وقد تم تمويل هذا العمل من قبل الموارد الأساسية للمركز NIH اوبراين P30 (DK 079337).

1. إعداد سابق للجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الإجراءات الجراحية، مهما فعلت بعناية، نتيجة الإجهاد في كبيرة. للحد من آثار الإجهاد مثل وتعظيم الاحتياطيات، ينبغي الحفاظ الحيوانات في الحظيرة للا يقل عن 72 ساعة قبل الاستخدام 10،11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب الأدوات الجراحية والشاش، ومسحات تكون معقمة. ليس من الضروري استخدام قفازات معقمة فقط توفير نصائح من خياطة أو أدوات اتصال مجال المنطوق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لالإرقاء، لا بد من أن الضغوط لقط هي الحد الأدنى الضروري. والأضرار التي لحقت السفينة بسبب الضغط المفرط أو المعاملة الخشنة يسبب تخثر الدم، مما أدى إلى شلل القائمة الخلفية، نقص تروية الأمعاء، والوفاة في غضون 24 ساعة. لقد وجدنا أن استخدام المشابك مع ضغط لا يزيد عن 2 سم / جم 2 يحل المشكلة. لاحظت هذه المشابك في الجدول 1. يشار إلى الضغوط المشبك في مواصفات المشابك التي قدمتها أجهزة قياس عالية الجودة الجراحيةالشركات المصنعة ر. لقد وجدنا أن المشابك غير مكلفة أو المشابك المتاح عالميا ممارسة الكثير من الضغط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> موقع الأوعية الجانبية فضلا عن المواقع النسبية للالشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف السفلي (IVC) هي سلالة التابعة. سوف تجد أيضا اختلافات صغيرة بين الفئران الفردية، وخاصة في الموقع للسفن ضمانات. </li></ol> 2. عملية المانحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يمكن أن تكون الفئران تخدير مع (1،5-2،5٪ الحث والصيانة 1.0٪ في الهواء) أو مع isoflurane بنتوباربيتال (55-65 مغ / كغ). بنتوباربيتال يفرض مهلة زمنية (تصل إلى 1.5 ساعة)، ولكنها توفر للجراح مع خيار تدوير لأفضل حيوان الوصول، إذا رغبت في ذلك. ويمكن تمديد الوقت إلى تخدير لتصل إلى 2 ساعة عن طريق وضع 2-3 قطرات من مخدر عند الحاجة إلى الأمعاء أو الكبد أثناء العملية الجراحية. ويمكن أيضا الكيتامين / زيلازين (100 وزن الجسم ملغ / كغ للالكيتامين و 7 مغ / كغ للزيلازين، IP) يتم استخدامها من قبل المدربين تدريبا جيدا الجراحين الذين كاليفورنيان إنهاء إجراءات في حدود 1 إلى 1.5 ساعة، لكنه لا يملك أضيق نطاق جرعة آمنة. في الولايات المتحدة، أصبح استخدام بنتوباربيتال أكثر تعقيدا في السنوات الأخيرة بسبب نقص الامدادات. لا بد من أن يتم رصد عمق التخدير لتكون على يقين أنه يكفي. منعكس إصبع القدم قرصة هو أفضل مؤشر على عمق كاف ولكن ينبغي للمرء أن يلاحظ أيضا معدل التنفس والحركات الأخرى أيضا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تحريض التخدير، واستخدام مزيل الشعر هلام أو ماكينة حلاقة لإزالة الشعر من على البطن البطني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل الحيوان على لوحة التشغيل باستخدام الشريط المختبر لأنه عقد في موقف الانتشار eagled. لوحة التشغيل لامع يسمح باستخدام وسادة التدفئة تحته لتقديم الدعم درجات الحرارة أثناء الجراحة. نحن التحكم يدويا في درجة حرارة سادة التدفئة، والتي هي وحدة الصف المستهلك للاستخدام في المنزل. يتم الحفاظ على درجة الحرارة بين 35-38 درجة. لوحة التشغيل لامع هو أيضا من السهل لتعقيم بين الإجراءات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl">تطهير المنطقة باستخدام مطهر مثل الكلورهيكسيدين، يعقبه غسل ​​الايثانول. كرر هذا الإجراء ثلاث مرات، لضمان التطهير كافية. وهذا أيضا إزالة أي قطع قطعة المتبقية من الشعر، إذا كان موجودا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقص باستخدام إجراء شق خلال جدار الجسم لفضح أحشاء البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مسحة القطن، دفع الأحشاء جانبية لفضح الأوعية الدموية الكبرى في البطن. يتم وضع الأحشاء على قطعة من الشاش المبللة التي يتم المالحة الدافئة مع أن يبقيه رطبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام تشريح حادة، بعناية فائقة تشريح الشريان الأورطي البطني بعيدا عن الأنسجة المحيطة بها. كن حذرا جدا في تشريح السفينة بعيدا عن الوريد الأجوف السفلي. وسوف يكون هناك واحد أو أكثر من فروع، مثل الشريان القطني، التي يجب أن ترفع بعناية وأكتوي. ينبغي لقسم من الشريان الأورطي تشريح يكون أقل من الأوعية الكلوية وفوق التشعب من الشريان الأورطي في الشرايين الفخذية. يمكن هذا القسم بمثابة المواد المانحة للما يصل إلىق اثنين من المستلمين، اعتمادا على كيفية العديد من السفن المتفرعة الوجود، وحجم الحيوان المانحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وربط الخيط أسفل الشرايين الكلوية وآخر فقط فوق التشعب. مقص باستخدام تقسيم الشريان الأورطي، وشطف تماما الكسب غير المشروع مع المالحة تحتوي على 200 U / مل الهيبارين. بعناية فائقة عقد واحدة من نهاية السفينة وبالتنقيط في محلول ملحي بحيث يتم تشغيله من خلال السفينة عن طريق الجاذبية. لا تدع فقاعات الهواء من خلال تشغيل السفينة. التعامل مع نهايات السفينة أقل قدر ممكن وإلا يمكن أن تتلف مما يؤدي إلى تخثر البطانية في وقت لاحق. إزالته من الميدان على الفور ووضع في وعاء من الثلج الباردة المالحة. السماح للحيوان المانحة ليستنزف. </li></ol> 3. المتلقي عملية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان على النحو الوارد أعلاه وتطبيق هلام مزيل الشعر أو استخدام ماكينة حلاقة لإزالة الشعر على البطن. قبيل شق نحن إدارة جرعة من البوبرينورفين تحت الجلد عند 0.1 ملغ / كغ لتأسيس وعي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Mount الحيوان في حقل التشغيل باستخدام الشريط المختبر. يجب أن يتم تنظيمها على خشبة المسرح الحيوان التشغيل الدافئة التي سوف تساعد على الحفاظ على درجة حرارة الجسم خلال العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق جنتاميسين مرهم العيون للعيون لمنعهم من الجفاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير البطن، يليها غسل الايثانول. كرر هذا الإجراء ثلاث مرات، لضمان التطهير كافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحقق من كفاية تخدير مرة أخرى قبل الانتقال إلى الخطوة التالية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق خط الوسط من خلال الجلد وجدار الجسم على مرحلتين، والحرص على عدم تؤثر على الأنسجة تحت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضافة الى وجود رش لعقد شق البطن المفتوحة. تشير الجمعية المسمار في نهاية هند للحفاظ على الجزء الأكبر من المشبك للخروج من الطريق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الرطب مربع من شاش معقم مع المالحة ووضعه على الأمعاء. بإصبعك بلطف على الشاش، اضافة الى وجود مسحة القطن تحت الأمعاء وتعكس بلطف الأمعاء لأكثر من لياليIDE لذلك هم يجلسون على قمة الشاش. تأخذ قطعة أخرى من الشاش، وضعه على الأمعاء والرطب مع المالحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة أي نوع من الأنسجة الدهنية التي تغطي الشريان الأورطي والوريد الأجوف السفلي (IVC). أن يكون لطيف. وIVC هش للغاية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط لتشريح بلطف الشريان الأورطي infrarenal من IVC. تطهير منطقة واسعة بما يكفي لتوفير غرفة لمدة المشابك مع السفينة كافية بينهما بحيث، عندما ينقسم، سيكون هناك ما يكفي لسفينة التي يمكن خياطة الكسب غير المشروع. عندما تشريح، والبحث عن فروع السفينة. إذا لزم الأمر كوى لهم cauterizer درجة حرارة منخفضة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج المشبك الأوعية الدموية أقل بقليل من الشريان الكلوي وبعضها البعض فقط فوق التشعب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الشريان الأورطي. سوف ينتهي من الشريان الأورطي تتراجع عادة، وترك مسافة حوالي 5 ملم. تحقق من وجود الإرقاء. إذا المشابك تعمل بشكل صحيح، يجب فقط كمية صغيرة من الدم الفرار بعد خفض الانتاج. إذا استمر النزيف، والتحقق من المشابك لتكون شيئا غير متأكد من التداخلجي معهم. لاحظ أن تتم إزالة أي من الشريان الأورطي. فمن مجرد تقسيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف نهايات قطع مع المالحة heparinized (200 U / مل) ثم قم بإزالة الحل مع مسحة اضافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تك الكسب غير المشروع في مكانه باستخدام ثلاثة خيوط متقطعة في كل نهاية. خياطة فقط جانب واحد من مفاغرة في كل نهاية، ومن ثم تملأ بقية مع خياطة الغرز المستمر تشغيل أو أكثر متقطع. سبعة إلى ثمانية خيوط متقطعة كافية. إذا كنت تستخدم خياطة تشغيل، تأكد أن تظل جدران الأوعية استرخاء والتي لا تسبب تضيق في مفاغرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة بعناية المشبك في نهاية الجمجمة والبحث عن التسريبات في خطوط الدرز. وهناك كمية صغيرة من التسرب وتوفير OK يتوقف داخل دقيقة تقريبا. إذا كان هناك أكثر من ذلك، فمن الممكن استخدام غرزة واحدة لوقف النزيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضغط بلطف على الشريان الأورطي فوق موقع مفاغرة مع قضيب من القطن المبللة، ثم قم بإزالة المشبك الثاني. اضغط بلطف والافراج عن بضع مرات وتأكد من أن الشريان الأبهر يظهر البراءة. سيتم perfused الكسب غير المشروع فورا ونبض يجب أن تكون مرئية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الشاش تغطي الأمعاء ونقلها إلى مكانها. تجنب التواء في الأمعاء والحفاظ على التوجه الطبيعي التشريحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق طبقة العضلات باستخدام Vicryl 5-0. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الجلد باستخدام 5-0 أو البرولين 6-0. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علاج الماوس تحت الجلد مع carprophen في 5 ملغ / كغ لزيادة وعي قبل إنهاء التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعطاء المالحة الماوس مل تحت الجلد 0،5-0،8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في قفص ساخنة لاسترداد. رصد بعناية أثناء الاسترداد للتأكد من أنه يتعافى بشكل طبيعي. 2-3 ساعة بعد الجراحة، وينبغي أن الماوس بشكل طبيعي نسبيا. في 12 ساعة بعد العملية، وعلاج الحيوان مع البوبرينورفين تحت الجلد عند مستوى 2 مغ / كغ للوعي. إذا، في أي وقت، ومنحنية الحيوان، مما يجعل الضوضاء أو العرض مجموعة محدودة من الحركة، والتحقيق في المشكلة. إذالا يمكن أن تنشأ قضية محددة وثابتة، يجب أن يتم التخلص من الحيوانات في البروتوكولات المؤسسية. في 24 ساعة يجب أن الحيوان تلقي جرعة أخرى من تحت الجلد في carprophen 5 ملغ / كغ. هند شلل ساقه يشير إلى فشل أو خثرة مفاغرة ل. في هذه الحالة، يجب أن يتم التخلص من الحيوانات. </li></ol>

<ol>
	<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice:+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J. Heart Lung Transpl. 18, 946-951 (1999).</li><li>Calise, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+rodents+by+the+sleeve+technique:+a+model+system+for+the+study+of+graft+vascular+disease.">Orthotopic aortic transplantation in rodents by the sleeve technique: a model system for the study of graft vascular disease.</a> Transpl. Proc. 33, 2369-2370 (2001).</li><li>Thomsen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orthotopic+aortic+graft+mouse+model+to+study+the+immunopathology+of+chronic+vascular+rejection.">An orthotopic aortic graft mouse model to study the immunopathology of chronic vascular rejection.</a> Transpl. Proc. 34, 2833-2835 (2002).</li><li>Benza, R. L., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aortic+graft+transplantation+in+mice.">Aortic graft transplantation in mice.</a> J. Heart Lung Transpl. 21, 1319-1321 (2002).</li><li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation.">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> The Journal of surgical research. 111, 171-176 (2003).</li><li>Cho, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+heterotopic+aortic+transplantation+in+mice.">Improved surgical technique for heterotopic aortic transplantation in mice.</a> J. Korean Med. Sci. 22, 12-15 (2007).</li><li>Zhong, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ+transplantation+in+mice:+current+status+and+future+prospects.">Organ transplantation in mice: current status and future prospects.</a> Microsurgery. 19, 52-55 (1999).</li><li>George, J. F., Pinderski, L. J., Litovsky, S., Kirklin, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+mice+and+men:+mouse+models+and+the+molecular+mechanisms+of+post-transplant+coronary+artery+disease.">Of mice and men: mouse models and the molecular mechanisms of post-transplant coronary artery disease.</a> J. Heart Lung Transpl. 24, 2003-2014 (2005).</li><li>Gorska, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+in+laboratory+animal+research+for+experimental+purposes.">Principles in laboratory animal research for experimental purposes.</a> Med Sci Monit. 6, 171-180 (2000).</li><li>Landi, M. S., Kreider, J. W., Lang, C. M., Bullock, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+shipping+on+the+immune+function+in+mice.">Effects of shipping on the immune function in mice.</a> Am. J. Vet. Res. 43, 1654-1657 (1982).</li><li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Chen, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbon+monoxide+rescues+heme+oxygenase-1-deficient+mice+from+arterial+thrombosis+in+allogeneic+aortic+transplantation.">Carbon monoxide rescues heme oxygenase-1-deficient mice from arterial thrombosis in allogeneic aortic transplantation.</a> Am. J. Pathol. 175, 422-429 (2009).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.+Transpl.">Heart transplantation in congenic strains of mice. Transpl.</a> Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chang, E. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+anastomosis+using+controlled+phase+transitions+in+poloxamer+gels.">Vascular anastomosis using controlled phase transitions in poloxamer gels.</a> Nature medicine. 17, 1147-1152 (2011).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

نماذج الماوس من زرع الأبهر توفير عدد من المزايا بشكل جيد للغاية لأن تعريف الفئران immunogenetically 9،12،13، ويمكن التلاعب بها بسهولة أنها لتغيير التعبير عنها من جينات معينة، إذا رغبت في ذلك. كما ذكر في المقدمة، جراحة الأوعية الدموية في الماوس هو أكثر صعوبة من معظم النما?...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> بند </td><td> شركة </td><td> كتالوج رقم </td></tr><tr><td> المشابك الأوعية الدموية </td><td> أدوات العلوم الجميلة </td><td> 00396-01 (الحجم B-1) </td></tr><tr><td> الملقط دومون </td><td> أدوات العلوم الجميلة </td><td> 11293-00 </td></tr><tr><td> وخز بإبرة 10-0 خيط مجهري </td><td> AROSurgical </td><td> TK-107038 </td></tr><tr><td> مقص مستقيم </td><td> Roboz الجراحية شركة الصك </td><td> RS-5620 </td></tr><tr><td> انخفاض درجة حرارة cauterizer </td><td> القندس-Visitec الدولية </td><td> 8441000 </td></tr><tr><td> مبعاد الذاتي الاحتفاظ </td><td> أدوات الدقة العالم </td><td> 14240 </td></tr></tbody></table>

orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease

ويعتقد عموما الإجراءات التي تنطوي على الأوعية الدموية في anastomoses الماوس لتكون صعبة وتعتمد إلى حد كبير على مهارة الجراح الفردية. هذا صحيح إلى حد كبير، ولكن هناك عددا من المبادئ الهامة التي يمكن أن تقلل من صعوبة هذه الإجراءات وتعزيز التكاثر. زرع مثلي الأبهر هو إجراء الممتازة التي لتعلم هذه المبادئ لأنها تنطوي على اثنين فقط من نهاية إلى نهاية anastomoses، ولكنها تتطلب تقنية جيدة خياطة والتعامل مع السفن لنجاح ثابت. يبدأ هذا الإجراء مع شراء بطول الشريان الأورطي البطني من حيوان المانحة، تليها شعبة من الشريان الأورطي الأصلي في المتلقي. ثم يتم وضع الشريان الأورطي شراؤها بين طرفي المقسمة الشريان الأورطي المستفيدة وخياطة في مكانها باستخدام نهاية إلى نهاية anastomoses. لتحقيق هذا الهدف يتطلب بنجاح على درجة عالية من التركيز، والأدوات الجيدة، مطرد من ناحية، وتقدير مدى سهولةيمكن أن تتلف الأوعية الدموية على فأرة الحاسوب، مما أدى إلى تجلط الدم. تعلم هذه المبادئ أهمية هو ما يشغل معظم وقته للمبتدئين عندما تعلم المجهرية في القوارض الصغيرة. طوال هذا البروتوكول، نشير إلى هذه النقاط المهمة. ويمكن استخدام هذا النموذج لدراسة أمراض الأوعية الدموية في مجموعة متنوعة من النظم التجريبية المختلفة 1-8. في سياق المعروضة هنا، وغالبا ما تستخدم لدراسة ما بعد زرع أمراض الأوعية الدموية، مشتركة على المدى الطويل مضاعفات زرع الأعضاء الصلبة التي تضخم باطنة يحدث داخل طعم خيفي. والميزة الرئيسية لهذا النموذج هو أنه يسهل التحليلات الكمية والمظهرية السفينة المزروعة تقع متجاورة إلى السفينة الذاتية، والتي يمكن أن تكون بمثابة عنصر تحكم إضافية 9. غالبا ما يتم استخدام هذه التقنية هو موضح هنا للالفئران وزنها 18-25 جرام. تراكمت لدينا خبرة أكثر من مستخدما في ذلك C57BL/6J، BALB / CJ، وسلالات C3H/HeJ.

الشكل 1 يبين الكسب غير المشروع الأبهر. الأسهم البيضاء دلالة على خطوط الدرز. وسوف تظهر براءة الكسب غير المشروع النبض مرئية. الشكل 2 يشير إلى التجربة النموذجية التي وأعقب بقاء المتلقي لمدة 56 يوما. تتألف مجموعة واحدة من الفئران المتلقية البرية من نوع (C57...

Watch this Scientific Journal Video about Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease at JoVE.com

Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

وصفنا تقنية التي زرعها قسم من الشريان الأورطي البطني من الماوس orthotopically إلى أسفل الشرايين الكلوية في مستلم خيفي أو مسانج. هذه التقنية يمكن أن تكون مفيدة في الدراسات التي يعتبر زرع الشرايين كبيرة من حجم موحد المفيد.

زرع مثلي الشريان الأورطي في الفئران لدراسة أمراض الأوعية الدموية

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

orthotopic-aortic-transplantation-mice-for-study-vascular

Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K Views.  The University of Alabama at Birmingham. وصفنا تقنية التي زرعها قسم من الشريان الأورطي البطني من الماوس orthotopically إلى أسفل الشرايين الكلوية في مستلم خيفي أو مسانج. هذه التقنية يمكن أن تكون مفيدة في الدراسات التي يعتبر زرع الشرايين كبيرة من حجم موحد المفيد.

Video: Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

زرع مثلي الأورطي : نموذج الفأر لدراسة تطوير المزمنة اعتلال وعائي

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

زرع مثلي الأمعاء الصغيرة في الفئران

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

زراعة كبد في الفئران

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

تصاعدي الأورطي انقباض في الفئران لخلق الضغط الزائد تضخم القلب النموذجي

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

مثلي هند الاطراف زرع في ماوس

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Calcification of Vascular Smooth Muscle Cells and Imaging of Aortic Calcification and Inflammation

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world. Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and calcification, develop in the coronary arteries, aortic valve, aorta, and peripheral conduit arteries and are the hallmark of cardiovascular disease. In humans, imaging with computed tomography allows for the quantification of vascular calcification; the presence of vascular calcification is a strong predictor of future cardiovascular events. Development of novel therapies in cardiovascular disease relies critically on improving our understanding of the underlying molecular mechanisms of atherosclerosis. Advancing our knowledge of atherosclerotic mechanisms relies on murine and cell-based models. Here, a method for imaging aortic calcification and macrophage infiltration using two spectrally distinct near-infrared fluorescent imaging probes is detailed. Near-infrared fluorescent imaging allows for the ex vivo quantification of calcification and macrophage accumulation in the entire aorta and can be used to further our understanding of the mechanistic relationship between inflammation and calcification in atherosclerosis. Additionally, a method for isolating and culturing animal aortic vascular smooth muscle cells and a protocol for inducing calcification in cultured smooth muscle cells from either murine aortas or from human coronary arteries is described. This in vitro method of modeling vascular calcification can be used to identify and characterize the signaling pathways likely important for the development of vascular disease, in the hopes of discovering novel targets for therapy.

Vascular calcification is an important predictor of and contributor to human cardiovascular disease. This protocol describes methods for inducing calcification of cultured primary vascular smooth muscle cells and for quantifying calcification and macrophage burden in animal aortas using near-infrared fluorescence imaging.

تكلس الأوعية الدموية خلايا العضلات الملساء والتصوير من الأورطي تكلس والتهاب

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world.  Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

باستخدام هذه التقنية الأكمام في نموذج ماوس لزرع الابهري-فيديو التعليمية

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

حيوي داخلي المجهري والجلطة التعريفي في شحمة الأذن ماوس بلا شعر

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

المناظير مستعرض الأورطي انقباض في الفئران

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Induction of Nephrotic Syndrome in Mice by Retrobulbar Injection of Doxorubicin and Prevention of Volume Retention by Sustained Release Aprotinin

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due to sodium retention and hyperlipidemia. To study the pathophysiology of this syndrome, rodent models have been developed based on the injection of toxic substances such as doxorubicin causing podocyte damage. In mice, only few strains are susceptible to this model. In wildtype 129S1/SvImJ mice, the administration of doxorubicin by rapid intravenous injection to the retrobulbar sinus induces experimental nephrotic syndrome that features all the symptoms of human disease including sodium retention and edema. After the onset of proteinuria, mice exhibit increased urinary serine protease activity that leads to the activation of the epithelial sodium channel (ENaC) and sodium retention. Pharmacological inhibition of urinary serine proteases by the treatment with sustained release aprotinin abrogates ENaC activation and prevents sodium retention. This model is ideal to study the pathophysiology of proteasuria, i.e., the excretion of active serine proteases that cause ENaC activation by the proteolysis of its &#947;-subunit. This can be regarded as the primary mechanism of ENaC activation and sodium retention in proteinuric kidney disease.

Here, we describe the induction of experimental nephrotic syndrome in 129S1/SvImJ mice by rapid retrobulbar injection of doxorubicin. We also treat nephrotic mice with sustained release pellets containing aprotinin to inhibit urinary serine protease activity and prevent sodium retention.

التعريفي للمتلازمة الكلوية في الفئران بحقن خلف المقلة من ميتوتريكسات ومنع الاحتفاظ وحدة التخزين قبل الإفراج المطرد أبروتينين

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due ...