Ce travail a été financé par la ressource de base du centre NIH P30 O&#39;Brien (DK 079337).

1. Préparation préopératoire <ol><li> Les interventions chirurgicales, peu importe avec quel soin fait, entraînent un stress important. Pour minimiser les effets de ce stress et de maximiser les réserves, les animaux doivent être maintenus dans le vivarium pendant au moins 72 heures avant de l&#39;utiliser 10,11. </li><li> Instruments chirurgicaux, compresses et tampons doivent être stériles. Il n&#39;est pas nécessaire d&#39;utiliser des gants stériles ne fournissant que les extrémités de la suture tactile ou instruments du champ opératoire. </li><li> Pour l&#39;hémostase, il est impératif que les pressions de serrage sont le minimum nécessaire. Dommages au navire en raison d&#39;une pression excessive ou une manipulation brutale provoque une thrombose, ce qui entraîne une paralysie patte postérieure, ischémie intestinale, et la mort dans les 24 heures. Nous avons trouvé que l&#39;utilisation de pinces avec une pression de pas plus de 2 g / cm 2 élimine le problème. Ces pinces sont indiquées dans le tableau 1. Pressions de serrage sont indiqués dans le cahier des charges pour les pinces faites par l&#39;instrumentation de haute qualité chirurgicauxfabricants de t. Nous avons constaté que bon marché pinces ou des pinces jetables universellement exercer trop de pression. </li><li> L&#39;emplacement des vaisseaux collatéraux ainsi que les positions relatives de l&#39;aorte abdominale et la veine cave inférieure (VCI) sont la souche dépendante. Vous y trouverez également des petites variations entre les souris individuelles, en particulier dans la localisation des vaisseaux collatéraux. </li></ol> 2. Fonctionnement des bailleurs de fonds <ol><li> Les souris peuvent être anesthésiés à l&#39;isoflurane (1,5-2,5% par induction, le maintien 1,0% dans l&#39;air) ou avec du pentobarbital (55-65 mg / kg). Pentobarbital impose une limite de temps (jusqu&#39;à 1,5 heures), mais permet au chirurgien la possibilité de rotation de l&#39;animal pour un meilleur accès, si désiré. Durée de l&#39;anesthésie peut être étendue jusqu&#39;à 2 h en plaçant 2-3 gouttes d&#39;anesthésique en cas de besoin sur l&#39;intestin ou le foie pendant la chirurgie. La kétamine / xylazine (100 poids corporel mg / kg pour la kétamine et 7 mg / kg pour xylazine, ip) peut également être utilisé par les chirurgiens bien formés qui can terminer la procédure délai de 1 à 1,5 heures, mais il a une portée plus étroite dose sûre. Aux États-Unis, l&#39;utilisation du pentobarbital est devenue plus problématique ces dernières années en raison de fournitures de courte durée. Il est impératif que la profondeur de l&#39;anesthésie être surveillés pour être certain que c&#39;est suffisant. Le réflexe de pied-pincement est le meilleur indicateur de la profondeur adéquate, mais il faut aussi noter le taux de respiration et des mouvements d&#39;autres aussi. </li><li> Après l&#39;induction de l&#39;anesthésie, utilisez un gel dépilatoire ou un rasoir pour enlever les poils sur l&#39;abdomen ventral. </li><li> Montez l&#39;animal sur le plateau d&#39;exploitation en utilisant du ruban de laboratoire pour le maintenir dans une position bras et jambes écartés. Plaque métallique de fonctionnement permet d&#39;utiliser un coussin chauffant en dessous pour fournir un appui température pendant la chirurgie. On contrôler manuellement la température du coussin chauffant, qui est une unité de consommation de qualité pour l&#39;utilisation à domicile. La température est maintenue entre 35-38 °. Le conseil d&#39;exploitation métallique est aussi facile à stériliser entre les procédures. </li><li>Désinfecter la zone en utilisant un désinfectant comme la chlorhexidine, suivie d&#39;un lavage à l&#39;éthanol. Répétez cette procédure trois fois, pour assurer une désinfection adéquate. Cela va également supprimer tous les morceaux coupés résiduelles de cheveux, si elle est présente. </li><li> L&#39;aide de ciseaux faire une incision à travers la paroi du corps d&#39;exposer les viscères abdominaux. </li><li> Utilisez un coton-tige, pousser les viscères sur le côté pour exposer les gros vaisseaux de l&#39;abdomen. Les viscères sont placés sur un morceau de gaze qui est humidifié avec une solution saline chaude pour le garder humide. </li><li> Utilisation dissection, très soigneusement disséquer l&#39;aorte abdominale loin du tissu environnant. Soyez très prudent dans la dissection du navire à partir de la veine cave inférieure. Il y aura une ou plusieurs branches, telles que l&#39;artère lombaire, qui doit être soigneusement levées et cautérisée. La section de l&#39;aorte disséquée devraient être inférieurs aux vaisseaux rénaux et au-dessus de la bifurcation de l&#39;aorte dans les artères fémorales. Cette section peut servir de matériel de donneur pour autant unes deux bénéficiaires, selon le nombre de vaisseaux arborescents existent et la taille de l&#39;animal donneur. </li><li> Attachez un fil de suture juste au-dessous des artères rénales et l&#39;autre juste au-dessus de la bifurcation. L&#39;aide de ciseaux diviser l&#39;aorte, entièrement rincer la greffe avec une solution saline contenant 200 U / ml d&#39;héparine. Très soigneusement tenir une extrémité de la cuve et goutte à goutte la solution saline de sorte qu&#39;il passe à travers le récipient par gravité. Ne laissez pas les bulles d&#39;air de fonctionner à travers le vaisseau. Manipuler les extrémités de l&#39;enceinte aussi peu que possible par ailleurs de l&#39;intima peuvent être endommagés entraînant une thrombose ultérieure. Retirez-la du terrain et placez-la immédiatement dans un récipient de solution saline glacée. Permettre à l&#39;animal donneur à être exsangue. </li></ol> 3. Fonctionnement du destinataire <ol><li> Anesthésier l&#39;animal comme ci-dessus et appliquer un gel dépilatoire ou utiliser un rasoir pour enlever les poils sur le ventre. Juste avant l&#39;incision nous administrer une dose de buprénorphine sous-cutanée à raison de 0,1 mg / kg de mettre en place une analgésie. </li><li> Montant de l&#39;animal sur le champ opératoire avec du ruban laboratoire. L&#39;animal doit être monté sur une platine de fonctionnement chaud qui permettra de maintenir la température du corps pendant l&#39;opération. </li><li> Appliquer une pommade ophtalmique gentamycine pour les yeux pour les empêcher de se dessécher. </li><li> Désinfecter l&#39;abdomen, suivie d&#39;un lavage à l&#39;éthanol. Répétez cette procédure trois fois, pour assurer une désinfection adéquate. </li><li> Vérifier l&#39;adéquation de l&#39;anesthésie une fois de plus avant de passer à l&#39;étape suivante. </li><li> Faire une incision médiane à travers la peau et la paroi du corps en deux étapes, en prenant soin de ne pas empiéter sur les tissus en dessous. </li><li> Insérez un épandeur de tenir l&#39;incision abdominale ouverte. Pointer l&#39;ensemble de vis vers l&#39;extrémité arrière afin de maintenir l&#39;essentiel de la pince hors de la voie. </li><li> Mouillez un carré de gaze stérile de sérum physiologique et le placer sur les intestins. Avec votre doigt doucement sur la toile, insérer un coton-tige dans les intestins et doucement reflètent les intestins au cours de la side ils sont assis sur le dessus de la gaze. Prenez un autre morceau de gaze, placez-le sur les intestins et le mouiller avec du sérum physiologique. </li><li> Retirez tout le tissu adipeux couvrant l&#39;aorte et la veine cave inférieure (VCI). Soyez doux. L&#39;IVC est très fragile. </li><li> Doucement utiliser une pince à disséquer l&#39;aorte sous-rénale de la VCI. Effacer une zone assez grande pour faire place à deux pinces avec réservoir suffisamment entre eux de telle sorte que, lorsqu&#39;elle est divisée, il y aura assez de navires pour lesquels la greffe peut être suturée. Lorsque la dissection, chercher des branches vasculaires. Si nécessaire, les cautériser avec un cauterizer basse température. </li><li> Insérez un clamp vasculaire juste en dessous de l&#39;artère rénale et une autre juste au-dessus de la bifurcation. </li><li> Coupez l&#39;aorte. Les extrémités de l&#39;aorte se rétracter habituellement, en laissant un espace d&#39;environ 5 mm. Vérifier l&#39;hémostase. Si les pinces fonctionnent correctement, seule une petite quantité de sang doit s&#39;échapper après la coupe. Si le saignement persiste, vérifiez les pinces être que rien n&#39;est interférencestion avec eux. Notez qu&#39;aucun de l&#39;aorte est retiré. Il est simplement divisé. </li><li> Rincer les extrémités coupées avec du sérum physiologique hépariné (200 UI / ml), puis retirez la solution supplémentaire avec un coton-tige. </li><li> Tack le greffon en place en utilisant trois sutures discontinues à chaque extrémité. Juste suturer un côté de l&#39;anastomose à chaque extrémité, puis remplissez le reste avec une suture continue en cours d&#39;exécution ou plusieurs sutures discontinues. Sept à huit points de suture discontinues est suffisante. Si vous utilisez un surjet, assurez-vous que les parois des vaisseaux rester détendu et que vous n&#39;avez pas provoquer une sténose de l&#39;anastomose. </li><li> Retirez délicatement la pince à l&#39;extrémité crânienne et rechercher les fuites sur les lignes de suture. Une petite quantité d&#39;infiltration est OK à condition qu&#39;elle s&#39;arrête à environ une minute. S&#39;il ya plus que cela, il est possible d&#39;utiliser un seul point d&#39;arrêter le saignement. </li><li> Appuyez doucement sur l&#39;aorte au-dessus du site d&#39;anastomose avec un coton humidifié, puis retirez la pince seconde. Appuyez doucement etlibérer un couple de fois et vérifier que l&#39;aorte apparaît brevet. Le greffon sera perfusé immédiatement et une impulsion doit être visible. </li><li> Retirez la gaze couvrant les intestins et les ramener en place. Eviter la torsion de l&#39;intestin et de maintenir une orientation anatomique normale. </li><li> Fermez la couche musculaire en utilisant 5-0 Vicryl. </li><li> Fermez la peau en utilisant 5-0 ou 6-0 prolène. </li><li> Traiter la souris sous-cutanée avec carprophen à 5 mg / kg d&#39;augmenter l&#39;analgésie avant de mettre fin anesthésie. </li><li> Donner la souris 0,5 à 0,8 ml de solution saline sous-cutanée. </li><li> Placez la souris dans une cage chauffée à récupérer. Il surveiller attentivement lors de la récupération pour être sûr qu&#39;il se remet normalement. 2-3 h après la chirurgie, la souris doit se comporter relativement normalement. A 12 h post-op, traiter l&#39;animal avec la buprénorphine sous-cutanée de 2 mg / kg pour l&#39;analgésie. Si, à tout moment, l&#39;animal est courbé, faisant du bruit ou présentant une gamme limitée de mouvement, d&#39;enquêter sur le problème. Siune cause définitive ne peut être établie et fixée, l&#39;animal devrait être euthanasié conformément aux protocoles institutionnels. À 24 h l&#39;animal devrait recevoir une autre dose de carprophen sous-cutanée de 5 mg / kg. Paralysie des pattes postérieures indique une anastomose échoué ou un thrombus. Dans cette situation, l&#39;animal devrait être euthanasié. </li></ol>

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	<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice:+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J. 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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aortic+graft+transplantation+in+mice.">Aortic graft transplantation in mice.</a> J. Heart Lung Transpl. 21, 1319-1321 (2002).</li><li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation.">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> The Journal of surgical research. 111, 171-176 (2003).</li><li>Cho, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+heterotopic+aortic+transplantation+in+mice.">Improved surgical technique for heterotopic aortic transplantation in mice.</a> J. Korean Med. 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S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.+Transpl.">Heart transplantation in congenic strains of mice. Transpl.</a> Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chang, E. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+anastomosis+using+controlled+phase+transitions+in+poloxamer+gels.">Vascular anastomosis using controlled phase transitions in poloxamer gels.</a> Nature medicine. 17, 1147-1152 (2011).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Des modèles murins de transplantation aortique fournir un certain nombre d&#39;avantages parce que les souris sont très bien définies immunogénétiquement 9,12,13, et ils peuvent être facilement manipulés pour modifier l&#39;expression de gènes spécifiques, si désiré. Comme indiqué dans l&#39;introduction, la chirurgie vasculaire chez la souris est plus difficile que la plupart des modèles en raison de la taille des navires. Même les grandes artères, comme l&#39;aorte sont généralement pas plu...

<table border="1"><tbody><tr><td> Article </td><td> Entreprise </td><td> Catalog No. </td></tr><tr><td> Pinces vasculaires </td><td> Outils Fine Science </td><td> 00396-01 (Taille B-1) </td></tr><tr><td> Pince Dumont </td><td> Outils Fine Science </td><td> 11293-00 </td></tr><tr><td> 10-0 aiguilletés microsuture </td><td> AROSurgical </td><td> TK-107038 </td></tr><tr><td> Ciseaux droits </td><td> Roboz Surgical Instrument Co. </td><td> RS-5620 </td></tr><tr><td> Cauterizer basse température </td><td> Beaver-Visitec international </td><td> 8441000 </td></tr><tr><td> Enrouleur auto conservant </td><td> World Precision Instruments </td><td> 14240 </td></tr></tbody></table>

orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease

Procédures vasculaires impliquant des anastomoses chez la souris sont généralement considérées comme difficiles et très dépendante de l&#39;habileté du chirurgien. C&#39;est en grande partie vrai, mais il ya un certain nombre de principes importants qui peuvent réduire la difficulté de ces procédures et d&#39;améliorer la reproductibilité. Greffe aortique orthotopique est un excellent procédé pour apprendre ces principes, car elle ne concerne que deux de bout en bout anastomoses, mais nécessite une bonne technique de suture et la manutention des navires pour un succès constant. Cette procédure débute par l&#39;acquisition d&#39;une longueur de l&#39;aorte abdominale à partir d&#39;un animal donneur, suivie par la division de l&#39;aorte native chez le receveur. L&#39;aorte procuré est ensuite placé entre les extrémités séparées de l&#39;aorte destinataire et suturé en place à l&#39;aide de bout en bout anastomoses. Pour atteindre cet objectif avec succès nécessite un haut degré de concentration, de bons outils, d&#39;une main ferme, et une appréciation de la facilité avec laquellevascularisation d&#39;une souris peuvent être endommagés, entraînant une thrombose. L&#39;apprentissage de ces principes importants est ce qui occupe la majeure partie du temps du débutant lors de l&#39;apprentissage microchirurgie chez les petits rongeurs. Tout au long de ce protocole, nous nous référons à ces points importants. Ce modèle peut être utilisé pour étudier les maladies vasculaires dans une variété de différents systèmes expérimentaux 1-8. Dans le contexte présenté ici, il est le plus souvent utilisé pour l&#39;étude de post-greffe vasculaire, une commune complication à long terme de la transplantation d&#39;organe solide dans lequel l&#39;hyperplasie intimale se produit au sein de l&#39;allogreffe. Le principal avantage de ce modèle est qu&#39;il facilite les analyses morphométriques quantitatives et le navire se trouve transplanté contiguë à la cuve endogène, qui peut servir comme un contrôle supplémentaire 9. La technique présentée ici est le plus souvent utilisé pour les souris pesant 18-25 grammes. Nous avons accumulé plus de notre expérience dans l&#39;utilisation de la C57BL/6J, BALB / cJ, et les souches C3H/HeJ.

La figure 1 montre un greffon aortique. Les flèches blanches indiquent les lignes de suture. Une greffe de brevet montrent une impulsion visible. La figure 2 montre une expérience typique dans laquelle la survie du receveur a été suivie pendant une période de 56 jours. Un groupe se composait de souris receveuses de type sauvage (C57BL / 6 x FVB) transplantées avec des souris BALB / c aorte. L&#39;autre groupe, dénommé «KO» se compose de bénéficiaires (C57BL / 6 x FVB) défic...

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Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Nous décrivons une technique dans laquelle une section de l&#39;aorte abdominale d&#39;une souris est transplanté orthotopique juste au-dessous des artères rénales dans un receveur allogène ou syngéniques. Cette technique peut être utile dans les études où la transplantation de grandes artères de taille uniforme est jugée avantageuse.

Transplantation orthotopique aortique chez la souris pour l&#39;étude des maladies vasculaires

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K vues.  The University of Alabama at Birmingham. Nous décrivons une technique dans laquelle une section de l'aorte abdominale d'une souris est transplanté orthotopique juste au-dessous des artères rénales dans un receveur allogène ou syngéniques. Cette technique peut être utile dans les études où la transplantation de grandes artères de taille uniforme est jugée avantageuse.

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Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Orthotopique aortique transplantation: un modèle de rat pour étudier le développement de la vasculopathie chronique

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Recherche

Médecine

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

Orthotopique transplantation d&#39;intestin grêle chez le rat

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Une transplantation hépatique orthotopique chez le rat

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

Aortique ascendant constriction chez les rats pour la création de la surcharge de pression hypertrophie cardiaque Modèle

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Orthotopique Hind Limb transplantation chez la souris

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Calcification of Vascular Smooth Muscle Cells and Imaging of Aortic Calcification and Inflammation

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world. Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and calcification, develop in the coronary arteries, aortic valve, aorta, and peripheral conduit arteries and are the hallmark of cardiovascular disease. In humans, imaging with computed tomography allows for the quantification of vascular calcification; the presence of vascular calcification is a strong predictor of future cardiovascular events. Development of novel therapies in cardiovascular disease relies critically on improving our understanding of the underlying molecular mechanisms of atherosclerosis. Advancing our knowledge of atherosclerotic mechanisms relies on murine and cell-based models. Here, a method for imaging aortic calcification and macrophage infiltration using two spectrally distinct near-infrared fluorescent imaging probes is detailed. Near-infrared fluorescent imaging allows for the ex vivo quantification of calcification and macrophage accumulation in the entire aorta and can be used to further our understanding of the mechanistic relationship between inflammation and calcification in atherosclerosis. Additionally, a method for isolating and culturing animal aortic vascular smooth muscle cells and a protocol for inducing calcification in cultured smooth muscle cells from either murine aortas or from human coronary arteries is described. This in vitro method of modeling vascular calcification can be used to identify and characterize the signaling pathways likely important for the development of vascular disease, in the hopes of discovering novel targets for therapy.

Vascular calcification is an important predictor of and contributor to human cardiovascular disease. This protocol describes methods for inducing calcification of cultured primary vascular smooth muscle cells and for quantifying calcification and macrophage burden in animal aortas using near-infrared fluorescence imaging.

Calcification vasculaire des cellules musculaires lisses et imagerie de Aortic calcification et Inflammation

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world.  Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Utilisant la Technique de la manche dans un modèle murin de la greffe aortique - une vidéo d’instruction

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimalement invasive Transverse Aortic constriction chez la souris

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Induction of Nephrotic Syndrome in Mice by Retrobulbar Injection of Doxorubicin and Prevention of Volume Retention by Sustained Release Aprotinin

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due to sodium retention and hyperlipidemia. To study the pathophysiology of this syndrome, rodent models have been developed based on the injection of toxic substances such as doxorubicin causing podocyte damage. In mice, only few strains are susceptible to this model. In wildtype 129S1/SvImJ mice, the administration of doxorubicin by rapid intravenous injection to the retrobulbar sinus induces experimental nephrotic syndrome that features all the symptoms of human disease including sodium retention and edema. After the onset of proteinuria, mice exhibit increased urinary serine protease activity that leads to the activation of the epithelial sodium channel (ENaC) and sodium retention. Pharmacological inhibition of urinary serine proteases by the treatment with sustained release aprotinin abrogates ENaC activation and prevents sodium retention. This model is ideal to study the pathophysiology of proteasuria, i.e., the excretion of active serine proteases that cause ENaC activation by the proteolysis of its &#947;-subunit. This can be regarded as the primary mechanism of ENaC activation and sodium retention in proteinuric kidney disease.

Here, we describe the induction of experimental nephrotic syndrome in 129S1/SvImJ mice by rapid retrobulbar injection of doxorubicin. We also treat nephrotic mice with sustained release pellets containing aprotinin to inhibit urinary serine protease activity and prevent sodium retention.

Induction de Syndrome néphrotique chez la souris par Injection rétrooculaire de la doxorubicine et la prévention de la rétention de Volume par LIBERATION PROLONGEE aprotinine

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due ...

A Model of Reverse Vascular Remodeling in Pulmonary Hypertension Due to Left Heart Disease by Aortic Debanding in Rats

Pulmonary hypertension due to left heart disease (PH-LHD) is the most common form of PH, yet its pathophysiology is poorly characterized than pulmonary arterial hypertension (PAH). As a result, approved therapeutic interventions for the treatment or prevention of PH-LHD are missing. Medications used to treat PH in PAH patients are not recommended for treatment of PH-LHD, as reduced pulmonary vascular resistance (PVR) and increased pulmonary blood flow in the presence of increased left-sided filling pressures may cause left heart decompensation and pulmonary edema. New strategies need to be developed to reverse PH in LHD patients. In contrast to PAH, PH-LHD develops due to increased mechanical load caused by congestion of blood into the lung circulation during left heart failure. Clinically, mechanical unloading of the left ventricle (LV) by aortic valve replacement in aortic stenosis patients or by implantation of LV assist devices in end-stage heart failure patients normalizes not only pulmonary arterial and right ventricular (RV) pressures but also PVR, thus providing indirect evidence for reverse remodeling in the pulmonary vasculature. Using an established rat model of PH-LHD due to left heart failure triggered by pressure overload with subsequent development of PH, a model is developed to study the molecular and cellular mechanisms of this physiological reverse remodeling process. Specifically, an aortic debanding surgery was performed, which resulted in reverse remodeling of the LV myocardium and its unloading. In parallel, complete normalization of RV systolic pressure and significant but incomplete reversal of RV hypertrophy was detectable. This model may present a valuable tool to study the mechanisms of physiological reverse remodeling in the pulmonary circulation and the RV, aiming to develop therapeutic strategies for treating PH-LHD and other forms of PH.

The present protocol describes a surgical procedure to remove ascending-aortic banding in a rat model of pulmonary hypertension due to left heart disease. This technique studies endogenous mechanisms of reverse remodeling in the pulmonary circulation and the right heart, thus informing strategies to reverse pulmonary hypertension and/or right ventricular dysfunction.

Un modèle de remodelage vasculaire inverse dans l’hypertension pulmonaire due à une maladie cardiaque gauche par dégroupage aortique chez le rat

Pulmonary hypertension due to left heart disease (PH-LHD) is the most common form of PH, yet its pathophysiology is poorly characterized than pulmonary ...