Este trabajo fue financiado por los recursos básicos de los NIH P30 O&#39;Brien centro (DK 079337).

1. Preparación prequirúrgica <ol><li> Los procedimientos quirúrgicos, no importa cuán cuidadosamente hecho, dan lugar a un estrés significativo. Para minimizar los efectos del estrés tal y para maximizar las reservas, los animales deben ser mantenidos en el vivero durante al menos 72 horas antes de su uso 10,11. </li><li> Instrumentos quirúrgicos, gasas y torundas deben ser estériles. No es necesario el uso de guantes estériles proporcionan sólo las puntas de la sutura toque instrumentos o el campo operatorio. </li><li> Para la hemostasia, es imperativo que las presiones de sujeción son el mínimo necesario. Daños en el vaso debido a la presión excesiva o manipulación brusca se causar trombosis, lo que resulta en la parálisis pata trasera, isquemia intestinal, y la muerte en 24 horas. Hemos encontrado que el uso de abrazaderas con una presión de no más de 2 g / cm 2 elimina el problema. Estas abrazaderas se indica en la Tabla 1. Presiones Clamp se indican en las especificaciones de las abrazaderas hechas por instrumental quirúrgico de alta calidadt fabricantes. Se ha encontrado que las abrazaderas o grapas desechables baratos universalmente ejercer demasiada presión. </li><li> La ubicación de los vasos colaterales, así como las ubicaciones relativas de la aorta abdominal y la vena cava inferior (IVC) son dependiente de la cepa. También encontrará pequeñas variaciones entre los ratones individuales, especialmente en la ubicación de los vasos colaterales. </li></ol> 2. Donante de Operación <ol><li> Los ratones pueden ser anestesiados con isoflurano (inducción 1.5-2.5%, 1,0% de mantenimiento en el aire) o con pentobarbital (55-65 mg / kg). Pentobarbital impone un límite de tiempo (hasta 1,5 horas), pero proporciona al cirujano la opción de hacer girar el animal para un mejor acceso, si se desea. Tiempo de anestesia se puede extender a un máximo de 2 horas mediante la colocación de 2-3 gotas de la anestesia cuando sea necesario en el intestino o el hígado durante la cirugía. La ketamina / xilazina (100 mg / kg de peso corporal para la ketamina y 7 mg / kg de xilazina, ip) también puede ser utilizada por cirujanos bien entrenados que can terminar el procedimiento dentro de 1 a 1,5 horas, pero tiene un rango más estrecho dosis segura. En los EE.UU., el uso de pentobarbital se ha vuelto más problemática en años recientes debido a la escasez de suministros. Es imperativo que la profundidad de la anestesia ser controlados para estar seguro de que es suficiente. El reflejo del dedo del pie-pinch es el mejor indicador de la profundidad adecuada, pero también se debe tener en cuenta la tasa de respiración y otros movimientos también. </li><li> Después de la inducción de anestesia, use un gel depilatorio o una máquina de afeitar para eliminar el vello en el abdomen ventral. </li><li> Montar el animal en el tablero de operación con cinta laboratorio para mantenerlo en una posición con las piernas abiertas. Un tablero operativo metálico permite el uso de una almohadilla de calefacción por debajo de ella para proporcionar apoyo temperatura durante la cirugía. Nos controlar manualmente la temperatura de la almohadilla de calefacción, que es una unidad de consumo de grado para uso en el hogar. La temperatura se mantiene entre 35-38 °. La placa metálica de funcionamiento es también fácil de esterilizar entre procedimientos. </li><li>Desinfectar el área con un desinfectante como la clorhexidina, seguido de un lavado con etanol. Repita este procedimiento tres veces, para asegurar una desinfección adecuada. Esto también eliminará todos los trozos residuales de corte de pelo, si está presente. </li><li> Usando tijeras hacer una incisión a través de la pared del cuerpo para exponer las vísceras abdominales. </li><li> Use un hisopo de algodón, empuje las vísceras a un lado para dejar al descubierto los grandes vasos del abdomen. Las vísceras se colocan en un trozo de gasa que se humedece con solución salina caliente para mantenerlo húmedo. </li><li> Utilizando disección roma, con mucho cuidado diseccionar la aorta abdominal lejos del tejido circundante. Sea muy cuidadoso en la disección de la embarcación lejos de la vena cava inferior. Habrá una o más ramas, tales como la arteria lumbar, que debe ser extraído cuidadosamente y cauterizado. La sección de aorta disecada debe estar por debajo de los vasos renales y por encima de la bifurcación de la aorta a las arterias femorales. Esta sección puede servir como material donante para un mayor números de dos receptores, dependiendo de la cantidad de ramificación vasos existen y el tamaño del animal donante. </li><li> Atar una sutura debajo de las arterias renales y otra justo encima de la bifurcación. Usando tijeras dividir la aorta, enjuague completamente el injerto con solución salina que contenía 200 U / ml de heparina. Muy cuidadosamente mantener un extremo del recipiente y gotear la solución salina para que se ejecute a través del recipiente por gravedad. No deje que las burbujas de aire correr a través del vaso. Manejar los extremos del recipiente tan poco como sea posible de otro modo la íntima puede ser dañado resulta en trombosis después. Retírelo del campo e inmediatamente colóquelo en un recipiente con solución salina helada. Deje que el animal donante a exsanguinate. </li></ol> 3. Receptor Operación <ol><li> Se anestesia el animal como anteriormente y se aplica un gel depilatorio o utilizar una máquina de afeitar para eliminar el vello en el abdomen. Justo antes de la incisión que administrar una dosis de buprenorfina por vía subcutánea a 0,1 mg / kg para establecer analgesia. </li><li> Mim porte del animal en el campo operatorio con cinta laboratorio. El animal debe ser montado en una fase de funcionamiento caliente que ayudará a mantener la temperatura corporal durante la operación. </li><li> Aplicar ungüento oftálmico de gentamicina a los ojos para evitar que se seque. </li><li> Desinfectar el abdomen, seguido de un lavado con etanol. Repita este procedimiento tres veces, para asegurar una desinfección adecuada. </li><li> Comprobar la adecuación de la anestesia, una vez más antes de proceder al siguiente paso. </li><li> Hacer una incisión de línea media a través de la piel y la pared del cuerpo en dos etapas, teniendo cuidado de no afectar a los tejidos subyacentes. </li><li> Inserte un separador para mantener la incisión abdominal abierta. Punto el conjunto tornillo hacia el extremo trasero para mantener la mayor parte de la abrazadera fuera del camino. </li><li> Humedezca un trozo de gasa estéril con solución salina y colóquelo sobre los intestinos. Con el dedo suavemente sobre la gasa, inserte un palillo de algodón bajo los intestinos y suavemente reflejar los intestinos a la side para que se sienta encima de la gasa. Toma otro pedazo de gasa, colóquelo en el intestino y humedecerla con solución salina. </li><li> Retire cualquier tejido graso que cubre la aorta y la vena cava inferior (VCI). Sea amable. El IVC es muy frágil. </li><li> Suavemente utilizar pinzas de disecar la aorta infrarrenal de la vena cava inferior. Borrar un área suficientemente grande para proporcionar espacio para dos abrazaderas con recipiente de suficiente entre ellos de tal manera que, cuando se divide, habrá vaso lo suficiente como para que se puede suturar el injerto. Cuando disección, busque las ramas del recipiente. Si es necesario que cauterizar con un cauterizador baja temperatura. </li><li> Insertar una pinza vascular justo por debajo de la arteria renal y otra justo por encima de la bifurcación. </li><li> Cortar la aorta. Los extremos de la aorta por lo general se retrae, dejando un espacio de aproximadamente 5 mm. Compruebe la hemostasis. Si las pinzas están funcionando correctamente, sólo una pequeña cantidad de sangre debe escapar después del corte. Si el sangrado continúa, compruebe las abrazaderas que no haya nada interferenciasING con ellos. Nótese que ninguna de la aorta se retira. Es simplemente dividido. </li><li> Enjuague los extremos cortados con solución salina heparinizada (200 U / ml) y luego se retira la solución extra con un bastoncillo de algodón. </li><li> Tack el injerto en su lugar con tres suturas discontinuas en cada extremo. Sólo suturar un lado de la anastomosis en cada extremo, y luego rellene el resto con una sutura continua o más suturas discontinuas. De siete a ocho suturas discontinuas es suficiente. Si utiliza una sutura continua, asegúrese de que las paredes de los vasos permanecer relajado y que no causan estenosis en la anastomosis. </li><li> Retire con cuidado la pinza en el extremo craneal y ver si hay fugas en las líneas de sutura. Una pequeña cantidad de filtración está bien proporcionando que se detenga dentro de aproximadamente un minuto. Si no es más que eso, es posible utilizar una sola puntada para detener el sangrado. </li><li> Presione suavemente la aorta por encima del sitio de la anastomosis con un aplicador de algodón humedecido, y luego retire la segunda abrazadera. Presione suavemente yliberar un par de veces y comprobar que la aorta aparece patente. El injerto se perfundieron inmediatamente y un pulso debe ser visible. </li><li> Retire la gasa que cubre los intestinos y mover de nuevo en su lugar. Evitar la torsión del intestino y mantener la orientación anatómica normal. </li><li> Cierre la capa de músculo con Vicryl 5-0. </li><li> Cierre la piel con prolene 5-0 o 6-0. </li><li> Tratar el ratón por vía subcutánea con carprophen a 5 mg / kg para aumentar la analgesia antes de terminar la anestesia. </li><li> Dar el ratón 0,5-0,8 ml de solución salina por vía subcutánea. </li><li> Coloque el ratón en una jaula caliente para recuperarse. Monitorear cuidadosamente durante la recuperación para estar seguro de que se está recuperando con normalidad. 2-3 horas después de la cirugía, el ratón debe comportarse con relativa normalidad. A las 12 horas post-op, tratar al animal con buprenorfina por vía subcutánea de 2 mg / kg para la analgesia. Si, en cualquier momento, el animal se encogió, haciendo ruido o exhibir un rango limitado de movimiento, investigar el problema. Siuna causa definitiva no puede ser establecida y fijada, el animal debe ser sacrificado por los protocolos institucionales. A las 24 h el animal debe recibir otra dosis de carprophen por vía subcutánea a 5 mg / kg. Patas parálisis indica una anastomosis fallado o un trombo. En esta situación, el animal debe ser sacrificado. </li></ol>

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	<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice:+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J. Heart Lung Transpl. 18, 946-951 (1999).</li><li>Calise, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+rodents+by+the+sleeve+technique:+a+model+system+for+the+study+of+graft+vascular+disease.">Orthotopic aortic transplantation in rodents by the sleeve technique: a model system for the study of graft vascular disease.</a> Transpl. Proc. 33, 2369-2370 (2001).</li><li>Thomsen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orthotopic+aortic+graft+mouse+model+to+study+the+immunopathology+of+chronic+vascular+rejection.">An orthotopic aortic graft mouse model to study the immunopathology of chronic vascular rejection.</a> Transpl. Proc. 34, 2833-2835 (2002).</li><li>Benza, R. L., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aortic+graft+transplantation+in+mice.">Aortic graft transplantation in mice.</a> J. Heart Lung Transpl. 21, 1319-1321 (2002).</li><li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation.">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> The Journal of surgical research. 111, 171-176 (2003).</li><li>Cho, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+heterotopic+aortic+transplantation+in+mice.">Improved surgical technique for heterotopic aortic transplantation in mice.</a> J. Korean Med. 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S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.+Transpl.">Heart transplantation in congenic strains of mice. Transpl.</a> Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chang, E. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+anastomosis+using+controlled+phase+transitions+in+poloxamer+gels.">Vascular anastomosis using controlled phase transitions in poloxamer gels.</a> Nature medicine. 17, 1147-1152 (2011).</li></ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Los modelos de ratón de trasplante aórtico proporcionar una serie de ventajas porque los ratones son muy definidas inmunogenéticamente 9,12,13, y que puedan ser fácilmente manipulados para alterar la expresión de genes específicos, si se desea. Como se ha señalado en la introducción, la cirugía vascular en el ratón es más difícil que la mayoría de los modelos, debido al tamaño de los vasos. Incluso las grandes arterias, tales como la aorta son por lo general no más de 100-200 m de diámetro int...

<table border="1"><tbody><tr><td> Artículo </td><td> Empresa </td><td> N º de catálogo </td></tr><tr><td> Abrazaderas vasculares </td><td> Herramientas Artes Ciencias </td><td> 00396-01 (Tamaño B-1) </td></tr><tr><td> Dumont Pinzas </td><td> Herramientas Artes Ciencias </td><td> 11293-00 </td></tr><tr><td> 10-0 Needled microsutura </td><td> AROSurgical </td><td> TK-107038 </td></tr><tr><td> Tijera recta </td><td> Roboz Surgical Instrument Co. </td><td> RS-5620 </td></tr><tr><td> Cauterizador de baja temperatura </td><td> Beaver-Visitec Internacional </td><td> 8441000 </td></tr><tr><td> Auto retractor </td><td> World Precision Instruments </td><td> 14240 </td></tr></tbody></table>

orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease

Procedimientos vasculares que implican anastomosis en el ratón se cree generalmente que ser difícil y depende en gran medida de la habilidad del cirujano individual. Esto es cierto en gran medida, pero hay una serie de principios importantes que puede reducir la dificultad de estos procedimientos y aumentar la reproducibilidad. Trasplante aórtico ortotópico es un excelente procedimiento en el que aprender estos principios, ya que implica sólo dos de extremo a extremo anastomosis, pero requiere una buena técnica de sutura y la manipulación de los vasos para el éxito consistente. Este procedimiento comienza con la adquisición de una longitud de aorta abdominal de un animal donante, seguido por la división de la aorta nativa en el receptor. La aorta adquiridos se coloca entonces entre los extremos divididos de la aorta receptor y se sutura en su lugar con extremo a extremo anastomosis. Para lograr este objetivo con éxito requiere un alto grado de concentración, buenas herramientas, una mano firme y una apreciación de la facilidad con lavasculatura de un ratón puede ser dañada, resultando en trombosis. El aprendizaje de estos importantes principios es lo que ocupa la mayor parte del tiempo el principiante al aprender microcirugía en los roedores pequeños. A lo largo de este protocolo, nos referimos a estos puntos importantes. Este modelo puede ser utilizado para estudiar la enfermedad vascular en una variedad de diferentes sistemas experimentales 1-8. En el contexto que se muestra aquí, que es la más utilizada para el estudio de la enfermedad después del trasplante vascular, una común complicación a largo plazo del trasplante de órgano sólido en el que la hiperplasia intimal se produce dentro del aloinjerto. La ventaja principal del modelo es que facilita análisis morfométricos cuantitativos y el vaso trasplantado se encuentra contiguo al recipiente endógeno, que puede servir como un control adicional 9. La técnica mostrada aquí es la más utilizada para los ratones de peso 18-25 gramos. Hemos acumulado la mayor parte de nuestra experiencia en el uso de la C57BL/6J, BALB / cJ, y las cepas C3H/HeJ.

La figura 1 muestra un injerto aórtico. Las flechas blancas indican las líneas de sutura. Un injerto de patente mostrará un pulso visible. Figura 2 indica un experimento típico en el que se siguió la supervivencia receptor durante un periodo de 56 días. Un grupo consistía en ratones receptores de tipo salvaje (C57BL / 6 x FVB) transplantados con ratones BALB / c aorta. El otro grupo, designado &quot;KO&quot; se compone de los destinatarios (C57BL / 6 x FVB) deficientes en la expr...

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Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Se describe una técnica en la que se trasplanta una sección de la aorta abdominal de un ratón ortotópicamente a justo por debajo de las arterias renales en un receptor alogénico o singénico. Esta técnica puede ser útil en estudios en que se considera el trasplante de las grandes arterias de tamaño uniforme ventajosa.

El trasplante ortotópico aórtica en los ratones para el Estudio de la Enfermedad Vascular

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K vistas.  The University of Alabama at Birmingham. Se describe una técnica en la que se trasplanta una sección de la aorta abdominal de un ratón ortotópicamente a justo por debajo de las arterias renales en un receptor alogénico o singénico. Esta técnica puede ser útil en estudios en que se considera el trasplante de las grandes arterias de tamaño uniforme ventajosa.

Video: Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Trasplante ortotópico aórtica: un modelo de rata para estudiar el desarrollo de la enfermedad vascular crónica

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Investigación

Medicina

Mouse Models for Graft Arteriosclerosis

Graft arteriosclerois (GA), also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over months to years in transplanted organs characterized by diffuse, circumferential stenosis of the entire graft vascular tree. The most critical component of GA pathogenesis is the proliferation of smooth muscle-like cells within the intima. When a human coronary artery segment is interposed into the infra-renal aortae of immunodeficient mice, the intimas could be expand in response to adoptively transferred human T cells allogeneic to the artery donor or exogenous human IFN-&gamma; in the absence of human T cells. Interposition of a mouse aorta from one strain into another mouse strain recipient is limited as a model for chronic rejection in humans because the acute cell-mediated rejection response in this mouse model completely eliminates all donor-derived vascular cells from the graft within two-three weeks. We have recently developed two new mouse models to circumvent these problems. The first model involves interposition of a vessel segment from a male mouse into a female recipient of the same inbred strain (C57BL/6J). Graft rejection in this case is directed only against minor histocompatibility antigens encoded by the Y chromosome (present in the male but not the female) and the rejection response that ensues is sufficiently indolent to preserve donor-derived smooth muscle cells for several weeks. The second model involves interposing an artery segment from a wild type C57BL/6J mouse donor into a host mouse of the same strain and gender that lacks the receptor for IFN-&gamma; followed by administration of mouse IFN-&gamma; (delivered via infection of the mouse liver with an adenoviral vector. There is no rejection in this case as both donor and recipient mice are of the same strain and gender but donor smooth muscle cells proliferate in response to the cytokine while host-derived cells, lacking receptor for this cytokine, are unresponsive. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, both models can be used to assess the effect of specific genes on GA progression. Here, we describe detailed protocols for our mouse GA models.

We describe protocols for our mouse graft arteriosclerois (GA) models which involve interposition of a mouse vessel segment into a recipient of the same inbred strain. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, the model can assess the effect of specific genes on GA.

Modelos de ratón para Arteriosclerosis Graft

Graft arteriosclerois (GA),  also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over  months to years in transplanted organs ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

Modelo de ratón de rechazo vascular inducida por aloinmune y Arteriosclerosis Trasplante

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Ortotópico de la extremidad posterior de trasplante en el ratón

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un Video instructivo

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón utilizando manguitos vasculares

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Inmunología e Infección

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

Modelo de trasplante de aórtica cervical murino utilizando una técnica de manguito no sutura modificada

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...