نشكر بتبريد للتمويل. وكان P10 - Gal4 هدية عينية فنسنت ألان (جامعة بول ساباتتيه ، تولوز ، فرنسا).

1. إعداد الكواشف وتنفذ تشريح وتلطيخ المناعى في غرفة المغناطيسي ودبس اليرقة أسفل باستخدام دبابيس للحشرات على شكل خصيصا : ملاحظات قبل البداية. ويمكن الاطلاع على تعليمات مفصلة حول بناء غرفة المغناطيسي ، وإعداد هذه المسامير في المراجع ذات الصلة 14،15. باختصار ، هو قطع حفرة مربعة 1x1cm في ورقة المغناطيسي وساترة الملصقة على الجزء الخلفي من ورقة لجعل غرفة صغيرة. وختم جانبي الغرفة مع الغراء الايبوكسي ، وبعد هذا الغراء وضعت تغسل الغرفة عدة مرات مع الايثانول 70 ٪ قبل الاستخدام. مستعدون دبابيس تشريح الحشرات عن طريق الانحناء إلى الشكل المطلوب ثم لصقها على علامة تبويب المعدن 14،15. بدلا من ذلك إلى علامة تبويب المعدن ، وقد استخدمنا مقلوب الرسم الصلب المسطح رأس دبوس مع مقبض مصنوع من طرف قطع صفراء. استخدام هذا الترتيب يتيح التحكم المغناطيسي غرفة قريبة الامدص دبوس لتحديد المواقع والأنسجة التي تمتد خلال التشريح. ربما لدفع مراسل التعبير الجيني في مجموعات فرعية مختلفة من الخلايا العصبية DA المحققين استخدام عدة خطوط مختلفة Gal4 (تلخيصها شيمونو وزملاؤه 16). كثير من هذه الخطوط المتوفرة من مراكز مساهمة عامة. في هذا البروتوكول ممثل ، نقوم بتنفيذ خط immunostaining التي فئتين متباينة من الخلايا العصبية هي DA المشترك المسمى : أبسط من الطراز الأول والأكثر تعقيدا من الدرجة الرابعة (P10 - Gal4 17،18 ، UAS - mCD8 : : Kusabira - أورانج (KO)). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد الكالسيوم + + خالية HL3.1 المالحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في ملي : 70 كلوريد الصوديوم ، 5 بوكل ، 20 MgCl 2 ، 10 NaHCO 3 و 5 HEPES ، والسكروز 115 ، وطرهالوز 5 ؛ 7.2 درجة الحموضة 19. فلتر تعقيم وتخزين عند 4 درجات مئوية. ملاحظة : الكالسيوم + + خالية حل يمنع تقلص العضلات أثناء تشريح. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 2X PHEM العازلة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في ملي : 130 أنابيب (60 عاما) HEPES ، 20 EGTA ، 4 MgSO4 ؛ 7،0 درجة الحموضة. فلتر تعقيم وتخزين عند 4 درجات مئوية. ملاحظة : هذه المواد لن يحل حتى يقترب الأس الهيدروجيني 7.0. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد تثبيتي طازجة مباشرة قبل التثبيت. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من أجل إعداد حل 25ml ، أولا بارافورمالدهيد 2G المزيج ، 100μl هيدروكسيد الصوديوم 1M والماء في أنبوب 10ML فالكون 50ml. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هزة تثبيتي في درجة حرارة 55 مئوية مع حمام الماء شاكر حتى حل واضح. (سوف يكون الحجم الكلي حوالي 11.5 مل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بارد مثبت على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 12.5ml العازلة PHEM 2X. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط درجة الحموضة إلى 7.0 مع حمض الهيدروكلوريك 1M. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء حل مع الماء حتى وحدة التخزين 25ml. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصفية حل به Whatman الورق. </li></ol></li></ol> 2. اليرقات تشريح ملاحظة قبل البداية : شبكات أنيبيب ، وخصوصا تلك الموجودة في التشعبات الحسية ، وانهيار بسرعة بعد بدء تشريح. ميلانhieving تشريح سريع في أقل من خمس دقائق تليها تثبيت الفورية هي العوامل الرئيسية في نجاح هذا البروتوكول. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل يرقة في الماء وتتحرك بسرعة في هذا الانخفاض لهم باستخدام حلقة من الشعر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توجيه تصل اليرقة الجانب الظهري والجانب البطني على الزجاج. ملاحظة : هذا التوجه هو دراسة الخلايا العصبية الكتلة البطنية. لفحص الخلايا العصبية الكتلة الظهرية ، عكس الاتجاه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مركز الحشرات دبوس دبوس إلى نهاية الأمامي بالقرب من السنانير الفم. وضع دبوس على مقربة من نهاية للحصول على أفضل النتائج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع قطرة من HL3.1 المالحة في غرفة التشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع رأس الخلفي للغاية من الخروج مع microscissors اليرقة. ملاحظة : هذه الخطوة يفتح كوة في نهاية الخلفي لليرقة التي تتيح الوصول للmicroscissors (الخطوة 2.7). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتزاع مع ملقط منطقة القناة الهضمية التي بدس الآن للخروج من فتحة في نهاية الخلفي من اليرقة. برفق خارج القناة الهضمية ككل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضعغيض من شفرة واحدة من microscissors من خلال الفتحة وقطع على طول خط الوسط بطني نحو الأمامي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام دبابيس الزاوية ، دبوس الزوايا ، الخطوط الخلفية الآن أولا ، ثم الأمامية. في وقت واحد تمتد برفق فتح فيليه اليرقات. </li></ol> 3. التثبيت ، وعرقلة ، وتلطيخ ، وتركيب شرائح اليرقات وتتم جميع الخطوات تثبيت وتلوين في غرفة التشريح : ملاحظات قبل البداية. خلال هذه العملية ، يجب الحرص على عدم ضرب المسامير الحشرات عقد اليرقة لأن هذا قد يؤدي إلى تلف الأنسجة. لمنع التجربة من الجفاف ، نفذ جميع الخطوات تلطيخ في وعاء صغير محاط تثبرور الأنسجة مبلل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح في + + كا خالية HL3.1 العازلة باستخدام تلميح الصفراء. إضافة على الفور مثبت به آخر pipetteman. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة بلطف صعودا ونزولا لخلط تثبيتي ، مع ما تبقى من آثار الكالسيوم HL3.1 عازلة خالية + +في الغرفة. نضح على الفور ومن ثم إضافة مثبت جديدة في الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يحضن في درجة حرارة الغرفة لمدة 20 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يغسل 10mins 6X في PBST (0.1 ٪ تريتون X - 100 في برنامج تلفزيوني). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كتلة مع مصل الماعز 5 ٪ في PBST عن 20 دقيقة في RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حظر حل محل مع الأجسام المضادة في مصل الدم الأولية المخففة 5 ٪ في الماعز PBST. الأجسام المضادة الأولية المستخدمة الماوس المضادة للα - تويولين (DM1A) والفئران لمكافحة CD8 (5H10) على حد سواء المخفف 1 / 1000. ملاحظة : المحقق قد ترغب في استبدال الماوس المضادة للα - تويولين (DM1A) مع الماوس المضادة للFutsch (22C10) 20،21 المخفف 1 / 1000 في بعض الظروف (انظر المناقشة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان بين عشية وضحاها (على الأقل 16H) في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يغسل 10mins 6X في PBST. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة الثانوية حل الأجسام المضادة في مصل الماعز المخفف 5 ٪ في PBST. الأجسام المضادة الثانوية المستخدمة اليكسا فلور 488 الماعز المضادة IgG و الفأر Cy3 حمار مفتش مكافحة الفئران. الحفاظ على عينة مغطاة لمنع fluorophoreالصور تبيض 22. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إما في احتضان RT لمدة ساعتين ، أو بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية تليها ساعة واحدة في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يغسل 10mins 6X في PBST. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع فيليه اليرقات على الشريحة إهاب من جانب إلى أسفل ، في جبل الجلسرين 80 ٪ ، وختم على جانبي مع طلاء الأظافر ساترة لجبل &#39;سريع&#39;. ملاحظة : للحصول على إزالة الأنسجة المحسنة ، وعينة دائمة مستقرة ، في جبل DPX كما هو موضح سابقا 23. </li></ol> 4. ممثل النتائج : تم فحص الفلورسنت تلطيخ تحت المجهر متحد البؤر. في أرقام 1-2 ، والفروع المختلفة داخل جذع تغصن وتنظيم هيكل الخلية المختلفة. الشكل 1 يبين منطقة جذع الخلية العصبية فئة DA الرابع في المرحلة الحادية و1 اليرقات طور مرحلي. يتم وضع علامة على الشجرة كلها مع mCD8 : KO والكشف عن ان استخدام أجسام مضادة لمكافحة CD8 الفلورسنت والثانوية (Cy3). تم الكشف عن استخدام الألغام المضادة تويولين α - تويولين الأضداد وفلورescent الثانوية (اليكسا فلور 488). الفروع الرئيسية للتويولين إيجابية ، وبعض فروع هي رقيقة الجانب تويولين سلبية. 1 الفيلم عبارة عن مجموعة من مقاطع المسلسل من خلال تلطيخ مماثلة من الخلايا العصبيه فئة دا أنا. ويبين الشكل 2 منطقة من جذع الخلية العصبية DA الطبقة الرابعة ملطخة أجسام مضادة ضد Futsch وCD8 في المرحلة الحادية و1 اليرقات طور مرحلي. الفروع الرئيسية هي Futsch إيجابية ، وبعض فروع هي رقيقة الجانب Futsch سلبية. الشكل 3. الرغامى في جدار الجسم اليرقات تظهر منظمة أنيبيب المعقدة. 2 و 3 أفلام تظهر مقاطع من المسلسل من خلال تلوين الجسم وعضلات جدار القصبة الهوائية. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/3662/3662fig1.jpg" /> الشكل 1. التين. 1 يبين منطقة من جذع الخلية العصبية فئة DA الرابع في المرحلة الحادية و1 اليرقات طور مرحلي. يتم وضع علامة على الشجرة كلها مع mCD8 : KO والكشف عن استخدام الألغام المضادة للCD8 الأضداد والثانوية الفلورية (Cy3). تم الكشف عن استخدام الألغام المضادة للتويولين و- النبيبات<html> ن الأجسام المضادة والثانوية الفلورية (اليكسا 488). لوحات متتابعة AC مبائر ض المقاطع (0.5μm) ، C&#39; - C &quot;، واحدة من تلطيخ الأضداد مثال جيم مع فريق من فروع (رأس السهم الأصفر) أو بدون (رأس السهم الأرجواني) ويسلط الضوء على ميكروتثبول. تسليط الضوء على النصال الأحمر ميكروتثبول الكامنة في طلائي الخلايا. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/3662/3662fig2.jpg" /> الشكل 2. التين. 2 يبين منطقة مماثلة في جذع الخلية العصبية دا الطبقة الرابعة ملطخة أجسام مضادة ضد Futsch وCD8 في المرحلة الحادية و1 اليرقات طور مرحلي. يتم وضع علامة على الشجرة كلها مع mCD8 : KO والكشف عن استخدام الألغام المضادة للCD8 الأضداد والثانوية الفلورية (Cy3). تم الكشف عن استخدام الألغام المضادة للFutsch Futsch الأضداد والثانوية الفلورية (اليكسا 488). الفروع الرئيسية هي Futsch إيجابية ، وبعض فروع هي رقيقة الجانب Futsch سلبية. ويسلط الضوء على سبيل المثال من الفروع مع (رأس السهم الأصفر) أو بدون (رأس السهم الأرجواني) Futsch. = &quot;jove_content&quot;&gt; <img alt="الشكل 3" src="/files/ftp_upload/3662/3662fig3.jpg" /> الشكل 3. ملطخة القصبة الهوائية باستخدام بروتوكول مكافحة تويولين المذكورة أعلاه. هذا هو طور مرحلي اليرقة الثالثة وتشريح كما هو موضح سابقا 23،24. يظهر الفيلم 3 أجزاء المسلسل الموسع من حقل تميزت مربع. فيلم 1. أقسام المسلسل تتبع تلطيخ تويولين طوال جذع شجيري من الدرجة الأولى الخلايا العصبية. يتم وضع علامة على الشجرة كلها مع mCD8 : KO (أرجواني) ، والكشف عن استخدام الألغام المضادة للجسم وCD8 الفلورسنت الثانوية (Cy3). تويولين (الأخضر) تم الكشف عن ان استخدام أجسام مضادة لمكافحة α - تويولين الفلورسنت والثانوية (اليكسا فلور 488). الحجم : جانب واحد من صورة الفيديو يناظر 46.88μm في المقطع. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3662/YalginMooreMovie1.avi">انقر هنا لعرض الفيلم.</a> الفيلم 2. أقسام المسلسل تتبع في تلطيخ تويولين بودذ عضلات جدار اليرقة طور مرحلي الثالثة. تم الكشف عن استخدام الألغام المضادة للتويولين α - تويولين الضد الفلورسنت والثانوية (اليكسا فلور 488). الحجم : جانب واحد من صورة الفيديو يناظر 46.88μm في المقطع. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3662/YalginMooreMovie2.avi">انقر هنا لعرض الفيلم.</a> الفيلم 3. أقسام المسلسل تتبع تلطيخ تويولين في الجسم جدار القصبة الهوائية ليرقة طور مرحلي الثالث ، مع وضع علامة في مربع Figure.3. تم الكشف عن استخدام الألغام المضادة للتويولين α - تويولين الضد الفلورسنت والثانوية (اليكسا فلور 488). الحجم : جانب واحد من صورة الفيديو يناظر 46.88μm في المقطع. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3662/YalginMooreMovie3.avi">انقر هنا لعرض الفيلم.</a>

<ol>
	<li>Schottenfeld, J., Song, Y., Ghabrial, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tube+continued:+morphogenesis+of+the+Drosophila+tracheal+system.">Tube continued: morphogenesis of the Drosophila tracheal system.</a> Curr. Opin. Cell. Biol. 22, 633-639 (2010).</li><li>Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+regulating+dendritic+outgrowth,+branching,+and+routing+in+Drosophila.">Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila.</a> Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).</li><li>Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecules+and+mechanisms+of+dendrite+development+in+Drosophila.">Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila.</a> Development. 136, 1049-1061 (2009).</li><li>Moore, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+mechanisms+to+define+neuron+class-specific+dendrite+arbor+morphology.">Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology.</a> Cell. Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).</li><li>Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tiling+of+the+Drosophila+epidermis+by+multidendritic+sensory+neurons.">Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons.</a> Development. 129, 2867-2878 (2002).</li><li>Nishimura, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selection+of+Behaviors+and+Segmental+Coordination+During+Larval+Locomotion+Is+Disrupted+by+Nuclear+Polyglutamine+Inclusions+in+a+New+Drosophila+Huntington's+Disease-Like+Model.">Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington's Disease-Like Model.</a> J. Neurogenet. 24, 194-206 (2010).</li><li>Ramon y Cajal, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Histology of the nervous system of man and vertebrates, 1995 translation. , (1911).</li><li>London, M., Hausser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+computation.">Dendritic computation.</a> Annu. Rev. Neurosci. 28, 503-532 (2005).</li><li>Jinushi-Nakao, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Knot/Collier+and+cut+control+different+aspects+of+dendrite+cytoskeleton+and+synergize+to+define+final+arbor+shape.">Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape.</a> Neuron. 56, 963-978 (2007).</li><li>Li, W., Gao, F. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Actin+filament-stabilizing+protein+tropomyosin+regulates+the+size+of+dendritic+fields.">Actin filament-stabilizing protein tropomyosin regulates the size of dendritic fields.</a> J. Neurosci. 23, 6171-6175 (2003).</li><li>Ye, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+regulation+of+dendritic+and+axonal+development+by+the+novel+Kruppel-like+factor+Dar1.">Differential regulation of dendritic and axonal development by the novel Kruppel-like factor Dar1.</a> J. Neurosci. 31, 3309-3319 (2011).</li><li>Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microRNA+bantam+functions+in+epithelial+cells+to+regulate+scaling+growth+of+dendrite+arbors+in+drosophila+sensory+neurons.">The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in drosophila sensory neurons.</a> Neuron. 63, 788-802 (2009).</li><li>Sugimura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+developmental+modes+and+lesion-induced+reactions+of+dendrites+of+two+classes+of+Drosophila+sensory+neurons.">Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons.</a> J. Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).</li><li>Budnik, V., Gorczyca, M., Prokop, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selected+methods+for+the+anatomical+study+of+Drosophila+embryonic+and+larval+neuromuscular+junctions.">Selected methods for the anatomical study of Drosophila embryonic and larval neuromuscular junctions.</a> Int. Rev. Neurobiol. 75, 323-365 (2006).</li><li>Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila Protocols. , (2000).</li><li>Shimono, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multidendritic+sensory+neurons+in+the+adult+Drosophila+abdomen:+origins,+dendritic+morphology,+and+segment-+and+age-dependent+programmed+cell+death.">Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death.</a> Neural. Dev. 4, 37-37 (2009).</li><li>Colomb, S., Joly, W., Bonneaud, N., Maschat, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+concerted+action+of+Engrailed+and+Gooseberry-Neuro+in+neuroblast+6-4+is+triggering+the+formation+of+embryonic+posterior+commissure+bundles.">A concerted action of Engrailed and Gooseberry-Neuro in neuroblast 6-4 is triggering the formation of embryonic posterior commissure bundles.</a> PLoS One. 3, 2197-2197 (2008).</li><li>Dubois, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collier+transcription+in+a+single+Drosophila+muscle+lineage:+the+combinatorial+control+of+muscle+identity.">Collier transcription in a single Drosophila muscle lineage: the combinatorial control of muscle identity.</a> Development. 134, 4347-4355 (2007).</li><li>Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modified+minimal+hemolymph-like+solution,+HL3.1,+for+physiological+recordings+at+the+neuromuscular+junctions+of+normal+and+mutant+Drosophila+larvae.">A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae.</a> J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).</li><li>Hummel, T., Krukkert, K., Roos, J., Davis, G., Klambt, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Futsch/22C10+is+a+MAP1B-like+protein+required+for+dendritic+and+axonal+development.">Drosophila Futsch/22C10 is a MAP1B-like protein required for dendritic and axonal development.</a> Neuron. 26, 357-370 (2000).</li><li>Zipursky, S. L., Venkatesh, T. R., Teplow, D. B., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+development+in+the+Drosophila+retina:+monoclonal+antibodies+as+molecular+probes.">Neuronal development in the Drosophila retina: monoclonal antibodies as molecular probes.</a> Cell. 36, 15-26 (1984).</li><li>Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Larval+NMJ+Immunohistochemistry.">Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry.</a> J. Vis. Exp. (25), e1108-e1108 (2009).</li><li>Karim, M. R., Moore, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+Analysis+of+Drosophila+Larval+Peripheral+Sensory+Neuron+Dendrites+and+Axons+Using+Genetic+Mosaics.">Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics.</a> J. Vis. Exp. (57), e3111-e3111 (2011).</li><li>Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Larval+NMJ+Dissection.">Drosophila Larval NMJ Dissection.</a> J. Vis. Exp. (24), e1107-e1107 (2009).</li><li>Tao, J., Rolls, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendrites+have+a+rapid+program+of+injury-induced+degeneration+that+is+molecularly+distinct+from+developmental+pruning.">Dendrites have a rapid program of injury-induced degeneration that is molecularly distinct from developmental pruning.</a> J. Neurosci. 31, 5398-5405 (2011).</li><li>Yamamoto, M., Ueda, R., Takahashi, K., Saigo, K., Uemura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+axonal+sprouting+and+dendrite+branching+by+the+Nrg-Ank+complex+at+the+neuron-glia+interface.">Control of axonal sprouting and dendrite branching by the Nrg-Ank complex at the neuron-glia interface.</a> Curr. Biol. 16, 1678-1683 (2006).</li><li>Mattie, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directed+microtubule+growth,++TIPs,+and+kinesin-2+are+required+for+uniform+microtubule+polarity+in+dendrites.">Directed microtubule growth, +TIPs, and kinesin-2 are required for uniform microtubule polarity in dendrites.</a> Curr. Biol. 20, 2169-2177 (2010).</li><li>Pawson, C., Eaton, B. A., Davis, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formin-dependent+synaptic+growth:+evidence+that+Dlar+signals+via+Diaphanous+to+modulate+synaptic+actin+and+dynamic+pioneer+microtubules.">Formin-dependent synaptic growth: evidence that Dlar signals via Diaphanous to modulate synaptic actin and dynamic pioneer microtubules.</a> J. Neurosci. 28, 11111-11123 (2008).</li><li>Williams, D. W., Tyrer, M., Shepherd, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tau+and+tau+reporters+disrupt+central+projections+of+sensory+neurons+in+Drosophila.">Tau and tau reporters disrupt central projections of sensory neurons in Drosophila.</a> J. Comp. Neurol. 428, 630-640 (2000).</li></ol>

ليس لدينا شيء في الكشف عنها.

لفهم مدى تعقيد الأشكال الخلية تتحقق من المهم أن تكون قادرة على فحص دقيق أنيبيب المنظمة. نحن هنا وصف طريقة قوية لتنظيم وضع العلامات immunohistological أنيبيب مقايسة من التشعبات العصبية شجيري تشجر الحسية. بالاضافة الى الخلايا العصبية الحسية تلوين ، وهذه الطريقة تحقق تلطيخ immunoh...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th> اسم الكاشف </th><th> شركة </th><th> كتالوج عدد </th><th> تعليقات (اختياري) </th></tr><tr><td> ملقط </td><td> دومون </td><td> 11251-20 </td><td></td></tr><tr><td> Microscissors </td><td> FST </td><td> 15000-08 </td><td></td></tr><tr><td> الماوس المضادة للα - تويولين (استنساخ : DM1A) </td><td> سيغما </td><td> T9026 </td><td> التخفيف 1 / 1000 </td></tr><tr><td> الماوس المضادة للFutsch (استنساخ : 22C10) طاف </td><td> التنموية دراسات ورم هجين الضفة </td><td> 22C10 </td><td> التخفيف 1 / 1000 </td></tr><tr><td> مكافحة الفئران CD8 (استنساخ : 5H10) </td><td> Caltag </td><td> MCD0800 </td><td> التخفيف 1 / 1000 </td></tr><tr><td> الكسا فلور 488 المضادة للمفتش الماوس </td><td> Invitrogen </td><td> A - 11001 </td><td> التخفيف 1 / 500 </td></tr><tr><td> Cy3 مكافحة فأر مفتش </td><td> جاكسون Immunoresearch </td><td> 712-166-150 </td><td> التخفيف 1 / 200 </td></tr></tbody></table>

immunohistological labeling of microtubules in sensory neuron dendrites, tracheae, and muscles in the drosophila larva body wall

لفهم كيفية تحقيق اختلافات في أشكال معقدة الخلية ، فمن المهم أن تتبع بدقة أنيبيب المنظمة. يرقات ذبابة الفاكهة الجسم جدار الخلية يحتوي على أنواع عدة نماذج لدراسة الخلايا والأنسجة التشكل. على سبيل المثال تستخدم الرغامى لدراسة التشكل أنبوب 1 ، وتشجر شجيري (DA) الخلايا العصبية الحسية لليرقة ذبابة الفاكهة قد أصبح النظام الأساسي لاستجلاء هذه الخلايا العصبية عموما والطبقة آليات محددة من 2-5 تمايز الشجيرية وتنكس 6 . لا يمكن للشكل فروع تغصن تتفاوت تفاوتا كبيرا بين الطبقات الخلايا العصبية ، وحتى بين فروع مختلفة من الخلايا العصبية واحدة 7،8. الدراسات الوراثية في الخلايا العصبية DA تشير إلى أن تنظيم هيكل الخلية التفاضلية تكمن وراء الاختلافات المورفولوجية يمكن في شكل فرع شجيري 4،9-11. ونحن نقدم وضع العلامات المناعية قوية لأسلوبssay في المؤسسة أنيبيب المجراة في جذع تغصن DA الحسية العصبية (الشكلان 1 و 2 ، أفلام 1). هذا البروتوكول يوضح تشريح وimmunostaining يرقة من طور مرحلي الأولى ، مرحلة نشطة عندما الخلايا العصبية الحسية تغصن ثمرة وتنظيم المتفرعة يحدث 12،13. بالإضافة إلى تلوين الخلايا العصبية الحسية ، وهذه الطريقة تحقق العلامات قوية للتنظيم أنيبيب في العضلات (أفلام 2 ، 3) ، والقصبة الهوائية (الشكل 3 ، الفيلم 3) ، وغيرها من أنسجة الجسم الجدار. ومن المفيد بالنسبة للمحققين الذين يرغبون في تحليل منظمة أنيبيب في موقعها الأصلي في جدار الجسم عند التحقيق في الآليات التي تحكم النسيج وشكل الخلية.

Watch this Scientific Journal Video about Immunohistological Labeling of Microtubules in Sensory Neuron Dendrites, Tracheae, and Muscles in the Drosophila Larva Body Wall at JoVE.com

Immunohistological Labeling of Microtubules in Sensory Neuron Dendrites, Tracheae, and Muscles in the Drosophila Larva Body Wall

لفهم كيفية تحقيق الأشكال الخلية المعقدة ، مثل التشعبات العصبية ، خلال التنمية ، فمن المهم أن تكون قادرة على فحص دقيق أنيبيب المنظمة. نحن هنا وصف طريقة قوية لفحص العلامات immunohistological منظمة أنيبيب من التشعبات شجيري الخلايا العصبية الحسية تشجر والقصبة الهوائية ، والعضلات ، وغيرها<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; أنسجة الجسم الجدار اليرقة.

Immunohistological بطاقات المواد ميكروتثبول في الخلايا العصبية الحسية الانشعابيات ، القصبات الهوائية ، وعضلات في ذبابة الفاكهة الجدار اليرقة الهيئة

To understand how differences in complex cell shapes are achieved, it is important to accurately follow microtubule organization. The Drosophila larval ...

immunohistological-labeling-microtubules-sensory-neuron-dendrites

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Immunohistological Labeling of Microtubules in Sensory Neuron Dendrites, Tracheae, and Muscles in the Drosophila Larva Body Wall

12.3K Views.  RIKEN Brain Science Institute. لفهم كيفية تحقيق الأشكال الخلية المعقدة ، مثل التشعبات العصبية ، خلال التنمية ، فمن المهم أن تكون قادرة على فحص دقيق أنيبيب المنظمة. نحن هنا وصف طريقة قوية لفحص العلامات immunohistological منظمة أنيبيب من التشعبات شجيري الخلايا العصبية الحسية تشجر والقصبة الهوائية ، وا?...

Video: Immunohistological Labeling of Microtubules in Sensory Neuron Dendrites, Tracheae, and Muscles in the Drosophila Larva Body Wall

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

تعيش خلية التصوير الحسي للخلايا السليمة في الجهاز السلائف ذبابة الفاكهة شرانق

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

تحليل الصرفي ذبابة الفاكهة اليرقات المحيطية الانشعابيات عصبون حسي والمحاوير استخدام الفسيفساء الوراثية

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

تصور في Proprioceptors<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات وشرانق

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

وضع العلامات واحدة من الخلايا في الجهاز العصبي المركزي<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

كله من جبل Immunolabeling الشم مستقبلات الخلايا العصبية في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; الهوائي

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

السلوكيات حاسة الشم يعاير التي تتبع الكمبيوتر<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; في Olfactometer أربعة رباعي

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Ballistic Labeling of Pyramidal Neurons in Brain Slices and in Primary Cell Culture

It has been reported that the size and shape of dendritic spines is related to their structural plasticity. To identify the morphological structure of pyramidal neurons and dendritic spines, a ballistic labeling technique can be utilized. In the present protocol, pyramidal neurons are labeled with DilC18(3) dye and analyzed using neuronal reconstruction software to assess neuronal morphology and dendritic spines. To investigate neuronal structure, dendritic branching analysis and Sholl analysis are performed, allowing researchers to draw inferences about dendritic branching complexity and neuronal arbor complexity, respectively. The evaluation of dendritic spines is conducted using an automatic assisted classification algorithm integral to the reconstruction software, which classifies spines into four categories (i.e., thin, mushroom, stubby, filopodia). Furthermore, an additional three parameters (i.e., length, head diameter, and volume) are also chosen to assess alterations in dendritic spine morphology. To validate the potential of wide application of the ballistic labeling technique, pyramidal neurons from in vitro cell culture were successfully labeled. Overall, the ballistic labeling method is unique and useful for visualizing neurons in different brain regions in rats, which in combination with sophisticated reconstruction software, allows researchers to elucidate the possible mechanisms underlying neurocognitive dysfunction.

We present a protocol to label and analyze pyramidal neurons, which is critical for evaluating potential morphological alterations in neurons and dendritic spines that may underlie neurochemical and behavioral abnormalities.

وضع العلامات البالستية للخلايا العصبية الهرمية في شرائح الدماغ وفي ثقافة الخلايا الأولية

It has been reported that the size and shape of dendritic spines is related to their structural plasticity. To identify the morphological structure of ...

Semi-Quantitative Determination of Dopaminergic Neuron Density in the Substantia Nigra of Rodent Models using Automated Image Analysis

Estimation of the number of dopaminergic neurons in the substantia nigra is a key method in pre-clinical Parkinson's disease research. Currently, unbiased stereological counting is the standard for quantification of these cells, but it remains a laborious and time-consuming process, which may not be feasible for all projects. Here, we describe the use of an image analysis platform, which can accurately estimate the quantity of labeled cells in a pre-defined region of interest. We describe a step-by-step protocol for this method of analysis in rat brain and demonstrate it can identify a significant reduction in tyrosine hydroxylase positive neurons due to expression of mutant &#945;-synuclein in the substantia nigra. We validated this methodology by comparing with results obtained by unbiased stereology. Taken together, this method provides a time-efficient and accurate process for detecting changes in dopaminergic neuron number, and thus is suitable for efficient determination of the effect of interventions on cell survival.

Here we present an automated method for semi-quantitative determination of dopaminergic neuron number in the rat substantia nigra pars compacta.

تحديد شبه كمي لكثافة الخلايا العصبية الدوبامين في Substantia Nigra من نماذج القوارض باستخدام تحليل الصورة الآلي

Estimation of the number of dopaminergic neurons in the substantia nigra is a key method in pre-clinical Parkinson's disease research. Currently, unbiased ...

عرض شبكات الأنابيب الدقيقة في تقاطعات ذبابة الفاكهة العصبية العضلية وخلايا العضلات

Using Drosophila Larval Neuromuscular Junction and Muscle Cells to Visualize Microtubule Network

The microtubule network is an essential component of the nervous system. Mutations in many microtubules regulatory proteins are associated with neurodevelopmental disorders and neurological diseases, such as microtubule-associated protein Tau to neurodegenerative diseases, microtubule severing protein Spastin and Katanin 60 cause hereditary spastic paraplegia and neurodevelopmental abnormalities, respectively. Detection of microtubule networks in neurons is advantageous for elucidating the pathogenesis of neurological disorders. However, the small size of neurons and the dense arrangement of axonal microtubule bundles make visualizing the microtubule networks challenging. In this study, we describe a method for dissection of the larval neuromuscular junction and muscle cells, as well as immunostaining of &#945;-tubulin and microtubule-associated protein Futsch to visualize microtubule networks in Drosophila melanogaster. The neuromuscular junction permits us to observe both pre-and post-synaptic microtubules, and the large size of muscle cells in Drosophila larva allows for clear visualization of the microtubule network. Here, by mutating and overexpressing Katanin 60 in Drosophila melanogaster,&#160;and then examining the microtubule networks in the neuromuscular junction and muscle cells, we&#160;accurately reveal the regulatory role of Katanin 60 in neurodevelopment. Therefore, combined with the powerful genetic tools of Drosophila&#160;melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.

تسليط الضوء على المؤلف: فهم شبكة الأنابيب الدقيقة في تقاطعات ذبابة الفاكهة العصبية العضلية 

Here, we present a detailed protocol to visualize the microtubule networks in neuromuscular junctions and muscle cells. Combined with the powerful genetic tools of Drosophila melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule-dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.