وأيد هذا العمل من قبل مؤسسة Lundbeck ، ومؤسسة داغمار كارلسبرج ومؤسسة مارشال.

1. القياسات الأساسية فراي فون قبل الجراحة لإجراء اختبار فون فراي ، يرجى الرجوع إلى القسم 5. 2. التخدير / التحضير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوانات (الحقن داخل الصفاق من خليط من 100mg/kg الكيتامين و 15 زيلازين ملغ / كلغ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوانات في مكان هادئ حتى تخدير بالكامل (على سبيل المثال تغطية بمنشفة ورقية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فحص ردود الفعل التي معسر غيض من الذيل والكفوف ومع زوج من ملاقط. تأكد من أن الحيوانات لا تستجيب قبل المتابعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن تحت الجلد (عودة منطقة الكتف) متساوي التوتر المالحة 0.5ml بالمضادات الحيوية ، مثل الأمبيسيلين (لتجنب الجفاف ومنع العدوى ، وعلى الرغم من أن هذا هو إجراء العمليات الجراحية البسيطة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماكينة حلاقة كهربائية باستخدام ، حلق مجال المنطوق من أقل قليلا من منطقة الركبة إلى منطقة الورك (اليد اليمنى لشخص ينصح الطرف الأيسر الخلفيتين). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مرهم للعين للعيون مع برعم القطن أو الصوف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوانات على جانبها الأيمن والأيسر hindlimb وضع على منصة صغيرة للحفاظ على ارتفاع. تأمين المحطة بشريط لاصق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير الحقل من المنطوق بالتناوب مع الدعك من الإيثانول وbetadine من خارج موقع الجراحية. </li></ol> 3. جراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد موقع الركبة مع إبهام يدك اليسرى واستخدام مشرط لجعل التطبيق. 1 سم شق طولي في الاتجاه الأقرب إلى الركبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح الجلد عن طريق تشريح حادة استخدام غيض من مقص العقيمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل طبقة العضلات عن طريق تشريح كليل بجوار الأوعية الدموية واضحة للعيان ، على مقربة من عظم الفخذ (فخذ). إذا فعلت بشكل صحيح ، فإن طبقات منفصلة العضلات بسهولة من دون أي نزيف ، وكشف عن الحق العصب الوركي تحت العضلات. إذا كان النزيف يحدث مثلا تلف الاوعية الدموية بالقرب من الركبة ، واستخدام معقم براعم القطن أو الصوف أو قطعة من نظرات لامتصاص الدم. الصحافة حتى يتوقف النزيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الماوس تحت المجهر ستيريو ومنفصلة بعناية العضلات مع زوج من ملاقط معقمة (nr. 2) لتصور العصب الوركي. ويمكن أيضا أن يطبق الكامشات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد المنطقة التي فروع العصب الربلي من العصب الوركي. العصب الربلي هو أصغر من الفروع الثلاثة ، تتفرع إلى اليمين في الساق اليسرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق خياطة (6-0 خياطة) حول الفرعين الآخرين التي لا تزال تشغل في نفس الوقت (للأعصاب وعظام الساق الشظوي المشترك) ، ويجري حريصا جدا على عدم لمس فرع الربلي. هذا هو خطوة حاسمة على العصب الربلي يجب أن يكون ترك سليمة تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل عقدة ضيقة الجراحية. إذا كانت العقدة الأولى هي ضيق ، سوف يلاحظ تقلصات في الاطراف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستيلاء على الأعصاب إلى أن تقطع دون خياطة مع زوج من ملاقط (nr. 5) وقطع الاعصاب فوق وتحت ملاقط مع زوج من مقص صغير. أولا عن طريق قطع فوق زوج من ملاقط ، وسحب الأعصاب هو تجنبها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع خياطة ينتهي مع زوج من مقص الصغرى وإغلاق برفق طبقة العضلات. إضافة قطرة من يدوكائين لخياطة الجرح ومع عقدة الجراحية. </li></ol> 4. بعد الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق مما إذا مرهم العين لا يزال كافيا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في قفص نظيفة تحت منشفة ورقية في وضعية مريحة. إذا كانت الغرفة الباردة ، ووضع وسادة تحت حرارة جزء من القفص (فقط تحت جزء من القفص والحيوان يجب أن تكون قادرة على الهروب إلى برودة المنطقة إذا فضلت). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضمان المياه للوصول بسهولة وطعام. </li></ol> 5. اختبار فون فراي (خط الأساس ، واعتبارا من اليوم بعد عملية جراحية) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الفئران في أحمر الاسطوانات البلاستيكية الملونة الموضوعة على طاولة سلك شبكة يومين ويوم واحد قبل الجراحة. روض لمدة 15 دقيقة في اسطوانات قبل الاختبار. اللون الأحمر من اسطوانات يساعد على الاسترخاء الفئران بسرعة لأنها لا يمكن أن نرى بعضنا البعض ونحن في منطقة مظلمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من أن الفئران هي الهدوء وتطبيق فون شعيرات فراي إلى الجزء الجانبي من مخلب : بدءا من خيوط ز 0.02 في تطبيق أول قوة إلى مخلب ترك خمس مرات خلال الفترة ما مجموعه 30 ثانية (حوالي 2 ثانية لكل التحفيز) و قياس رد فعل الفأر بعد كل تطبيق. مع تكرار نفس الخيط ومخلب ترك أي الفئران الأخرى ، ومن ثم تبدأ من جديد مع مخلب الأيمن للفأرة أولا قبل الانتقال الى خيوط القادم ، على سبيل المثال : <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماوس 1 : مخلب اليسار 5 مرات مع خيوط 0.02 ز </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماوس 2 : مخلب اليسار 5 مرات مع خيوط 0،02 ز الخ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماوس 1 : مخلب الحق 5 مرات مع خيوط 0.02 ز </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماوس 2 : 5 مرات مخلب الحق مع خيوط 0،02 ز الخ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماوس 1 : مخلب اليسار 5 مرات مع خيوط 0.04 ز </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماوس 2 : مخلب اليسار 5 مرات مع خيوط 0،04 ز الخ. </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتعتبر استجابة في ثلاثة من أصل خمسة المحفزات كرد فعل إيجابية. خيوط أعلاه thresholويمكن تطبيق د للتحقق من مستوى العتبة. استجابة = مخلب انسحاب مفاجئ ، المفاجئة الجفل ، مخلب لعق المفاجئ. </li></ol> 6. ممثل النتائج <img src="/files/ftp_upload/3092/3092fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> أنجز الشكل 1. فراي فون اختبار على C57BL / 6 عمر الفئران 8-10 أسابيع من العمر يوم 1 قبل وبعد العملية مرارا وتكرارا لعملية جراحية. وقد أدرجت 4-8 الحيوانات في كل مجموعة. ويمثل فراي فون اختبار على الجانب المماثل التي تديرها ويمثل الجانب السيطرة غير تشغلها المقابل. في اليوم التالي للجراحة الحيوانات تطوير فرط مخلب كبير على تشغيلها في حين أن عدم تشغيلها فقط تأثرت بصورة طفيفة بالنسبة للفئران صورية تشغلها. (* &lt;0.05 ، ** &lt;0.01 ، *** &lt;0.001 ، نسبة إلى المقابل المماثل).

<ol>
	<li>Costigan, M., Scholz, J., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuropathic+pain:+a+maladaptive+response+of+the+nervous+system+to+damage.">Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage.</a> Annu. Rev. Neurosci. 32, 1-32 (2009).</li><li>Decosterd, I., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spared+nerve+injury:+an+animal+model+of+persistent+peripheral+neuropathic+pain.">Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain.</a> Pain. 87, 149-158 (2000).</li><li>Bourquin, A. -. F., S&#252;veges, M., Pertin, M., Gilliar, N., Sardy, S., Davidson, A. C., Spahn, D. R., Decosterd, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+and+analysis+of+mechanical+allodynia-like+behavior+induced+by+spared+nerve+injury+(SNI)+in+the+mouse.">Assessment and analysis of mechanical allodynia-like behavior induced by spared nerve injury (SNI) in the mouse.</a> Pain. 122, 14.e1-14.e14 (2006).</li><li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J. Neurosci. Methods. 53, 55-63 (1994).</li><li>Bennett, G. J., Xie, Y. -. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+peripheral+mononeuropathy+in+rat+that+produces+disorders+of+pain+sensation+like+those+seen+in+man.">A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man.</a> Pain. 33, 87-107 (1988).</li><li>Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+behavioral+model+of+neuropathic+pain+disorders+produced+in+rats+by+partial+sciatic+nerve+injury.">A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury.</a> Pain. 43, 205-218 (1990).</li><li>Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+and+sensitive+method+for+measuring+thermal+nociception+in+cutanous+hyperalgesia.">A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutanous hyperalgesia.</a> Pain. 32, 77-88 (1988).</li><li>Erichsen, H. K., Blackburn-Munro, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+characterization+of+the+spared+nerve+injury+model+of+neuropathic+pain.">Pharmacological characterization of the spared nerve injury model of neuropathic pain.</a> Pain. 98, 151-161 (2002).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

خطوات حاسمة وينبغي تجنب الأضرار التي لحقت العصب الربلي من أجل دراسة التغيرات المرضية في العصب الربلي سليمة التالي لاصابة الاعصاب الشظوية الظنبوبية والمشتركة. قد يؤدي إلى تلف في العصب الجانبية الربلي يؤدي إلى الشلل ، ويمكن بالتالي تصور ما جره من أطرافهم هند تشغلها. معصب هو فقط الجانب الوحشي من مخلب بواسطة عصب الربلي يدخر ، وبالتالي ، لا يتطور هذا المجال الاعتلال العصبي. اختبار مناطق أخرى ، معصب من الأعصاب يمكن مقطوع ، والتحيز بشدة تقييم عتبة الميكانيكية تغييرها. التعديلات الممكنة أنواع أخرى من عملية ربط قد تكون تكميلية من حيث دراسة الظروف المرضية آلام التالية إصابة العصب المحيطي ، مثل الاصابة المزمنة انقباض [5] أو جزئية ربط العصب [6]. كل النتائج الإجراء التجريبي في التغيرات المظهرية المتميزة التي ينبغي النظر فيها قبل ما بعد الجراحة الاختبار. وعلاوة على ذلك ، قد يتم تطبيق الاختبارات الحسية الأخرى ، مثل فرط التألم الحراري [7] ، رغم أن هذا النمط الظاهري هو SNI التالية أقل قوة. التطبيقات المستقبلية ويمكن استخدام هذه التقنية لاختبار العقاقير تغيير وضع أو صيانة ميكانيكية allodynia [8]. تحليل العصب الوركي ، والعقد الجذرية الظهرية (DRG) و / أو النخاع الشوكي القطني يسمح للبحث عن الآليات الجزيئية المسؤولة عن النمط الظاهري المستحث. وقد أجريت التجارب على الحيوانات المختبرية وفقا للممارسة الجيدة في الامتثال الكامل لوائح الدانمركية والأوروبية. تمت الموافقة على جميع التجارب من قبل المفتشية التجارب الحيوانية الدنماركية تحت إشراف وزارة العدل (رقم إذن 2006/561-1206).

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> التخدير : الكيتامين وزيلازين </td><td> مشرط </td></tr><tr><td> المرهم العيني </td><td> زوج من ملاقط NR. 2 </td></tr><tr><td> الحلاقة الكهربائية </td><td> زوج من ملاقط NR. 5 </td></tr><tr><td> قفازات </td><td> مقص لتشريح كليل </td></tr><tr><td> 70 ٪ (V / V) الايثانول </td><td> المقص الصغير </td></tr><tr><td> براعم القطن أو الصوف / البصر </td><td> 6.0 Prolene غير قابل للامتصاص خياطة </td></tr><tr><td> ستيريو المجهر </td><td> 2 خ أصحاب الإبرة </td></tr><tr><td> شريط لاصق </td><td> الحرارة الوسادة </td></tr><tr><td colspan="2"> فون شعيرات فراي (،02-2،0 ز بالنسبة للفئران) (Stoelting) </td></tr></tbody></table>

the spared nerve injury (sni) model of induced mechanical allodynia in mice

آلام الأعصاب الطرفية وخيم حالة الألم المزمن الذي قد يؤدي إلى صدمة من الأعصاب الحسية في الجهاز العصبي المحيطي. اصابة العصب تنج (SNI) نموذج يدفع أعراض آلام الأعصاب مثل أي ألم الميكانيكية allodynia بسبب محفزات اللمس التي لا تثير عادة استجابة مؤلمة [1]. نموذج الفأر SNI ينطوي ربط اثنين من الفروع الثلاثة للعصب الوركي (العصب قصبي والعصب الشظوي المشترك) ، بينما يتم ترك العصب الربلي سليمة [2]. نتائج الآفة في فرط الملحوظ في مجال الجانبي للمخلب ، وهو معصب بواسطة عصب الربلي يدخر. ويمكن استخدام الجانب غير المشغلة للفأرة كمجموعة تحكم. مزايا طراز SNI هي قوة للاستجابة ، وأنها لا تتطلب مهارات المجهرية الخبراء. يتم تحديد الحد الأدنى للاستجابة الميكانيكية الألم عن طريق اختبار مع شعيرات فراي فون الانحناء للقوة المتزايدة ، التي ضغطت بشكل متكرر على منطقة الجانبي للمخلب [3] ، [4]. ويعرف الألم رد فعل إيجابي والانسحاب المفاجئ مخلب وكان يصرخ و / أو مخلب لعق الناجمة عن خيوط. يتم تعريف استجابة إيجابية في ثلاثة من أصل خمسة والمنبهات المتكررة عتبة الألم. كما هو موضح في بروتوكول الفيديو ، C57BL / 6 فئران التجارب allodynia عميق في وقت مبكر من اليوم التالي لعملية جراحية ، والحفاظ على هذا لعدة أسابيع.

Watch this Scientific Journal Video about The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice at JoVE.com

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

وصفت إصابة العصب يدخر نموذج حيواني هنا كنموذج الماوس من آلام الأعصاب الطرفية التالية إزالة التعصيب جزئي للعصب الوركي بواسطة lesioning للقصبي ومشتركة فروع العصب الشظوي ، وترك ما تبقى العصب الربلي سليمة. وكميا التعديل السلوكي الناتج عن allodynia الميكانيكية بواسطة خيوط فراي فون.

وإصابة العصب تنج (SNI) موديل Allodynia الميكانيكية المستحثة في الفئران

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

the-spared-nerve-injury-sni-model-induced-mechanical-allodynia

Research

JoVE Journal

Medicine

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

62.8K Views.  Aarhus University. وصفت إصابة العصب يدخر نموذج حيواني هنا كنموذج الماوس من آلام الأعصاب الطرفية التالية إزالة التعصيب جزئي للعصب الوركي بواسطة lesioning للقصبي ومشتركة فروع العصب الشظوي ، وترك ما تبقى العصب الربلي سليمة. وكميا التعديل السلوكي الناتج عن allodynia الميكانيكية بواسطة خيوط ?...

Video: The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery

Muscle strains are one of the most common complaints treated by physicians. A muscle injury is typically diagnosed from the patient history and physical exam alone, however the clinical presentation can vary greatly depending on the extent of injury, the patient's pain tolerance, etc. In patients with muscle injury or muscle disease, assessment of muscle damage is typically limited to clinical signs, such as tenderness, strength, range of motion, and more recently, imaging studies. Biological markers, such as serum creatine kinase levels, are typically elevated with muscle injury, but their levels do not always correlate with the loss of force production. This is even true of histological findings from animals, which provide a "direct measure" of damage, but do not account for all the loss of function. Some have argued that the most comprehensive measure of the overall health of the muscle in contractile force. Because muscle injury is a random event that occurs under a variety of biomechanical conditions, it is difficult to study. Here, we describe an in vivo animal model to measure torque and to produce a reliable muscle injury. We also describe our model for measurement of force from an isolated muscle in situ. Furthermore, we describe our small animal MRI procedure.

An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery

An in vivo animal model of injury is described. The method takes advantage of the subcutaneous position of the fibular nerve. Velocity, timing of muscle activation, and arc of motion are all pre-determined and synchronized using commercial software. Post injury changes are monitored in vivo using MR imaging/spectroscopy.

و في الجسم الحي النموذجي القوارض من الإصابات الناجمة عن انكماش ، وغير الغازية ورصد الانتعاش

Muscle strains are one of the most  common complaints treated by physicians. A muscle injury is typically diagnosed from the patient history and  physical ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

نقص التروية-ضخه نموذج من إصابة الكلى الحاد والتليف آخر الاصابات في الفئران

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Tibial Nerve Transection - A Standardized Model for Denervation-induced Skeletal Muscle Atrophy in Mice

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. Although originally developed and used extensively in the rat due to its larger size, the tibial nerve in mice is big enough that it can be easily manipulated with either crush or transection, leaving the peroneal and sural nerve branches of the sciatic nerve intact and thereby preserving their target muscles. Thus, this model offers the advantages of inducing less morbidity and impediment of ambulation than the sciatic nerve transection model and also allows investigators to study the physiologic, cellular and molecular biologic mechanisms regulating the process of muscle atrophy in genetically engineered mice. The tibial nerve supplies the gastrocnemius, soleus and plantaris muscles, so its transection permits the study of denervated skeletal muscle composed of fast twitch type II fibers and/or slow twitch type I fibers. Here we demonstrate the tibial nerve transection model in the C57Black6 mouse. We assess the atrophy of the gastrocnemius muscle, as a representative muscle, at 1, 2, and 4 weeks post-denervation by measuring muscle weights and fiber type specific cross-sectional area on paraffin-embedded histologic sections immunostained for fast twitch myosin.

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of skeletal muscle atrophy. The model surgical protocol is described and demonstrated in C57Black6 mice. &#160;

الظنبوب عانى من قطع العصب - نموذج موحد لإزالة التعصيب الناجم عن ضمور العضلات الهيكلية في الفئران

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

العصب الوركي استكفاف نموذج من ألم الأعصاب في الفئران

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and either cut or crush it to induce peripheral nerve injury. Advantages of this surgery are its simplicity, high reproducibility, and the lack of effect on vital functions or mobility from the subsequent facial paralysis, thus resulting in a relatively mild surgical outcome compared to other nerve injury models. A major advantage of using a cranial nerve injury model is that the motoneurons reside in a relatively homogenous population in the facial motor nucleus in the pons, simplifying the study of the motoneuron cell bodies. Because of the symmetrical nature of facial nerve innervation and the lack of crosstalk between the facial motor nuclei, the operation can be performed unilaterally with the unaxotomized side serving as a paired internal control. A variety of analyses can be performed postoperatively to assess the physiologic response, details of which are beyond the scope of this article. For example, recovery of muscle function can serve as a behavioral marker for reinnervation, or the motoneurons can be quantified to measure cell survival. Additionally, the motoneurons can be accurately captured using laser microdissection for molecular analysis. Because the facial nerve axotomy is minimally invasive and well tolerated, it can be utilized on a wide variety of genetically modified mice. Also, this surgery model can be used to analyze the effectiveness of peripheral nerve injury treatments. Facial nerve injury provides a means for investigating not only motoneurons, but also the responses of the central and peripheral glial microenvironment, immune system, and target musculature. The facial nerve injury model is a widely accepted peripheral nerve injury model that serves as a powerful tool for studying nerve injury and regeneration.

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

الوجه Axotomy العصب في الفئران: نموذج لدراسة الاستجابة العصبون الحركي للإصابة

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis الناجم عن نقص التروية التنسيق نموذجا من اصابات الحبل الشوكي في الفئران

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of knowledge on the injury and its effects. To develop a better understanding of concussions, animals are often used because they provide a controlled, rigorous, and efficient model. Studies have adapted traditional animal models to perform mTBI to stimulate mild injury severity by changing the injury parameters. These models have been used because they can produce morphologically similar brain injuries to the clinical condition and provide a spectrum of injury severities. However, they are limited in their ability to present the identical features of injuries in patients. Using a traditional impact system, a repetitive concussive injury (rCHI) model can induce mild to moderate human-like concussion. The injury degree can be determined by measuring the period of loss of consciousness (LOC) with a sign of a transient termination of breathing. The rCHI model is beneficial to use for its accuracy and simplicity in determining mTBI effects and potential treatments.

Concussion presents the most common type of traumatic brain injury. Therefore, a repetitive concussive animal model, which replicates the important features of an injury in patients, may provide a means to study concussion in a rigorous, controlled, and efficient manner.

والمتكرر الارتجاج إصابات الرأس النموذجي في الفئران

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The "Wire-Injury" Model

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. Moreover, by rupture of the defective vascular wall, atherosclerosis induces occlusive thrombus formation, which represents the main cause of myocardial infarction or stroke and the most frequent cause of death. Despite the advances in the cardiovascular field, many questions remain unanswered, and additional basic research is essential to improve our understanding of the molecular mechanisms during atherosclerosis and its effects. Due to limited clinical studies, there is a need for representative animal models recreating atherosclerotic conditions such as neointima formation after stent implantation, balloon angioplasty, or endarterectomy. Since the mouse presents many advantages and is the most frequently used model for studying molecular processes, the current study proposes an invasive procedure of endothelial denudation, also known as the wire-injury model, which is representative of the human condition of neointima formation in arteries after revascularization procedures.

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The &quot;Wire-Injury&quot; Model

This study describes an invasive procedure for the induction of accelerated atherosclerosis in mice. In comparison to other methods using electric- or cryo-induced injury, mechanical-induced injury mimics the human condition of restenosis after revascularization therapies and is ideal for the study of the molecular mechanisms involved.

تحريض تصلب الشرايين المتسارع في الفئران: نموذج "الأسلاك- إصابة"

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

A النزوح القائم على النزوح النخاع الشوكي نموذج إصابة في الفئران

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

متساوي القياس كونتراكتيليتي القياس الشريان المساريقي العلوي الماوس باستخدام أسلاك ميوجرافي

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...