Questo lavoro è stato sostenuto da un finanziamento della MRC.

1. Accoppiamento e raccolta delle uova <ol><li> Medaka maschio e femmina può essere facilmente distingue per la dimensione e la forma delle pinne anali e dorsali. Le pinne anali dei maschi sono più grandi e parallelogramma di forma rispetto a quella delle femmine. La pinna anale femminile è più piccolo e di forma triangolare. La pinna dorsale maschio ha una tacca profonda ben visibile tra le ultime due raggi. </li><li> Medaka deporre fino a 40 uova al giorno e femmine Medaka trasportare uova raggruppate a loro ventre da filamenti attaccamento per diverse ore prima di essere spogliato presso gli impianti nel serbatoio. </li><li> Le femmine possono essere catturati in una rete e mantenuto all&#39;interno delicatamente da entrambi i lati da una mano. Le uova possono essere delicatamente preso in giro dalla pancia con il dito indice dell&#39;altra mano. La femmina può essere restituito al serbatoio. Le uova dovrebbero essere trasferiti ad un piatto di 6 centimetri Petri riempite con i media embrione da pinze contundente o con un dito. </li><li> Coppie Medaka raramente combattere quando sono tenuti in una scatola di accoppiamento di piccole dimensioni. Pertanto, essi possono essere tenuti in una vasca piccola con flusso d&#39;acqua in modo che possano essere alimentati e le uova possono essere ritirati presso lo stesso paio tutti i giorni per un paio di mesi. </li><li> E &#39;importante che i pesci femmina non deve essere tenuto senza maschi, dal momento che l&#39;ovulazione avviene ogni giorno nelle femmine Medaka. In caso contrario, le femmine non in grado di offrire uova e diventare male. </li></ol> 2. Embrioni di pulizia <ol><li> Trasferimento non clustered uova con una pipetta di vetro di carta vetrata (grana P2000, impermeabile) posta nel coperchio di un piatto nove centimetri Petri. Rimuovere l&#39;eccesso di media, ma garantire un volume sufficiente resta contro l&#39;essiccamento della embrioni. </li><li> Ruotare delicatamente embrioni sulla carta vetrata con il dito indice, applicando una pressione minima e mantenendo le dita parallele alla superficie della carta vetrata per circa 45-60 secondi per rimuovere alcuni dei peli superficie esterna del corion. Non tiro più di embrioni di 5-7 in una sola volta questa precauzione per minimizzare il rischio di schiacciare gli embrioni sotto l&#39;altro. </li><li> Trasferimento degli embrioni puliti per un piatto fresco di medio dell&#39;embrione. </li></ol> 3. Fare piastre di agarosio per lo svolgimento di embrioni durante la microiniezione Gli embrioni sono tenuti in depressioni durante l&#39;iniezione fatti con uno stampo in plexiglass 1,5% agarosio (Figura 1). La concentrazione di agarosio è importante tenere gli embrioni in modo corretto. <ol><li> Innanzitutto, una cornice di agarosio a tenere lo stampo in plexiglass. Versare 1,5% di agarosio in acqua ad una profondità 0,5 centimetri in un piatto nove centimetri Petri e attendere che si solidifica completamente. Tagliare una zona del agarosio appena più grande della dimensione dello stampo. </li><li> Versare 1,5% agarosio per riempire l&#39;area taglio e luogo lo stampo in modo che non formino bollicine d&#39;aria e attendere agarosio solidifica. Questa piastra di agarosio può essere conservato in frigorifero per accelerare solidifaction. </li><li> Togliere lo stampo per creare depressioni per tenere le uova. Aggiungi medio abbastanza embrione di immergere lo stampo, coprire e conservare a 4 ° C fino al momento dell&#39;uso. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Schematica di misura stampo usato per preparare mangiatoie in lastre agarosio per la microiniezione. </li></ol> 4. Microiniezione di embrioni Medaka In Medaka, il DNA, l&#39;RNA, gli oligonucleotidi morfolino e coloranti traccianti sono microiniettati attraverso il corion nel citoplasma di quelle 1 64-cellula embrionale fase piuttosto che il tuorlo come in zebrafish. Poiché il citoplasma è più piccolo e meno visibile in Medaka, pratica iniettando coloranti come rodamina-destrano si raccomanda di sviluppare questa abilità. L&#39;aggiunta di rosso fenolo come tracciante è anche incoraggiati a consentire la conferma di iniezioni. Come il corion circostante embrioni Medaka è dura, una breve e ago per l&#39;iniezione forte e ampia è necessario (Figura 2). Preparare questo ago forte iniezione di gamma da un filamento di vetro contenenti capillare. <ol><li> Preparare la soluzione di iniezione con rosso fenolo come tracciante e caricarla in l&#39;ago dalla parte posteriore con un microloader Eppendorf. Collegare l&#39;ago alla pompa iniettore aria. </li><li> Le uova devono essere raccolti e non clustered il più presto possibile dopo la fecondazione di iniettare al unicellulare stadio. Più embrioni può essere iniettato memorizzandoli su ghiaccio (non più di 30 minuti) per arrestare la divisione cellulare. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Confronto di aghi Medaka e zebrafish. Si noti la punta dell&#39;ago MF (in alto) è più corta e più larga quindi più forte per pungere il corion duro circostante embrioni Medaka. </li><li> Trasferire le uova nella piastra di agarosio e allinearle in depressioni con una pinza. Poco prima iniezione, cinque uova dovrebbero essere ruotata in modo la membrana cellulare delle cellule di un citoplasma può essere colpito da ªe aghi perpendicolarmente. Citoplasma della sola cellula può essere trovata con la ricerca di una zona priva di piccole goccioline di olio che si trova di fronte al lato dell&#39;uovo con gocce di olio più denso. L&#39;area identificata può essere confermato di essere il citoplasma dalla visione di lato. </li><li> Posizionare l&#39;ago vicino alle uova. Aprire la punta dell&#39;ago delicatamente toccando la punta dell&#39;ago al corion o utilizzando microforceps (Figura 3). Una piccola quantità di sostanza di iniezione deve essere visto per defluire. </li><li> Puntura attraverso il corion di inserire la punta di un ago all&#39;interno del corion. Regolare la pressione di mantenimento degli iniettori ad essere relativamente elevata, per garantire che non reflusso si verifica a causa della pressione alta sulla puntura attraverso il corion dura (impostazioni di 80-100hPA per la pressione holding e 500-700hPa per la pressione di iniezione). </li><li> Inserire la punta dell&#39;ago nel citoplasma da bruscamente colpendo la sua membrana. Evitare di inserire la punta di un ago nel tuorlo. A differenza di zebrafish, materiale iniettato nel tuorlo non sarà trasferito nel citoplasma. Liquidi iniettati avere una delimitazione distinta quando iniettato nel tuorlo, mentre il confine è sfocata, quando nel citoplasma (Figura 4). Occasionalmente l&#39;ago potrebbe diventare bloccato da agarosio / detriti. Pinze possono essere utilizzate per toccare / rebreak fine dell&#39;ago e rimuovere il blocco. Se l&#39;ago break in qualsiasi momento durante l&#39;iniezione, spumeggiante si vedrà nel medio embrione e la sostanza si inietta andranno persi. Le iniezioni devono essere praticate sistematicamente dall&#39;alto verso il basso lungo i canali di agarosio e da sinistra a destra attraverso lo stampo. </li><li> Embrioni iniettati dovrebbero essere trasferiti in un piatto pulito contenente medio embrione e sviluppato a temperatura adeguata. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Rompere la punta dell&#39;ago prima dell&#39;iniezione. 1: Spostare punta dell&#39;ago vicino al corion dell&#39;embrione; 2: Toccare il corion e spostare l&#39;ago avanti e indietro con delicatezza per rompere punta; 3: quando una piccola quantità di sostanza iniezione esce alla fine dell&#39;ago ciò conferma la rottura della punta. </li></ol> 5. Rappresentante risultati <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Immagini rappresentative di embrioni iniettati Medaka. Un pannello mostra un&#39;immagine rappresentativa di iniezione corretta rodamina-destrano nel citoplasma di un embrione stadio unicellulare Medaka. Pannello B mostra un&#39;immagine rappresentativa di iniezione errata di rodamina-destrano nel sacco vitellino di un embrione stadio unicellulare Medaka. Pannelli C e D mostrano gli embrioni da pannelli A e B rispettivamente di circa 30 ore dopo l&#39;iniezione. EM: embrione, è anteriore verso l&#39;alto in pannelli C e D e di vista è dorsale. Si noti il ​​corpo dell&#39;embrione nel pannello D non è rosso come il colorante è stato erroneamente iniettato nel sacco vitellino. Frecce in B e D indicano rodamina-destrano iniettata in modo non corretto nel sacco vitellino nota il confine distinte circolari. Linee tratteggiate in A e B indicano sagoma di citoplasma di una cellula, vista laterale.

<ol>
	<li>Furutani-Seiki, M., Sasado, T., Morinaga, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+genome-wide+screen+for+mutations+affecting+organogenesis+in+Medaka,+Oryzias+latipes.">A systematic genome-wide screen for mutations affecting organogenesis in Medaka, Oryzias latipes.</a> Mech Dev. 121, 647-658 (2004).</li><li>Furutani-Seiki, M., Wittbrodt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medaka+and+zebrafish,+an+evolutionary+twin+study.">Medaka and zebrafish, an evolutionary twin study.</a> Mech. Dev. 121, 629-6237 (2004).</li></ol>

In questo video, si dimostra un metodo per tracciante cellulare, mRNA, DNA o anti-senso iniezione oligonucleotide in una cella di embrioni fase Medaka. Questa tecnica ci ha permesso di studiare vari processi di sviluppo in-vivo in tempo reale. Questo processo e la successiva analisi dettagliata che offre ha il potenziale per migliorare significativamente la nostra comprensione della organogenesi vertebrati e la biologia delle cellule sottostanti. Tale conoscenza può essere importante per, e la resa applicazioni terapeutiche nel campo della medicina rigenerativa.

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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>4" fine net</td>
<td>Tools</td>
<td>J &amp; K Aquatics Ltd.</td>
<td>MD001</td>
<td>Used to capture fish during egg harvesting.</td>
</tr>
<tr>
<td>Embryo medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>200ml 50X stock solution, 1ml 1%methyleneblue in H2O/10 liter RO water (50X stock solution: NaCl 14.7g, KCl 0.6g, CaCl2 2H2O 2.4g, MgSO4 7H2O 4.0g/1 litre RO water.</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine waterproof sandpaper - p2000 grit size </td>
<td>Tools</td>
<td>Hermes Abrasives Ltd.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Very fine grit size for rolling/cleaning embryos with chorions.</td>
</tr>
<tr>
<td>Borosilicate glass capillaries</td>
<td>Tool</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>GC100-10F</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micropipette puller</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige scientific instrument lab</td>
<td>Model PP-830</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Eppendorf microloader</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>5242956.003</td>
<td>For loading microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microinjector apparatus </td>
<td>Equipment</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model 5242.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micromanipulator</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MN151.</td>
</tr>
<tr>
<td>Agarose injection plate</td>
<td>Tools</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>For holding embryos during injection.</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism

In questo video, dimostriamo la tecnica della microiniezione in una cella di embrioni fase Medaka. Medaka è un piccolo deposizione delle uova di pesce d&#39;acqua dolce che permette le analisi genetiche ed embriologica ed è uno degli organismi modello vertebrato, in cui sono state effettuate genome-wide schermi mutante fenotipo-scacciati 1, come nel pesce zebra e il mouse. Divergenza di sovrapposizione funzionale di geni correlati tra Medaka zebrafish e consente l&#39;identificazione di fenotipi romanzo che sono identificabili in una singola specie 2, così Medaka e zebrafish sono complementari per la dissezione genetica delle funzioni del genoma dei vertebrati. Per usufruire di pesce Medaka cui gli embrioni sono trasparenti e sviluppano esternamente, microiniezione è una tecnica essenziale per iniettare cellule traccianti per le cellule etichettatura, mRNA o anti-senso oligonucleotidi per eccesso di esprimere e bussare a tendina geni di interesse, e di DNA per fare linee transgeniche.

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Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Medaka e zebrafish sono complementari per la dissezione genetica delle funzioni del genoma dei vertebrati. Questo protocollo mette in evidenza i punti chiave per il successo microiniezione in embrioni Medaka, una tecnica importante per l&#39;analisi embriologiche e genetiche utilizzando Medaka zebrafish e in un laboratorio.

Microiniezione di embrioni Medaka per essere utilizzato come organismo modello genetico

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

microinjection-of-medaka-embryos-for-use-as-a-model-genetic-organism

Research

JoVE Journal

Biology

25.6K Views.  University of Bath. Medaka e zebrafish sono complementari per la dissezione genetica delle funzioni del genoma dei vertebrati. Questo protocollo mette in evidenza i punti chiave per il successo microiniezione in embrioni Medaka, una tecnica importante per l'analisi embriologiche e genetiche utilizzando Medaka zebrafish e in un laboratorio.

Video: Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

Microiniezione di A. aegypti embrioni per ottenere zanzare transgeniche

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Ricerca

Biologia

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

Metodo per la Cultura di Chick primi embrioni ex vivo (Nuova Cultura)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

Doppia Monte intero ibridazione in situ di embrioni di pollo primi

Method for Whole Mount Antibody Staining in Chick

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying antibody expression in developing brain, neural tube and somite. This video demonstrates the different steps in whole-mount antibody staining using HRP conjugated secondary antibodies; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, endogenous peroxidase is inactivated; The embryo is then exposed to primary antibody. After several washes, the embryo is incubated with secondary antibody conjugated to HRP. Peroxidase activity is revealed using reaction with diaminobenzidine substrate. Finally, the embryo is fixed and processed for photography and sectioning. The advantage of this method over the use of fluorescent antibodies is that embryos can be processed for wax sectioning, thus enabling the study of antigen sites in cross section. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell 1.

This video demonstrates whole mount immunohistochemistry, a method by which the spatial and temporal expression pattern of an antigen can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell.

Metodo per la colorazione intero anticorpi Monte a Chick

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying the formation and initial patterning of the nervous system. This video demonstrates how to graft organizer tissue into a host, a method by which Hensen s node (the organizer in the chick embryo) is grafted to a host competent ectoderm. The organizer graft instructs overlying na ve tissue to adopt a neural fate via neural inducing signals. This mechanism is referred to as neural induction, and constitutes the initial step in the formation of brain and spinal cord in amniotes. This method is essentially used for the characterization of putative neural inducing molecules in chick. This video demonstrates the different steps in the assay for neural induction; First, the donnor embryo is explanted and pinned on a dish. Then, the host embryo is prepared for New culture. The graft is excised and transplanted to the host area pellucida margin. The host is cultured for 18-22 hrs. The assembly is fixed and processed for further applications (e.g. in situ hybridization). This method was originally devised by Waddington 1,2 and Gallera 3,4.

Neural induction is the first step in the formation of the brain. It is a mechanism by which Hensen's node (organizer), instructs adjacent tissue to adopt a neural fate, i.e. to give rise to the nervous system. This video demonstrates an assay for neural induction in chick embryo.

Test di induzione neurale nell&#39;embrione Chick

Use of Rotorod as a Method for the Qualitative Analysis of Walking in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a rotorod, animals remain in approximately the same place making repetitive movements of stepping. Thus the task provides a rich source of information on the details of foot stepping movements. Subjects were hemi-Parkinson analogue rats, produced by injection of 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right nigrostriatal bundle to deplete nigrostriatal dopamine (DA). The present report provides a video analysis illustration of animals previously were filmed from frontal, lateral, and posterior views as they walked (15). Rating scales and frame-by-frame replay of the video records of stepping behavior indicated that the hemi-Parkinson rats were chronically impaired in posture and limb use contralateral to the DA-depletion. The contralateral limbs participated less in initiating and sustaining propulsion than the ipsilateral limbs. These deficits secondary to unilateral DA-depletion show that the rotorod provides a use task for the analysis of stepping movements.

The rotorod test is used to assess motor status in the walking movement of hemi-Parkinson analogue rats.

L&#39;uso di Rotorod come un metodo per l&#39;analisi qualitativa del Camminare in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Microiniezione di embrioni di zebrafish per analizzare la funzione del gene

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System 

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers. Genetic studies in mammalian systems have been limited due to the lack of readily available tools including defined mutant genetic cell lines, regulatory expression systems, and appropriate selectable markers. To circumvent these difficulties, model genetic systems in lower eukaryotes have become an attractive choice for the study of functionally conserved DNA repair proteins and pathways. We have developed a model yeast system to study the poorly defined genetic functions of the Werner syndrome helicase-nuclease (WRN) in nucleic acid metabolism. Cellular phenotypes associated with defined genetic mutant backgrounds can be investigated to clarify the cellular and molecular functions of WRN through its catalytic activities and protein interactions. The human WRN gene and associated variants, cloned into DNA plasmids for expression in yeast, can be placed under the control of a regulatory plasmid element. The expression construct can then be transformed into the appropriate yeast mutant background, and genetic function assayed by a variety of methodologies. Using this approach, we determined that WRN, like its related RecQ family members BLM and Sgs1, operates in a Top3-dependent pathway that is likely to be important for genomic stability. This is described in our recent publication [1] at <a href="http://www.impactaging.com">www.impactaging.com</a>. Detailed methods of specific assays for genetic complementation studies in yeast are provided in this paper.

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System

Genetic studies in yeast can be employed to investigate the molecular and cellular functions of human genes in cellular DNA metabolism. Methods are described for the genetic characterization of the human WRN gene product defective in the premature aging disorder Werner syndrome in functionally conserved pathways using yeast as a tractable model system.

Studi genetici di proteine ​​umane di riparazione del DNA Utilizzando lievito come sistema modello

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers.  Genetic studies in mammalian ...

Dechorionation of Medaka Embryos and Cell Transplantation for the Generation of Chimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of the vertebrate genome functions. Manipulation of medaka embryos, such as dechorionation, mounting embryos for imaging and cell transplantation, are key procedures to work on both medaka and zebrafish in a laboratory. Cell transplantation examines cell autonomy of medaka mutations. Chimeras are generated by transplanting labeled cells from donor embryos into unlabeled recipient embryos. Donor cells can be transplanted to specific areas of the recipient embryos based on the fate maps 3 so that clones from transplanted cells can be integrated in the tissue of interest during development. Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. In this video, we show detailed procedures to manipulate medaka embryos.

Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. This video shows step-by-step procedures for how to manipulate medaka embryos, including dechorionation, mounting in agarose for imaging and cell transplantation for the production of chimeras. These procedures are essential to use medaka and zebrafish in a laboratory to take full advantage of their complementary features for the genetic dissection of vertebrate genome functions.

Dechorionation di embrioni Medaka e trapianto di cellule per la generazione di chimere

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in ...

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

L&#39;uso della microscopia Time lapse di visualizzare anossia indotta Suspended Animation in<em&gt; C. elegans</em&gt; Embrioni

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...

Microiniezione di embrioni Medaka per essere utilizzato come organismo modello genetico

PLAYLIST