نود أن نعترف بأن وصفت أصلا هذه التقنية من قبل سبارتا وآخرون، 2012 و قد تم تكييفه بسهولة لاستخدامها في المختبر.

* يتم سرد جميع المواد المصنعة منها جنبا إلى جنب مع و / أو البائعين تحت البروتوكول. 1. جمعية زرع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد خليط من الايبوكسي للحرارة قابل للشفاء الألياف البصرية عن طريق إضافة 100 ملغ من تصليب إلى 1 غرام من الراتنج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس وقطع حوالي 35 مم من الألياف البصرية مع ميكرومتر 125 ميكرون الأساسية 100 من سجل ذلك مع الكاتب كربيد تلميح إسفين. وضع عمودي الكاتب إلى الألياف البصرية ونقاط في حركة واحدة أحادي الاتجاه. قطع الألياف سيضر تماما جوهر الألياف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وأشار الجانب المحدب إدراج السيراميك LC الطويق 127 ميكرومتر مع تحمل في الرذيلة، إلى أسفل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج الألياف البصرية في الطويق. يجب أن تنزلق في الألياف البصرية بسلاسة وتبرز قليلا إلى ما بعد نهاية محدبة من الطويق (الشكل 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق قطرة واحدة من الألياف الايبوكسي للحرارة قابل للشفاء البصرية إلى نهاية مسطحة والحرارة مع بندقية الحرارة حتى الايبوكسي سوداء. ينبغي للالايبوكسيملء الطويق وتسخينها وعلاج من قبل. ينبغي أن الايبوكسي علاج داخل حد أدنى 1 ~ من تطبيق الحرارة ثابتة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اي نظيفة من الايبوكسي على طول جانبي الطويق، لأنها سوف تعيق التواصل مع مقرنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلميع نهاية محدبة من الطويق باستخدام الألياف البصرية LC قرص تلميع (FOPD) على أوراق أكسيد الألومنيوم على منصة تلميع تلميع (1B الشكل). جعل أنماط دوران دائري والبولندية أربع درجات في الترتيب التالي: 5، 3، 1 ميكرومتر حصى 0.3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الألياف البصرية في نهاية شقة لطول مناسب بحيث تستهدف المنطقة من الفائدة. يمكن تحديد طول باستخدام أطلس التجسيمي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختبار عملية الزرع من خلال توصيله إلى الليزر عبر سلك وصلة الربط هو موضح أدناه. يتم إدراج نهاية مصقول من زرع في كم من مقرنة، وينبغي اجراء اتصالات مباشرة مع الطويق معارضة. يجب أن تكون قادرة على زرع الاحتفاظ ب 10 ميغاواط من ناتج الضوء، ويقاس على الحافة من اله زرع الألياف. وسوف يكون سيئا زرع نقطة ضعف التنسيق بالقرب من غيض من الألياف البصرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخزين يزرع النهائية (الشكل 1C) في رغوة حتى الاستخدام. </li></ol> 2. جمعية الألياف البصرية الحبل المقرنة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد خليط من الايبوكسي للحرارة قابل للشفاء الألياف البصرية على النحو الوارد أعلاه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس وقطع بطول مناسب من الألياف البصرية مع ميكرومتر 220 ميكرون الأساسية 200 بواسطة يحرز ذلك مع الكاتب كربيد تلميح إسفين. وينبغي أن طول الألياف تسمح الماوس على التحرك بحرية في جميع أنحاء السكن ولكن لا يسمح الماوس لمضغه من خلال الألياف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج الألياف البصرية في طول أنابيب منفرق أطول قليلا من طول الألياف البصرية. ينبغي أن يكون لها أنابيب قطرها الداخلي أكبر قليلا من الألياف البصرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ~ 25mm في قطاع احدة من نهاية الألياف البصرية وأدخله في نهاية معدنيه MM FC المتعدد الطويق الجمعية مع 230 ميكرومتر تحمل حتى تتوقف. ينبغي أن يلتزم بها الألياف البصرية من خلال ferruجنيه نهاية (الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين الاتصال مع CYANOACRYLATE (سوبر الغراء) في نهاية المعادن. تغطية يتصل الحذاء رابط وتلميع نهاية الطويق مع FOPD FC. جعل أنماط دوران دائري والبولندية على أربعة درجات في الترتيب التالي: 5، 3، 1، 0.3 ميكرومتر الحصباء (الشكل 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجريد وإدراج الطرف الآخر من الألياف البصرية إلى الطويق السيراميك LC (230 ميكرومتر معرف تتحمل) مع نهاية محدبة البعيدة. تطبيق قطرة من الايبوكسي إلى نهاية مسطحة والحرارة حتى يشفى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلميع نهاية محدبة من الطويق باستخدام FOPD FC على رقائق الألمونيوم تلميع أكسيد كما هو موضح أعلاه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حرك كم والطويق LC عن نهاية محدبة من الطويق حتى منتصف الكم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان انكماش الأنابيب خلال أنابيب منفرق والأكمام والحرارة لتأمين وحماية الاتصال (الشكل 2C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختبار وصلة الربط من خلال توصيله إلى مصدر الليزر وقياس الضوء outpالتحرير من خلال مقرنة مع الطيف. ينبغي أن فقدان ضوء الليزر الناتج بين والإخراج مقرنة قياس لا تتجاوز 30٪. </li></ol> 3. زراعة الجراحية * هذا الإجراء نصائح فقط. أدوات معقمة قفازات ولكن لا تحتاج إلى أن تكون بسبب التلاعب المستمر بين أجهزة وأدوات ومعدات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس مع خليط داخل الصفاق الكيتامين / زيلازين حقن 100 و 10 مغ / كغ على التوالي باستخدام إبرة قياس 30-. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق فروة الرأس مع كليبرز. مسح فروة الرأس مع الكحول 70٪ الآيزوبروبيل تليها Betasept مسح (4٪ محلول كلورهكسيدين) لمدة دقيقة، وتكرار مرة واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في تلاعب sterotaxic وتأمين الرأس، وضمان أن الجمجمة هي المستوى. تطبيق مرهم للعين للعيون لمنع جفاف والألم بعد الجراحة. الحفاظ على التخدير باستخدام volatized isoflurane (1-3٪ المخفف مع الأكسجين تبعا للحالة الفسيولوجية للمذكرة التفاهمحد ذاتها، التي ينبغي رصد مستمر من قبل ردا على قرصة الذيل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من خلال إجراء شق خط الوسط من فروة الرأس، ويعرض الجمجمة من مدارات العين لامدا. دفع جانبا النسيج الضام عند الضرورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام المشابك سيرافين لابعاد الجلد والحفاظ على الوصول إلى الجمجمة (الشكل 3A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر نمط متقلب في جميع أنحاء سطح الجمجمة مع اختيار الأسنان. غسل الحطام بعيدا مع ملحي معقم. يجف تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق بيروكسيد الهيدروجين (3٪) إلى الجمجمة تعرض مع مسحة القطن لثانية 2-3 ~ لخلق micropores. يغسل عدة مرات ويجف تماما. وبدلا من ذلك، يمكن مشدود المراسي في الجمجمة، كما هو موضح في سبارتا وآخرون. (2012). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة أخرى، وجود نمط متقلب حفر في جميع أنحاء الجمجمة مع اختيار الأسنان ويغسل بمحلول ملحي الحطام. يجف تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام أداة دوارة، وجعل ثقب صغير لدغ حج القحف (&lt;1 مم في القطر) مع قمة الحفر العقيمة(تعقيمها) فوق المنطقة ذات الاهتمام، والتي تحددها الأطلس التجسيمي لمعايرة bregma وامدا. يجب الحرص على عدم كسر أو تلف أي الجافية الأنسجة. يغسل الحطام ويجف تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج الطويق الألياف البصرية (زرع) في ماسك التحقيق والاتصال الذراع التجسيمي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الزرع في المكان مباشرة فوق المنطقة ذات الاهتمام باستخدام ذراع التجسيمي (الشكل 3B). إذا إدخال الألياف البصرية في أنسجة المخ، ينبغي تقدمت ببطء الألياف بمعدل 2 مم ~ / دقيقة. ينبغي أن يقوم على الطويق الجمجمة المتبقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد خليط من الاسمنت الأسنان. يجب أن يكون الخليط اللزوجة منخفضة بما فيه الكفاية لتطبيق بسهولة عبر الجمجمة. وسوف تكون قابلة للاستخدام خليط لمدة 2-4 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مسواك العقيمة، وتطبيق طبقة رقيقة من الاسمنت حتى الأسنان عبر الجمجمة وعلى الجزء السفلي من عملية الزرع. ينبغي للقاعدة طبقة من الاسمنت الأسنان تغطية أكبر قدر مساحة على الجمجمة كماممكن. لا تدع الاسمنت الأسنان تتلامس مع الجلد من الفأرة. وهذا يؤدي إلى صعوبة في زيادة خياطة وكذلك تهيج في الماوس. إذا كان الأسمنت الأسنان لا تأتي في اتصال مع الجلد، واتركه حتى يجف جزئيا بحيث يمكن مقشر طبقة من الاسمنت قبالة كامل قبل الإعداد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتركه حتى يجف تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق طبقات من الاسمنت حتى الأسنان لتشكيل التلة الصغيرة أكثر من الجمجمة وحول زرع، مما يسمح كل طبقة لتجف تماما (الشكل 3C). ~ ترك 3-5 ملم من نهاية محدبة من الطويق من الاسمنت نظيفة للسماح للاتصال، على نحو سلس دون عائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة فروة الرأس على كومة من الاسمنت الأسنان وحول زرع باستخدام العقيمة، خيوط الحرير تستخدم مرة واحدة مضفر (6-0) مع إبرة C22. إزالة بعد 7 أيام. اختياري: استخدام بوند البيطرية للربط إضافية بعد خياطة. تأكد من استخدام الحد الأدنى من التعليم والتدريب المهني بوند. يمكن أن يؤدي إلى زيادة شديدة تلف الجلد بسبب الخدش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فوراذ بعد الجراحة، ينبغي حقن تحت الجلد مع الماوس Ketprophen (5 ملغ / كغ) لتقليل الألم بعد الجراحة. وينبغي تكرار هذا 24 ساعة في وقت لاحق. تطبيق المسكنات الموضعية (Bupivicaine) والمضادات الحيوية (Neosporin) على الجلد وخياطة حول قاعدة عملية الزرع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في قفص على بطانية التدفئة للتعافي من التخدير. ضع الماوس في العقيمة، قفص الانتعاش بعد العملية الجراحية. يجب القفص الانتعاش لا يحتوي على أية الفراش من أجل الحفاظ على درجة الحرارة وتجنب الاختناق. يمكن إرجاع الماوس إلى قفص أو قفص الأصلي جديد مستيقظا مرة واحدة. </li></ol> جمعية زرع السليم الألياف البصرية مقرنة والنتائج في فقدان الحد الأدنى من الفوتون بين مصدر الضوء ونهاية الألياف البصرية في منطقة الفائدة. يجب الألياف البصرية جيدا مصقول نقل الضوء في موحدة، متحدة المركز الدائرة (الشكل 2D). مع الحذر وغرس خياطة، ويسبب أي تهيج زرع مرئية للالماوس، ويمكن أن تبقى في مكانها لفترة طويلة الأجل دراسات (الشكل 3D،&gt; 1 شهر، الملاحظات غير منشورة) دون أي تدهور كبير من الألياف البصرية أو كمية الضوء المنقولة. يمكن زرع غير لائق أو خياطة يسبب تهيج ويمكن أن تؤدي إلى خدش من خلال الماوس فروة الرأس به، ويعرض الاسمنت الأسنان، أو الكسر من الطويق من الاسمنت الأسنان بسبب التلاعب المستمر. ويمكن الاطلاع على الرسم التخطيطي للنظام تجميعها في الشكل 4. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig1.jpg" /> الشكل 1. جمعية الألياف البصرية القابلة للزرع. (أ) يتم إدراج الألياف البصرية في الطويق، جاحظ طفيف بعد نهاية محدبة دلت عليه رأس السهم. (ب) غير مصقول نهاية محدبة من الطويق باستخدام FOPD على درجات أدق تدريجيا من أوراق تلميع. (ج) الانتهاء من اختيار الألياف القابلة للزرعجيم. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50004/50004fig1large.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدتها بشكل اكبر شخصية</a> . <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig2.jpg" /> الشكل 2. جمعية مقرنة الألياف البصرية المستخدمة في حبل الألياف البصرية مفصل دوار لعملية الزرع. (أ) الخلاف الألياف الضوئية من خلال الجمعية الطويق. (ب) يتم إدراج الجانب الطويق للجمعية في درجات FOPD ومصقول باستخدام أدق تدريجيا من الورق تلميع. (ج) تم تجهيز كم الطويق على الطويق والمضمون مع أنابيب الحرارة يتقلص. (د) ينبغي أن مقرنة الألياف البصرية الانتهاء إنتاج الضوء متحدة المركز مع فقدان الحد الأدنى من الفوتون. <img alt="الشكل 3" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig3.jpg" /> الشكل 3. زرع الجراحية والألياف البصرية. (أ) كامل سطح craniuتتعرض م ويتم مسح النسيج الضام. (ب) عقد زرع الألياف البصرية في موقف مع الذراع التجسيمي. (ج) يتم تطبيق إصلاح الأسنان الاسمنت الألياف البصرية إلى زرع الجمجمة. (د)&gt; 1 بعد شهر الزرع، وتلتئم الجلد حول زرع وليس هناك أي علامات الاحمرار. <img alt="الشكل 4" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig4.jpg" /> الشكل 4. رسم تخطيطي لنظام وظيفي

<ol>
	<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neuronal+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neuronal activity.</a> Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Arenkiel, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Light-Induced+Activation+of+Neural+Circuitry+in+Trangenic+Mice+Expressing+Channelrhodopsin-2.">In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Trangenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54, 205-218 (2007).</li><li>Gradinaru, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+cellular+approaches+for+diversifying+and+extending+optogenetics.">Molecular and cellular approaches for diversifying and extending optogenetics.</a> Cell. 141, 165-16 (2010).</li><li>Luo, L., Callaway, E. M., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+neural+circuits.">Genetic dissection of neural circuits.</a> Neuron. 57, 634-660 (2008).</li><li>Arenkiel, B. R., Ehlers, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+genetic+and+imaging+technologies+for+circuit+based+neuroanatomy.">Molecular genetic and imaging technologies for circuit based neuroanatomy.</a> Nature. 461, 900-907 (2009).</li><li>Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+interrogation+of+neural+circuits:+technology+for+probing+mammalian+brain+structures.">Optogenetic interrogation of neural circuits: technology for probing mammalian brain structures.</a> Nat. Protoc. 5, 439-456 (2010).</li><li>Adamantidis, A. R., Zhang, F., Aravanis, A. M., Deisseroth, K., de Lecea, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+substrates+of+awakening+probed+with+optogenetic+control+of+hypocretin+neurons.">Neural substrates of awakening probed with optogenetic control of hypocretin neurons.</a> Nature. 450, 420-424 (2007).</li><li>Sparta, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+implantable+optical+fibers+for+long-term+optogenetic+manipulation+of+neural+circuits.">Construction of implantable optical fibers for long-term optogenetic manipulation of neural circuits.</a> Nature Protocols. 7, 12-23 (2012).</li><li>Stuber, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory+transmission+from+the+amygdala+to+nucleus+accumbens+facilitates+reward+seeking.">Excitatory transmission from the amygdala to nucleus accumbens facilitates reward seeking.</a> Nature. 475, 377-380 (2011).</li><li>Liu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+a+hippocampal+engram+activates+fear+memory+recall.">Optogenetic stimulation of a hippocampal engram activates fear memory recall.</a> Nature. 484, 381-385 (2012).</li></ol>

Optogenetics هي تقنية جديدة تسمح قوية غير مسبوقة خلال مراقبة الخلايا العصبية فرعية محددة. يمكن استغلال هذا لتعديل الدوائر العصبية التشريحية بدقة والزمنية، مع تجنب العشوائية من نوع الخلية والآثار الغازية من خلال التحفيز الكهربائي الكهربائي. غرس الألياف البصرية يسمح للتح?...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم الكاشف أو معدات </td><td> شركة </td><td> كتالوج # </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td> LC الطويق كم </td><td> منتجات الألياف الدقيقة (PFP) </td><td> SM-CS125S </td><td> 1.25 مم ID </td></tr><tr><td> FC MM ما قبل تجميعها رابط </td><td> PFP </td><td> MM-CON2004-2300 </td><td> 230 ميكرومتر الطويق </td></tr><tr><td> ميلر FOPD-LC القرص </td><td> PFP </td><td> M1-80754 </td><td> لLC الحلقات </td></tr><tr><td> منفرق أنابيب </td><td> PFP </td><td> FF9-250 </td><td> 900 ميكرومتر التطوير التنظيمي، 250 ميكرومتر معرف </td></tr><tr><td> MM LC عصا الطويق 1.25 مم </td><td> PFP </td><td> MM-1270-FER2007C </td><td> التجويف 127 ميكرومتر ID </td></tr><tr><td> MM LC عصا الطويق 1.25 مم </td><td> PFP </td><td> MM-FER2007C-2300 </td><td> 230 ميكرومترالتجويف ID </td></tr><tr><td> للحرارة قابل للشفاء الايبوكسي، وتصليب الراتنج </td><td> PFP </td><td> ET-353ND-16OZ </td><td></td></tr><tr><td> FC / PC وSC / PC رابط القرص تلميع </td><td> ThorLabs </td><td> D50-FC </td><td> لFC الحلقات </td></tr><tr><td> السلطة البصرية الرقمية والطاقة متر </td><td> ThorLabs </td><td> PM100D </td><td> الطيف </td></tr><tr><td> تلميع الوسادة </td><td> ThorLabs </td><td> NRS913 </td><td> 9 &quot;× 13&quot; 50 Durometer و </td></tr><tr><td> أكسيد الألومنيوم اللف (تلميع) ورقة: 0.3، 1، 3، 5 ميكرومتر فريك </td><td> ThorLabs </td><td> LFG03P، LFG1P، LFG3P، LFG5P </td><td></td></tr><tr><td> معيار الألياف تكسية الصلب المتعدد </td><td> ThorLabs </td><td> BFL37-200 </td><td> انخفاض OH، 200 ميكرون الأساسية، 0.37 NA </td></tr><tr><td> تجريد أداة الألياف </td><td> ThorLabs </td><td> T10S13 </td><td> يرتدون / شركةفي: 200 ميكرومتر / 300 ميكرومتر </td></tr><tr><td> السيليكا / السيليكا الألياف البصرية </td><td> Polymicro تكنولوجيا </td><td> FVP100110125 </td><td> عالية OH، UV المحسن، 0.22 NA </td></tr><tr><td> 1X1 مفصل دوار الالياف البصرية </td><td> دوريسي العدسات </td><td> FRJ_FC-FC </td><td></td></tr><tr><td> الالياف البصرية أحادية Patchcord </td><td> دوريسي العدسات </td><td> MFP_200/230/900-0.37_2m_FC-FC </td><td></td></tr><tr><td> أنبوب الانكماش الحراري، 1/8 بوصة </td><td> الحليفة للإلكترونيات </td><td> 689-0267 </td><td></td></tr><tr><td> الحرارة بندقية </td><td> الحليفة للإلكترونيات </td><td> 972-6966 </td><td> 250 واط؛ 750-800 ° F </td></tr><tr><td> يميل القطن تطبيقها </td><td> البروتستانتي الطبية منتجات الشركة </td><td> 806-WC </td><td></td></tr><tr><td> VetBond الأنسجة لاصقة </td><td> فيشر العلمية </td><td> 19-027136 </td><td></td></tr><tr><td> فلاش الاكريليك أسنان قاعدة </td><td> ييتس Motloid </td><td> ColdPourPowder + Liq </td><td></td></tr><tr><td> BONN مصغرة إيريس مقص </td><td> INTEGRA Miltex </td><td> 18-1392 </td><td> 3-1/2 &quot;(8.9cm)، على التوالي، 15 مم شفرات </td></tr><tr><td> جونز هوبكنز بلدغ المشبك </td><td> INTEGRA Miltex </td><td> 7-290 </td><td> 1-1/2 &quot;(3.8 سم)، ومنحني </td></tr><tr><td> MEGA-عزم الدوران الكهربائية مختبر للسيارات </td><td> ناقلات </td><td> EL-S </td><td></td></tr><tr><td> النمر الأزيز الكرة رقم 1 </td><td> كلاركسون مختبر </td><td> 77،1006 </td><td></td></tr><tr><td> البنفسجي الأزرق ليزر نظام </td><td> CrystaLaser </td><td> CK473-050-O </td><td> الطول الموجي: 473 نانومتر </td></tr><tr><td> الليزر التيار الكهربائي </td><td> CrystaLaser </td><td> CL-2005 </td><td></td></tr><tr><td> دومون # 2 الملقط الثقب </td><td> Fالمعهد الوطني للإحصاء أدوات العلوم </td><td> 11223-20 </td><td></td></tr><tr><td> مسبار </td><td> أدوات العلوم الجميلة </td><td> 10140-02 </td><td></td></tr><tr><td> 5 &quot;المرقأة مستقيم </td><td> Excelta </td><td> 35-PH </td><td></td></tr><tr><td> ملزمة مع الأساس المرجح </td><td> ALTEX إلكترونيات </td><td> PAN381 </td><td></td></tr></tbody></table>

fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue

وكانت أنماط توضيح من اتصالات الخلايا العصبية تحديا لعلم الأعصاب على حد سواء الأساسية والسريرية. وكان معيار الذهب الكهربية لتحليل أنماط الاتصال متشابك، ولكن التسجيلات الكهربية يمكن أن تكون مقترنة مرهقة والحد تجريبيا. وقد أدخلت تطوير optogenetics طريقة لتحفيز الخلايا العصبية أنيقة ودوائر، سواء في المختبر 1 و 2،3 في الجسم الحي. من خلال استغلال خلية من نوع النشاط المروج محددة لدفع السكان في التعبير أوبسين العصبية منفصلة، ​​يمكن للمرء أن تحفز الخلايا العصبية بدقة فرعية محددة وراثيا في دوائر متميزة 4-6. الأساليب المذكورة لتحفيز الخلايا العصبية بشكل جيد، بما في ذلك التحفيز الكهربائي و / أو التلاعب الدوائية، وغالبا ما تكون الخلايا من نوع العشوائي، الغازية، ويمكن أن تلحق الضرر الأنسجة المحيطة بها. يمكن تغيير وظيفة هذه القيود متشابك العادية و / أو السلوك الدائرة. وبالإضافة إلى ذلك، ويرجع ذلكلطبيعة التلاعب، والأساليب المتبعة حاليا في كثير من الأحيان حادة والمحطة الطرفية. Optogenetics يتيح القدرة على تحفيز الخلايا العصبية بطريقة غير ضارة نسبيا، وتستهدف في الخلايا العصبية وراثيا. معظم الدراسات التي تنطوي على استخدام الجسم الحي في optogenetics حاليا الألياف البصرية من خلال الاسترشاد قنية مزروع 6،7، ولكن القيود المفروضة على هذه الطريقة تشمل تلف أنسجة المخ مع تكرار الإدراج من الألياف البصرية، والكسر المحتمل للألياف داخل قنية. نظرا لحقل يزدهر optogenetics، وهي طريقة أكثر موثوقية من التحفيز المزمن هو ضروري لتسهيل الدراسات طويلة الأجل مع الحد الأدنى من ضمانات تلف الأنسجة. هنا نقدم بروتوكول لدينا تعديل في مادة الفيديو لاستكمال أسلوب فعال وأنيق وصفها في سبارتا وآخرون 8 لتصنيع الألياف البصرية على زرع وتثبيت الدائم على الجمجمة من الفئران تخدير، وكذلك جمعية ليفمقرنة البصرية يربط زرع لمصدر الضوء. عملية الزرع، مرتبطة مع الألياف البصرية إلى ليزر الحالة الصلبة، ويسمح لوسيلة فعالة لphotostimulate مزمنة الدوائر العصبية الوظيفية مع أقل تلف الأنسجة 9 باستخدام، للانفصال الصغيرة، الحبال. تثبيت الدائم للزراعة وتوفر الألياف البصرية متسقة، على المدى الطويل في الدراسات المجراة optogenetic الدوائر العصبية في الفئران، مستيقظا يتصرف 10 مع الحد الأدنى من تلف الأنسجة.

Watch this Scientific Journal Video about Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue at JoVE.com

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

تطوير optogenetics يوفر الآن وسيلة لتحفيز الخلايا العصبية بدقة تعريف وراثيا ودوائر، سواء<em&gt; في المختبر</em&gt; و<em&gt; في الجسم الحي</em&gt;. نحن هنا وصف للجمعية وزرع من الألياف البصرية لضوئي مزمن في أنسجة المخ.

الألياف الضوئية للزراعة تحفيز Optogenetic المزمن من أنسجة المخ

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

fiber-optic-implantation-for-chronic-optogenetic-stimulation-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

44.4K Views.  Baylor College of Medicine (BCM). تطوير optogenetics يوفر الآن وسيلة لتحفيز الخلايا العصبية بدقة تعريف وراثيا ودوائر، سواء في المختبر و في الجسم الحي. نحن هنا وصف للجمعية وزرع من الألياف البصرية لضوئي مزمن في أنسجة المخ.

Video: Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Combining Transcranial Magnetic Stimulation and fMRI to Examine the Default Mode Network

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful rest."1,2,3 It is thought the default mode network corresponds to self-referential or "internal mentation".2,3
It has been hypothesized that, in humans, activity within the default mode network is correlated with certain pathologies (for instance, hyper-activation has been linked to schizophrenia 4,5,6 and autism spectrum disorders 7 whilst hypo-activation of the network has been linked to Alzheimer's and other neurodegenerative diseases 8). As such, noninvasive modulation of this network may represent a potential therapeutic intervention for a number of neurological and psychiatric pathologies linked to abnormal network activation. One possible tool to effect this modulation is Transcranial Magnetic Stimulation: a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.9
In order to explore the default mode network's propensity towards and tolerance of modulation, we will be combining TMS (to the left inferior parietal lobe) with functional magnetic resonance imaging (fMRI). Through this article, we will examine the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools.

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the combination of TMS and fMRI to examine the effects of brain stimulation on the default network.

الجمع بين التنشيط المغناطيسي عبر الجمجمة والرنين المغناطيسي الوظيفي لدراسة وضع الشبكة الافتراضية

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful ...

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS : استخدام بروتوكول ثيتا المتفجر لاستكشاف Mechasnism من المرونة في الأشخاص الذين يعانون من متلازمة X الهشة والتوحد

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

التبعية للدولة التأثيرات على TMS : نظرة على سلوك الدافع وبصة

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

وافق إجراء بروتوكول ادارة الاغذية والعقاقير لعلاج الاكتئاب : جهاز TMS NeuroStar

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

الفيروسية تنبيغ الانتقائي للبالغين المولودين في الخلايا العصبية الشمية لالمزمنة في الجسم الحي تحفيز Optogenetic

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetic تحفيز السلوك في الهروب<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

في الجسم الحي Optogenetic تحفيز الجهاز العصبي المركزي القوارض

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

تحفيز Optogenetic من العصب السمعي

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

مسرى مكروي تسترشد زرع الأقطاب الكهربائية في نواة تحت المهاد الجرذان على المدى الطويل العميق تحفيز الدماغ

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated proteins and subsequent manipulation of neural activity by light. Channelrhodopsins (ChRs) are light-gated cation-channels and when fused to a fluorescent protein their expression allows for visualization and concurrent activation of specific cell types and their axonal projections in defined areas of the brain. Via stereotactic injection of viral vectors, ChR fusion proteins can be constitutively or conditionally expressed in specific cells of a defined brain region, and their axonal projections can subsequently be studied anatomically and functionally via ex vivo optogenetic activation in brain slices. This is of particular importance when aiming to understand synaptic properties of connections that could not be addressed with conventional electrical stimulation approaches, or in identifying novel afferent and efferent connectivity that was previously poorly understood. Here, a few examples illustrate how this technique can be applied to investigate these questions to elucidating fear-related circuits in the amygdala. The amygdala is a key region for acquisition and expression of fear, and storage of fear and emotional memories. Many lines of evidence suggest that the medial prefrontal cortex (mPFC) participates in different aspects of fear acquisition and extinction, but its precise connectivity with the amygdala is just starting to be understood. First, it is shown how ex vivo optogenetic activation can be used to study aspects of synaptic communication between mPFC afferents and target cells in the basolateral amygdala (BLA). Furthermore, it is illustrated how this ex vivo optogenetic approach can be applied to assess novel connectivity patterns using a group of GABAergic neurons in the amygdala, the paracapsular intercalated cell cluster (mpITC), as an example.

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are widely used to manipulate neural activity and assess the consequences for brain function. Here, a technique is outlined that&#160;upon in vivo expression of the optical activator Channelrhodopsin, allows for ex vivo analysis of synaptic properties of specific long range and local neural connections in fear-related circuits.

فيفو السابقين علم البصريات الوراثي تشريح الدوائر الخوف في الدماغ شرائح

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated ...