Questo lavoro è stato finanziato dalla risorsa di base del P30 NIH O&#39;Brien centro (DK 079337).

1. Preparazione prechirurgica <ol><li> Le procedure chirurgiche, non importa quanto fatto con attenzione, portano a notevole stress. Per ridurre al minimo gli effetti dello stress e tale da massimizzare le riserve, gli animali dovrebbero essere mantenute nel vivaio per almeno 72 ore prima dell&#39;uso 10,11. </li><li> Strumenti chirurgici, garze e tamponi devono essere sterili. Non è necessario usare guanti sterili forniscono solo le punte della sutura tocco strumenti o il campo operatorio. </li><li> Per emostasi, è imperativo che le pressioni di serraggio sono il minimo necessario. Danni alla nave a causa della pressione eccessiva o un trasporto sicuro provoca trombosi, con conseguente paralisi della gamba posteriore-, ischemia intestinale, e la morte entro 24 ore. Abbiamo trovato che usando morsetti con una pressione non superiore a 2 g / cm 2 elimina il problema. Questi morsetti sono indicati nella tabella 1. Pressioni di serraggio sono indicate nelle specifiche per pinze fatte da strumentazione di alta qualità chirurgicit produttori. Abbiamo scoperto che i morsetti a buon mercato o morsetti monouso universalmente esercitare una pressione eccessiva. </li><li> La posizione dei vasi collaterali nonché le posizioni relative della aorta addominale e la vena cava inferiore (IVC) sono ceppo dipendenti. Troverete anche piccole variazioni tra singoli topi, in particolare la posizione di vasi collaterali. </li></ol> 2. Donatori di funzionamento <ol><li> Topi possono essere anestetizzato con isoflurano (induzione 1,5-2,5%, 1,0% di manutenzione in aria) o con pentobarbital (55-65 mg / kg). Pentobarbital impone un limite di tempo (fino a 1,5 ore), ma fornisce al chirurgo la possibilità di ruotare l&#39;animale per un migliore accesso, se desiderato. Tempo di anestesia può essere esteso fino a 2 hr mettendo 2-3 gocce di anestetico quando necessario sul intestino o fegato durante l&#39;intervento chirurgico. Ketamina / xilazina (100 mg / kg di peso corporeo per chetamina e 7 mg / kg per TMA, ip) può essere utilizzato anche da ben addestrati chirurghi che can completare la procedura entro 1 o 1,5 ore, ma ha una gamma più ristretta sicuro dosi. Negli Stati Uniti, l&#39;uso di pentobarbital è diventato più problematico in questi ultimi anni a causa di forniture brevi. È indispensabile che la profondità dell&#39;anestesia essere monitorati per essere certi che sia sufficiente. La punta-pinch riflesso è il migliore indicatore di profondità adeguata, ma si deve anche notare il tasso di respirazione e di altri movimenti come bene. </li><li> Dopo l&#39;induzione dell&#39;anestesia, utilizzare un gel depilatori o di un rasoio per eliminare i peli sull&#39;addome ventrale. </li><li> Montare l&#39;animale sul tavolo operativo con del nastro di laboratorio per tenerlo in una posizione a gambe divaricate. A bordo operativo metallica permette l&#39;utilizzo di un cuscinetto riscaldante sotto per fornire supporto temperatura durante l&#39;intervento chirurgico. Abbiamo controllare manualmente la temperatura della piastrina riscaldante, che è un tipo consumer unità per uso domestico. La temperatura viene mantenuta tra 35-38 °. Il consiglio operativo metallico è anche facile da sterilizzare tra le procedure. </li><li>Disinfettare la zona con un disinfettante come clorexidina, seguita da un lavaggio con etanolo. Ripetere questa procedura per tre volte, per assicurare una adeguata disinfezione. Questo sarà anche rimuovere eventuali pezzi tagliati residui di capelli, se presente. </li><li> Utilizzando le forbici praticare un&#39;incisione attraverso la parete del corpo per esporre i visceri addominali. </li><li> Usare un tampone di cotone, spingere i visceri di lato per esporre i grossi vasi dell&#39;addome. Le viscere sono posti su un pezzo di garza che viene bagnata con soluzione salina calda per mantenerlo umido. </li><li> Utilizzando scollamento, molto attentamente sezionare l&#39;aorta addominale lontano dal tessuto circostante. Fare molta attenzione nel sezionare la nave lontano dalla vena cava inferiore. Ci saranno uno o più rami, come ad esempio l&#39;arteria lombare, che devono essere accuratamente sollevati ed cauterizzato. La sezione di aorta sezionato dovrebbe essere inferiore ai vasi renali e sopra la biforcazione dell&#39;aorta nelle arterie femorali. Questa sezione può servire come materiale donatore per il maggior numero dis due destinatari, a seconda di quante ramificazione navi esistono e la dimensione dell&#39;animale donatore. </li><li> Legare una sutura appena sotto le arterie renali e l&#39;altra appena sopra la biforcazione. Forbici utilizzando dividono l&#39;aorta, lavare completamente l&#39;innesto con soluzione salina contenente 200 U / ml di eparina. Attentamente tenere una estremità del vaso e gocciolare la soluzione salina in modo che scorra attraverso il recipiente per gravità. Non lasciare bolle d&#39;aria correre attraverso il vaso. Gestire le estremità della nave il meno possibile altrimenti l&#39;intima può essere danneggiato causando trombosi tardi. Toglierlo dal campo e subito riporlo in un contenitore di soluzione salina ghiacciata. Lasciare l&#39;animale donatore exsanguinate. </li></ol> 3. Destinatario di funzionamento <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale di cui sopra e applicare un gel depilatori o utilizzare un rasoio per eliminare i peli sull&#39;addome. Appena prima della incisione abbiamo somministrare una dose di buprenorfina per via sottocutanea a 0,1 mg / kg per stabilire analgesia. </li><li> Mim porto l&#39;animale sul campo operatorio con del nastro di laboratorio. L&#39;animale deve essere montato su una fase operativa calda che aiuta a mantenere la temperatura corporea durante il funzionamento. </li><li> Applicare una pomata oftalmica gentamicina per gli occhi per evitare che si secchi. </li><li> Disinfettare l&#39;addome, seguito da un lavaggio con etanolo. Ripetere questa procedura per tre volte, per assicurare una adeguata disinfezione. </li><li> Verificare l&#39;adeguatezza dell&#39;anestesia nuovamente prima di procedere alla fase successiva. </li><li> Effettuare una incisione mediana attraverso la pelle e la parete del corpo in due fasi, facendo attenzione a non ledere i tessuti sottostanti. </li><li> Inserire un divaricatore per tenere l&#39;incisione addominale aperta. Puntare il gruppo vite verso l&#39;estremità posteriore per mantenere la maggior parte del morsetto di mezzo. </li><li> Bagnare un quadrato di garza sterile con soluzione salina e metterla sopra l&#39;intestino. Con il dito delicatamente sulla garza, inserire un tampone di cotone sotto gli intestini e delicatamente riflettono l&#39;intestino verso il side in modo che siano seduti in cima alla garza. Prendi un altro pezzo di garza, appoggiarlo su intestini e bagnare con soluzione fisiologica. </li><li> Rimuovere il tessuto adiposo che copre l&#39;aorta e la vena cava inferiore (IVC). Sii gentile. L&#39;IVC è molto fragile. </li><li> Delicatamente usare il forcipe per sezionare l&#39;aorta sottorenale dal IVC. Cancellare un&#39;area sufficientemente grande da fornire spazio per due pinze con vaso abbastanza tra di loro in modo tale che, se diviso, ci sarà abbastanza recipiente cui l&#39;innesto può essere suturata. Quando dissezione, cercare rami dei vasi. Se necessario li cauterizzare con un cauterizer bassa temperatura. </li><li> Inserire una pinza vascolare appena sotto l&#39;arteria renale e un altro appena sopra la biforcazione. </li><li> Tagliare l&#39;aorta. Le estremità dell&#39;aorta solitamente ritrae, lasciando uno spazio di circa 5 mm. Verificare la presenza di emostasi. Se le pinze funzionano correttamente, solo una piccola quantità di sangue deve fuoriuscire dopo il taglio. Se l&#39;emorragia continua, controllare i morsetti per essere non ci sia nulla interferenzezione con loro. Notare che nessuna delle aorta viene rimossa. È semplicemente diviso. </li><li> Sciacquare le estremità tagliate con soluzione fisiologica eparinizzata (200 U / ml) e quindi rimuovere la soluzione in più con un tampone. </li><li> Tack l&#39;innesto in posizione con tre punti di sutura discontinui a ciascuna estremità. Solo suturare un lato della anastomosi a ciascuna estremità, e quindi compilare il resto con una sutura continua in esecuzione o più suture discontinui. Sette-otto punti di sutura discontinui è sufficiente. Se si utilizza una sutura continua, assicurarsi che le pareti dei vasi rimanere rilassato e che non causano stenosi dell&#39;anastomosi. </li><li> Attenzione rimuovere il morsetto alla fine cranica e cercare le perdite alle linee di sutura. Una piccola quantità di infiltrazione è bene fornire al suo arresto nel giro di circa un minuto. Se vi è più di questo, è possibile utilizzare un singolo punto per fermare l&#39;emorragia. </li><li> Premere delicatamente sulla aorta al di sopra del sito di anastomosi con un applicatore di cotone bagnato, e quindi rimuovere il secondo morsetto. Premere delicatamente erilasciare un paio di volte e controllare che l&#39;aorta appare brevetto. L&#39;innesto saranno perfusi immediatamente un impulso deve essere visibile. </li><li> Rimuovere la garza che copre gli intestini e spostarli in posizione. Evitare di torsione dell&#39;intestino e mantenere normale orientamento anatomico. </li><li> Chiudere lo strato muscolare con Vicryl 5-0. </li><li> Chiudere la pelle con 5-0 o 6-0 prolene. </li><li> Trattare il mouse per via sottocutanea con carprophen a 5 mg / kg per aumentare analgesia prima di terminare l&#39;anestesia. </li><li> Dare il 0,5-0,8 ml di soluzione salina per via sottocutanea del mouse. </li><li> Posizionare il mouse in una gabbia riscaldata per recuperare. Monitorare con attenzione durante il recupero per essere sicuri che si sta riprendendo normalmente. 2-3 ore dopo l&#39;intervento chirurgico, il mouse dovrebbe essere relativamente comportarsi normalmente. A 12 ore dopo l&#39;intervento, trattare l&#39;animale con buprenorfina per via sottocutanea a 2 mg / kg per l&#39;analgesia. Se, in qualsiasi momento, l&#39;animale è curvo, facendo rumore o che presenta una gamma limitata di movimento, studiare il problema. Seuna causa definitiva non possono essere definiti e stabiliti, l&#39;animale deve essere eutanasia per i protocolli istituzionali. A 24 ore l&#39;animale deve ricevere un&#39;altra dose di carprophen sottocutanea a 5 mg / kg. Paralisi delle zampe posteriori indica una anastomosi fallito o un trombo. In questa situazione, l&#39;animale deve essere eutanasia. </li></ol>

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	<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice:+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J. Heart Lung Transpl. 18, 946-951 (1999).</li><li>Calise, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+rodents+by+the+sleeve+technique:+a+model+system+for+the+study+of+graft+vascular+disease.">Orthotopic aortic transplantation in rodents by the sleeve technique: a model system for the study of graft vascular disease.</a> Transpl. Proc. 33, 2369-2370 (2001).</li><li>Thomsen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orthotopic+aortic+graft+mouse+model+to+study+the+immunopathology+of+chronic+vascular+rejection.">An orthotopic aortic graft mouse model to study the immunopathology of chronic vascular rejection.</a> Transpl. Proc. 34, 2833-2835 (2002).</li><li>Benza, R. L., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aortic+graft+transplantation+in+mice.">Aortic graft transplantation in mice.</a> J. Heart Lung Transpl. 21, 1319-1321 (2002).</li><li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation.">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> The Journal of surgical research. 111, 171-176 (2003).</li><li>Cho, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+heterotopic+aortic+transplantation+in+mice.">Improved surgical technique for heterotopic aortic transplantation in mice.</a> J. Korean Med. 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S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.+Transpl.">Heart transplantation in congenic strains of mice. Transpl.</a> Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chang, E. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+anastomosis+using+controlled+phase+transitions+in+poloxamer+gels.">Vascular anastomosis using controlled phase transitions in poloxamer gels.</a> Nature medicine. 17, 1147-1152 (2011).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Modelli murini di trapianto aortica forniscono una serie di vantaggi poiché i topi sono molto ben definiti immunogenetically 9,12,13, e possono essere facilmente manipolati per alterare l&#39;espressione di geni specifici, se desiderato. Come accennato nell&#39;introduzione, chirurgia vascolare nel topo è più difficile che maggior parte dei modelli a causa delle dimensioni delle navi. Anche i grandi arterie, come l&#39;aorta sono di solito non più di 100-200 micron di diametro interno, così manipolando q...

<table border="1"><tbody><tr><td> Voce </td><td> Azienda </td><td> Catalog No. </td></tr><tr><td> Morsetti vascolari </td><td> Strumenti Scienza Belle </td><td> 00396-01 (Misura B-1) </td></tr><tr><td> Dumont Pinze </td><td> Strumenti Scienza Belle </td><td> 11293-00 </td></tr><tr><td> 10-0 Needled microsuture </td><td> AROSurgical </td><td> TK-107038 </td></tr><tr><td> Forbici rette </td><td> Roboz chirurgico Instrument Co. </td><td> RS-5620 </td></tr><tr><td> Temperatura bassa cauterizer </td><td> Beaver-VisiTec internazionale </td><td> 8441000 </td></tr><tr><td> Auto divaricatore di ritegno </td><td> Mondo Strumenti di precisione </td><td> 14240 </td></tr></tbody></table>

orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease

Procedure vascolari coinvolgono anastomosi nel topo sono generalmente considerati difficili e fortemente dipendente dalla abilità del chirurgo individuale. Questo è in gran parte vero, ma ci sono un certo numero di principi importanti che possono ridurre la difficoltà di queste procedure e migliorare la riproducibilità. Trapianto ortotopico aortica è una procedura eccellente per imparare questi principi perché si tratta di solo due end-to-end anastomosi, ma richiede una buona tecnica di sutura e la gestione delle navi per il successo costante. Questa procedura inizia con l&#39;acquisto di una lunghezza dell&#39;aorta addominale da un donatore, seguita dalla divisione della aorta nativa nel ricevente. L&#39;aorta procurato viene poi collocato tra le estremità divise dell&#39;aorta destinatario e suturato in posizione usando end-to-end anastomosi. Per raggiungere questo obiettivo richiede con successo un elevato grado di concentrazione, buoni strumenti, una mano ferma e un apprezzamento di quanto facilmente ilvascolare di un mouse può essere danneggiato, causando trombosi. Imparare questi importanti principi è quello che occupa la maggior parte del tempo il principiante quando si impara microchirurgia in piccoli roditori. In questo protocollo, si fa riferimento a questi punti importanti. Questo modello può essere usato per studiare la malattia vascolare in una varietà di differenti sistemi sperimentali 1-8. Nel contesto qui illustrato, è più spesso utilizzato per lo studio di post-trapianto malattia vascolare, una comune complicanza a lungo termine del trapianto di organo solido in cui iperplasia intimale si verifica all&#39;interno del allotrapianto. Il vantaggio principale del modello è che facilita quantitative analisi morfometriche e la nave trapiantato giace contigua alla nave endogeno, che può servire come un ulteriore controllo 9. La tecnica qui illustrato è più spesso utilizzato per i topi pesano 18-25 grammi. Abbiamo accumulato la maggior parte della nostra esperienza con il C57BL/6J, BALB / CJ, e ceppi C3H/HeJ.

La figura 1 mostra una protesi aortica. Le frecce bianche indicano le linee di sutura. Un innesto brevetto mostra un impulso visibile. Figura 2 indica un tipico esperimento in cui è seguita la sopravvivenza destinatario per un periodo di 56 giorni. Un gruppo costituito da topi riceventi wild-type (C57BL / 6 x FVB) trapiantati con BALB / c aorta. L&#39;altro gruppo, designato &quot;KO&quot; consiste di destinatari (C57BL / 6 x FVB) carenti nell&#39;espressione di eme ossigenasi-1, che c...

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Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Descriviamo una tecnica in cui viene trapiantato una sezione dell&#39;aorta addominale di un topo ortotopicamente a appena sotto le arterie renali di un destinatario allogenici o singenici. Questa tecnica può essere utile in studi in cui si considera il trapianto di grandi arterie di dimensioni uniformi vantaggiosa.

Aortica trapianto ortotopico in Mouse per lo studio della malattia vascolare

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K Views.  The University of Alabama at Birmingham. Descriviamo una tecnica in cui viene trapiantato una sezione dell'aorta addominale di un topo ortotopicamente a appena sotto le arterie renali di un destinatario allogenici o singenici. Questa tecnica può essere utile in studi in cui si considera il trapianto di grandi arterie di dimensioni uniformi vantaggiosa.

Video: Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Trapianto ortotopico aortica: un modello di ratto per studiare lo sviluppo di vasculopatia cronica

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Ricerca

Medicina

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

Ortotopico di intestino tenue di ratti

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Trapianto di fegato in ratti

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

Crescente aortica Costrizione in ratti per la creazione di sovraccarico di pressione cardiaca Ipertrofia Modello

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Ortotopico degli arti posteriori del trapianto di mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Calcification of Vascular Smooth Muscle Cells and Imaging of Aortic Calcification and Inflammation

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world. Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and calcification, develop in the coronary arteries, aortic valve, aorta, and peripheral conduit arteries and are the hallmark of cardiovascular disease. In humans, imaging with computed tomography allows for the quantification of vascular calcification; the presence of vascular calcification is a strong predictor of future cardiovascular events. Development of novel therapies in cardiovascular disease relies critically on improving our understanding of the underlying molecular mechanisms of atherosclerosis. Advancing our knowledge of atherosclerotic mechanisms relies on murine and cell-based models. Here, a method for imaging aortic calcification and macrophage infiltration using two spectrally distinct near-infrared fluorescent imaging probes is detailed. Near-infrared fluorescent imaging allows for the ex vivo quantification of calcification and macrophage accumulation in the entire aorta and can be used to further our understanding of the mechanistic relationship between inflammation and calcification in atherosclerosis. Additionally, a method for isolating and culturing animal aortic vascular smooth muscle cells and a protocol for inducing calcification in cultured smooth muscle cells from either murine aortas or from human coronary arteries is described. This in vitro method of modeling vascular calcification can be used to identify and characterize the signaling pathways likely important for the development of vascular disease, in the hopes of discovering novel targets for therapy.

Vascular calcification is an important predictor of and contributor to human cardiovascular disease. This protocol describes methods for inducing calcification of cultured primary vascular smooth muscle cells and for quantifying calcification and macrophage burden in animal aortas using near-infrared fluorescence imaging.

Calcificazione vascolare cellule muscolari lisce e imaging di aortica calcificazioni e infiammazione

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world.  Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Utilizzando la tecnica di manica in un modello murino di trapianto aortico - un Video didattico

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

Intravitale Microscopia e Trombo induzione nel lobo di un mouse Hairless

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimamente invasiva trasversale aortica costrizione nei topi

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Induction of Nephrotic Syndrome in Mice by Retrobulbar Injection of Doxorubicin and Prevention of Volume Retention by Sustained Release Aprotinin

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due to sodium retention and hyperlipidemia. To study the pathophysiology of this syndrome, rodent models have been developed based on the injection of toxic substances such as doxorubicin causing podocyte damage. In mice, only few strains are susceptible to this model. In wildtype 129S1/SvImJ mice, the administration of doxorubicin by rapid intravenous injection to the retrobulbar sinus induces experimental nephrotic syndrome that features all the symptoms of human disease including sodium retention and edema. After the onset of proteinuria, mice exhibit increased urinary serine protease activity that leads to the activation of the epithelial sodium channel (ENaC) and sodium retention. Pharmacological inhibition of urinary serine proteases by the treatment with sustained release aprotinin abrogates ENaC activation and prevents sodium retention. This model is ideal to study the pathophysiology of proteasuria, i.e., the excretion of active serine proteases that cause ENaC activation by the proteolysis of its &#947;-subunit. This can be regarded as the primary mechanism of ENaC activation and sodium retention in proteinuric kidney disease.

Here, we describe the induction of experimental nephrotic syndrome in 129S1/SvImJ mice by rapid retrobulbar injection of doxorubicin. We also treat nephrotic mice with sustained release pellets containing aprotinin to inhibit urinary serine protease activity and prevent sodium retention.

Induzione della sindrome nefrotica in topi da iniezione Retrobulbar di doxorubicina e prevenzione della ritenzione di Volume di rilascio prolungato aprotinina

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due ...