Эта работа была поддержана грантом MRC.

1. Спаривание и сбор яиц <ol><li> Женский и мужской оризии можно легко отличить по размеру и форме анального и спинного плавников. Анальный плавники самцы крупнее и параллелограмм формы по сравнению с самками. Женщины анальный плавник меньше, и треугольник форму. Мужской спинной плавник имеет четко видны глубокие выемки между двумя последними лучами. </li><li> Оризии откладывает до 40 яиц каждый день и оризии женщин нести яйца группируются в животе в результате наложения ареста нитей в течение нескольких часов, прежде чем они сняли на заводах в бак. </li><li> Женщины могут попасть в сеть и проведена внутри аккуратно с обеих сторон, одной рукой. Яйца могут быть затем мягко дразнили из живота с указательным пальцем другой руки. Женщина может быть затем возвращается в бак. Яйца должны быть переданы в 6 см чашку Петри заполнены эмбрион СМИ тупым пинцетом или пальцами. </li><li> Оризии пары редко бороться, когда они хранятся в небольшом окне спаривания. Таким образом, они могут храниться в одной небольшой бак с водой, чтобы они могли кормить и яйца могут быть собраны из той же паре каждый день в течение нескольких месяцев. </li><li> Важно, чтобы женщина рыба не должна быть без мужчины, поскольку овуляция происходит каждый день в оризии женщин. В противном случае, женщины не могут доставить яйца и стал себя плохо. </li></ol> 2. Очистка эмбрионов <ol><li> Передача вне кластера яйца с стеклянную пипетку, чтобы наждачную бумагу (P2000 зернистостью, водонепроницаемый), размещенные в крышке 9 см чашке Петри. Удалите излишки среде, но обеспечить достаточный объем остается, как предотвратить высыхание эмбрионов. </li><li> Аккуратно ролл эмбрионов на наждачную бумагу использовании указательного пальца, применяя минимальное давление и сохраняя палец параллельно поверхности наждачной бумагой около 45-60 секунд, чтобы удалить некоторые внешние волоски поверхности хориона. Не ролл более 5-7 эмбрионов одновременно эта мера предосторожности позволит свести к минимуму риск дробления эмбрионов под друг друга. </li><li> Передача очищены эмбрионов свежие блюда из эмбриона среды. </li></ol> 3. Создание агарозном пластины для проведения эмбрионов во время микроинъекции Эмбрионы находятся в желоба во время инъекции сделаны с плексигласа плесени в 1,5% агарозном (рис. 1). Концентрация агарозы важно провести эмбрионов должным образом. <ol><li> Во-первых, сделать рамку из агарозы провести плексигласа плесени. Залить 1,5% агарозы в воде до 0,5 см глубиной в 9 см чашку Петри и ждать, пока оно полностью затвердевает. Вырежьте области агарозном просто больше, чем размер формы. </li><li> Залить 1,5% агарозном заполнить сократить площадь и место пресс-формы, чтобы не быть пузырьков и ждать, пока агарозном затвердевает. Эта пластинка агарозы можно хранить в холодильнике, чтобы ускорить solidifaction. </li><li> Удалить плесень создать корыта, чтобы держать яйца. Добавьте достаточно средний эмбриона, чтобы погрузить форму, накрыть крышкой и хранить при 4 ° С до необходимости. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig1.jpg" alt="Рисунок 1" /> Рисунок 1. Схема заказные формы используются для подготовки желоба в виде пластин агарозы для микроинъекции. </li></ol> 4. Микроинъекция эмбрионов оризии В оризии, ДНК, РНК, олигонуклеотидов и морфолино трассирующими красители microinjected через хориона в цитоплазму с 1 по 64-клеточной стадии эмбриона, а не как в желтке рыбок данио. С цитоплазме меньше и менее заметны в оризии, практики путем введения красителей, таких как родамин-декстран рекомендуется развивать этот навык. Добавление фенол красный, как трассирующие также предлагается возможность подтвердить инъекций. Как хориона окружающих оризии эмбрионов жесткие, короткие, крепкие и широкие инъекционной иглой не требуется (рис. 2). Подготовка этого сильного широкий иглой с нитью содержащих стеклянный капилляр. <ol><li> Подготовка раствора для инъекций с фенолом красным, как трассирующие и загрузите его в иглу из спины с Эппендорф microloader. Подключите иглой воздушный насос инжектор. </li><li> Яйца должны быть собраны и вне кластера как можно скорее после оплодотворения вводить в один-клеточной стадии. Более эмбрионы могут быть введены, храня их на льду (не более 30 минут), чтобы остановить деление клеток. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig2.jpg" alt="Рисунок 2" /> Рисунок 2. Сравнение оризии и данио иглы. Обратите внимание на кончике иглы MF (вверху) короче и шире, следовательно, сильнее для прокалывания жесткие хориона окружающих оризии эмбрионов. </li><li> Передача яйца в пластину агарозы и приведения их в желоба щипцами. Незадолго до инъекции, пять яиц должна быть повернута так, клеточной мембране одной цитоплазме клеток может попасть йэлектронной иглу перпендикулярно. Цитоплазмы одной клетки может быть найден путем поиска области лишенной маленькие капельки масла, которое противоположно стороне яйца с плотной капель масла. Определены области может быть подтверждено, что цитоплазма при просмотре со стороны. </li><li> Место рядом с иглу яйца. Открытое кончике иглы, осторожно касаясь кончиком иглы хориона или с использованием microforceps (рис. 3). Небольшое количество инъекций вещества следует рассматривать вытекать. </li><li> Прокол через хориона поместить кончик иглы внутри хориона. Отрегулируйте проведения давление инжектора являются относительно высокими, чтобы убедиться в отсутствии рефлюкс возникает из-за высокого давления на прокол через жесткую хориона (настройки 80-100hPA для проведения давление и 500-700hPA для инъекций давления). </li><li> Вставьте кончик иглы в цитоплазме резким тыкая ее мембрану. Избегайте вставки кончике иглы в желтке. В отличие от данио рерио, материала вводят в желток не будет передана в цитоплазму. Введенный жидкости имеют четкой границы при введении в желтке в то время как граница размыта, когда в цитоплазме (рис. 4). Иногда игла может стать заблокирован агарозы / мусора. Пинцет может быть использован для сенсорного / повторно разбивать конце иглы и снять блокаду. Если игла перерывы в любой момент во время инъекции, пузырьков будет видно в эмбрион среднего и вещества вы инъекционных будут потеряны. Инъекции должны проводиться систематически сверху вниз по каналам агарозы и слева направо, по всей форме. </li><li> Введенный эмбрионы должны быть переданы в чистой блюдо с эмбрионом средних и разработаны при соответствующей температуре. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig3.jpg" alt="Рисунок 3" /> Рисунок 3. Нарушение иглы перед инъекцией. 1: Перемещение кончик иглы близко к хориона эмбриона; 2: сенсорный хориона и перемещать иглу взад и вперед, мягко сломать кончик, 3: Когда небольшое количество инъекции вещество вытекает из конца иглы этой поломки подтверждает острия. </li></ol> 5. Представитель результаты <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig4.jpg" alt="Рисунок 4" /> Рисунок 4. Представителю изображения вводят эмбрионы оризии. Группа показывает, представитель образ правильной инъекции родамина-декстран в цитоплазме одноклеточного стадии эмбриона оризии. Группа B показывает, представитель образ неправильного введения родамин-декстран в желточный мешок из одноклеточных стадии эмбриона оризии. Панели C и D показывают эмбрионов из панелей А и В соответственно, примерно в 30 часов после инъекции. Е. М.: эмбрион, является передней панели вверх в С и D и зрения спинной. Обратите внимание, тело эмбриона в панели D не красный, как краситель был неправильно введен в желточного мешка. Стрелки B и D указывают родамин-декстран вводится неправильно в желточный мешок отметить отличие круговой границей. Пунктирные линии в А и В указывают контуры цитоплазмы одной клетки, представление боковых.

<ol>
	<li>Furutani-Seiki, M., Sasado, T., Morinaga, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+genome-wide+screen+for+mutations+affecting+organogenesis+in+Medaka,+Oryzias+latipes.">A systematic genome-wide screen for mutations affecting organogenesis in Medaka, Oryzias latipes.</a> Mech Dev. 121, 647-658 (2004).</li><li>Furutani-Seiki, M., Wittbrodt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medaka+and+zebrafish,+an+evolutionary+twin+study.">Medaka and zebrafish, an evolutionary twin study.</a> Mech. Dev. 121, 629-6237 (2004).</li></ol>

В этом видео мы продемонстрируем метод для сотовых трассирующими, мРНК, ДНК или антисмысловой олигонуклеотид инъекции в одно-клеточной стадии эмбрионов оризии. Эта техника позволила нам изучать различные процессы развития в естественных условиях в режиме реального времени. Этот процесс и последующего детального анализа он предоставляет имеет потенциал, чтобы значительно расширить наше понимание позвоночных органогенеза и лежащий в основе клеточной биологии. Такие знания могут иметь важное значение для, и урожайность терапевтического применения в регенеративной медицине.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>4" fine net</td>
<td>Tools</td>
<td>J &amp; K Aquatics Ltd.</td>
<td>MD001</td>
<td>Used to capture fish during egg harvesting.</td>
</tr>
<tr>
<td>Embryo medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>200ml 50X stock solution, 1ml 1%methyleneblue in H2O/10 liter RO water (50X stock solution: NaCl 14.7g, KCl 0.6g, CaCl2 2H2O 2.4g, MgSO4 7H2O 4.0g/1 litre RO water.</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine waterproof sandpaper - p2000 grit size </td>
<td>Tools</td>
<td>Hermes Abrasives Ltd.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Very fine grit size for rolling/cleaning embryos with chorions.</td>
</tr>
<tr>
<td>Borosilicate glass capillaries</td>
<td>Tool</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>GC100-10F</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micropipette puller</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige scientific instrument lab</td>
<td>Model PP-830</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Eppendorf microloader</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>5242956.003</td>
<td>For loading microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microinjector apparatus </td>
<td>Equipment</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model 5242.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micromanipulator</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MN151.</td>
</tr>
<tr>
<td>Agarose injection plate</td>
<td>Tools</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>For holding embryos during injection.</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism

В этом видео мы продемонстрируем техники микроинъекции в одно-клеточной стадии эмбрионов оризии. Оризии небольшой откладки яиц пресноводных рыб, что позволяет как генетические, так и эмбриологических анализы и является одной из позвоночных организмов модель, в которой генома фенотипа мутанта управляемых экранов проводились 1, как и данио рерио и мыши. Дивергенция функциональных перекрытия связанных генов между оризии и данио позволяет идентифицировать новые фенотипы, которые идентифицированы в один вид 2, таким образом оризии и данио являются взаимодополняющими для генетических вскрытия позвоночных функции генома. Для того чтобы воспользоваться оризии рыбы чьи эмбрионы являются прозрачными и развитие внешне, микроинъекции является важной техникой для введения клеточного индикаторов для маркировки клеток, мРНК или антисмысловые олигонуклеотиды более-выражения и стучать вниз гены интерес, и ДНК для создания трансгенных линий.

Watch this Scientific Journal Video about Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism at JoVE.com

Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Оризии и данио являются взаимодополняющими для генетических вскрытия позвоночных функции генома. Этот протокол освещаются ключевые моменты для успешного микроинъекции в эмбрионы оризии, важная техника для эмбриологических и генетических анализа с использованием оризии и данио в лаборатории.

Микроинъекция эмбрионов оризии для использования в качестве модели Генетические организма

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

microinjection-of-medaka-embryos-for-use-as-a-model-genetic-organism

Research

JoVE Journal

Biology

25.6K Views.  University of Bath. Оризии и данио являются взаимодополняющими для генетических вскрытия позвоночных функции генома. Этот протокол освещаются ключевые моменты для успешного микроинъекции в эмбрионы оризии, важная техника для эмбриологических и генетических анализа с использ...

Video: Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

Микроинъекция А. Эмбрионы aegypti получить Трансгенные комары

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

Метод культуры раннего куриных эмбрионов исключая виво (Новая Культура)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

Дважды Всего горе на месте гибридизация раннего куриных эмбрионов

Method for Whole Mount Antibody Staining in Chick

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying antibody expression in developing brain, neural tube and somite. This video demonstrates the different steps in whole-mount antibody staining using HRP conjugated secondary antibodies; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, endogenous peroxidase is inactivated; The embryo is then exposed to primary antibody. After several washes, the embryo is incubated with secondary antibody conjugated to HRP. Peroxidase activity is revealed using reaction with diaminobenzidine substrate. Finally, the embryo is fixed and processed for photography and sectioning. The advantage of this method over the use of fluorescent antibodies is that embryos can be processed for wax sectioning, thus enabling the study of antigen sites in cross section. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell 1.

This video demonstrates whole mount immunohistochemistry, a method by which the spatial and temporal expression pattern of an antigen can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell.

Метод полного окрашивания антител горе в Чик

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying the formation and initial patterning of the nervous system. This video demonstrates how to graft organizer tissue into a host, a method by which Hensen s node (the organizer in the chick embryo) is grafted to a host competent ectoderm. The organizer graft instructs overlying na ve tissue to adopt a neural fate via neural inducing signals. This mechanism is referred to as neural induction, and constitutes the initial step in the formation of brain and spinal cord in amniotes. This method is essentially used for the characterization of putative neural inducing molecules in chick. This video demonstrates the different steps in the assay for neural induction; First, the donnor embryo is explanted and pinned on a dish. Then, the host embryo is prepared for New culture. The graft is excised and transplanted to the host area pellucida margin. The host is cultured for 18-22 hrs. The assembly is fixed and processed for further applications (e.g. in situ hybridization). This method was originally devised by Waddington 1,2 and Gallera 3,4.

Neural induction is the first step in the formation of the brain. It is a mechanism by which Hensen's node (organizer), instructs adjacent tissue to adopt a neural fate, i.e. to give rise to the nervous system. This video demonstrates an assay for neural induction in chick embryo.

Анализ для нейронных Индукция в куриных эмбрионах

Use of Rotorod as a Method for the Qualitative Analysis of Walking in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a rotorod, animals remain in approximately the same place making repetitive movements of stepping. Thus the task provides a rich source of information on the details of foot stepping movements. Subjects were hemi-Parkinson analogue rats, produced by injection of 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right nigrostriatal bundle to deplete nigrostriatal dopamine (DA). The present report provides a video analysis illustration of animals previously were filmed from frontal, lateral, and posterior views as they walked (15). Rating scales and frame-by-frame replay of the video records of stepping behavior indicated that the hemi-Parkinson rats were chronically impaired in posture and limb use contralateral to the DA-depletion. The contralateral limbs participated less in initiating and sustaining propulsion than the ipsilateral limbs. These deficits secondary to unilateral DA-depletion show that the rotorod provides a use task for the analysis of stepping movements.

The rotorod test is used to assess motor status in the walking movement of hemi-Parkinson analogue rats.

Использование Rotorod как метод Качественный анализ Прогулка по Крыса

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Микроинъекции данио рерио Эмбрионы для анализа функции гена

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System 

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers. Genetic studies in mammalian systems have been limited due to the lack of readily available tools including defined mutant genetic cell lines, regulatory expression systems, and appropriate selectable markers. To circumvent these difficulties, model genetic systems in lower eukaryotes have become an attractive choice for the study of functionally conserved DNA repair proteins and pathways. We have developed a model yeast system to study the poorly defined genetic functions of the Werner syndrome helicase-nuclease (WRN) in nucleic acid metabolism. Cellular phenotypes associated with defined genetic mutant backgrounds can be investigated to clarify the cellular and molecular functions of WRN through its catalytic activities and protein interactions. The human WRN gene and associated variants, cloned into DNA plasmids for expression in yeast, can be placed under the control of a regulatory plasmid element. The expression construct can then be transformed into the appropriate yeast mutant background, and genetic function assayed by a variety of methodologies. Using this approach, we determined that WRN, like its related RecQ family members BLM and Sgs1, operates in a Top3-dependent pathway that is likely to be important for genomic stability. This is described in our recent publication [1] at <a href="http://www.impactaging.com">www.impactaging.com</a>. Detailed methods of specific assays for genetic complementation studies in yeast are provided in this paper.

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System

Genetic studies in yeast can be employed to investigate the molecular and cellular functions of human genes in cellular DNA metabolism. Methods are described for the genetic characterization of the human WRN gene product defective in the premature aging disorder Werner syndrome in functionally conserved pathways using yeast as a tractable model system.

Генетические исследования белков человека Ремонт ДНК Использование дрожжей в качестве модельной системы

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers.  Genetic studies in mammalian ...

Dechorionation of Medaka Embryos and Cell Transplantation for the Generation of Chimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of the vertebrate genome functions. Manipulation of medaka embryos, such as dechorionation, mounting embryos for imaging and cell transplantation, are key procedures to work on both medaka and zebrafish in a laboratory. Cell transplantation examines cell autonomy of medaka mutations. Chimeras are generated by transplanting labeled cells from donor embryos into unlabeled recipient embryos. Donor cells can be transplanted to specific areas of the recipient embryos based on the fate maps 3 so that clones from transplanted cells can be integrated in the tissue of interest during development. Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. In this video, we show detailed procedures to manipulate medaka embryos.

Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. This video shows step-by-step procedures for how to manipulate medaka embryos, including dechorionation, mounting in agarose for imaging and cell transplantation for the production of chimeras. These procedures are essential to use medaka and zebrafish in a laboratory to take full advantage of their complementary features for the genetic dissection of vertebrate genome functions.

Dechorionation эмбрионов оризии и клеточной трансплантации для генерации химерами

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in ...

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

Использование времени Lapse микроскопии для визуализации Anoxia вызванных Подвесные анимации в<em&gt; C. Элеганс</em&gt; Эмбрионы

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...

Микроинъекция эмбрионов оризии для использования в качестве модели Генетические организма

PLAYLIST