounds can be investigated to clarify the cellular and molecular functions of WRN through its catalytic activities and protein interactions. The human WRN gene and associated variants, cloned into DNA plasmids for expression in yeast, can be placed under the control of a regulatory plasmid element. The expression construct can then be transformed into the appropriate yeast mutant background, and genetic function assayed by a variety of methodologies. Using this approach, we determined that WRN, like its related RecQ family members BLM and Sgs1, operates in a Top3-dependent pathway that is likely to be important for genomic stability. This is described in our recent publication [1] at <a href="http://www.impactaging.com">www.impactaging.com</a>. Detailed methods of specific assays for genetic complementation studies in yeast are provided in this paper.

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System

Genetic studies in yeast can be employed to investigate the molecular and cellular functions of human genes in cellular DNA metabolism. Methods are described for the genetic characterization of the human WRN gene product defective in the premature aging disorder Werner syndrome in functionally conserved pathways using yeast as a tractable model system.

الدراسات الجينية البشرية البروتينات إصلاح الحمض النووي باستخدام خميرة كنظام النموذجي

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers.  Genetic studies in mammalian ...

Dechorionation of Medaka Embryos and Cell Transplantation for the Generation of Chimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of the vertebrate genome functions. Manipulation of medaka embryos, such as dechorionation, mounting embryos for imaging and cell transplantation, are key procedures to work on both medaka and zebrafish in a laboratory. Cell transplantation examines cell autonomy of medaka mutations. Chimeras are generated by transplanting labeled cells from donor embryos into unlabeled recipient embryos. Donor cells can be transplanted to specific areas of the recipient embryos based on the fate maps 3 so that clones from transplanted cells can be integrated in the tissue of interest during development. Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. In this video, we show detailed procedures to manipulate medaka embryos.

Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. This video shows step-by-step procedures for how to manipulate medaka embryos, including dechorionation, mounting in agarose for imaging and cell transplantation for the production of chimeras. These procedures are essential to use medaka and zebrafish in a laboratory to take full advantage of their complementary features for the genetic dissection of vertebrate genome functions.

Dechorionation الجنين الميداكا وزرع الخلايا لتوليد الوهم

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in ...

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

استخدام الميكروسكوب الفاصل الزمني لتصور نقص الأكسجين الناجم عن تعطل الحركة في<em&gt; C. ايليجانس</em&gt; الأجنة

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...

Microinjection الجنين الميداكا لاستخدامها بوصفها كائنا النموذجي الوراثية

PLAYLIST