نشكر زملائنا في قسم الأحياء، جامعة فريبورغ لإجراء مناقشات مثمرة. نشكر مركز ألبوم بلومينغتون لتوفير مخزونات الطيران. وأيد هذا العمل ماليا من قبل مؤسسة العلوم الوطنية السويسرية (PP00P3_123339) ومؤسسة VELUX إلى SGS

1. تربية اليرقات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على السلالات يطير أو الصلبان الجينية في الثقافة الجماهيرية عند 25 درجة مئوية في المتوسط ​​وجبة الذرة تحت ضوء-12-HR دورة 12 ساعة مظلمة في ذبابة حاضنة مجهزة ضوء وموقت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع الداعم الخميرة في الماء لتكوين عجينة السوائل (10 غرام من الخميرة الداعم المخفف مع 3-4 مل المقطر H 2 O). إضافة قطرة صغيرة إلى الذرة وجبة الغذاء وتغطية قارورة. اسمحوا الجافة لمدة ساعة واحدة على الأقل لتجنب الذباب الكبار التمسك عجينة الخميرة. يمكن وضع قطرة صغيرة من الخميرة المخفف في الماء على سطح الطعام تعزيز وضع البيض. وبدلا من بيكر خميرة عجينة، وحامض الخليك 20٪ (AcOH) (سيغما الدريتش، سويسرا A6283-100ML) يمكن استخدامها. لهذا، وتراجع غيض من Q-تلميح على حل وانتشارها على السطح وجبة الذرة الغذاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الذباب الكبار (أربعة أيام على الأقل من العمر، ولكن لا يزيد عمرها عن عشرة أيام) في الذرة وجبة الغذاء قارورة. وضع ما يكفي من البالغين في كل قارورة من أجل الحصول على يرقات كافية لتكرار تفضيلاختبار عدة مرات، والسماح المقارنة الإحصائية. لالصلبان الجينية، ونحن عادة استخدام الحد الأدنى من 20 الإناث والذكور 5-10 في قارورة، ولكن بعض الخطوط تتطلب المزيد من الإناث للحصول على ذرية اليرقات كافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمح البالغين لوضع البيض لمدة 12 ساعة ونقلها إلى قارورة جديدة. يمكن نقل البالغين في الصباح والمساء. ونحن عادة نقل البالغين لمدة سبعة إلى عشرة أيام، وإذا لزم الأمر تأخذ البالغين الجديدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على مجموعات البيض تؤخذ كل 12 ساعة في الحاضنة والسماح تنمو اليرقات في 25 ° C، 12 ساعة ضوء 12 ساعة دورة الظلام والرطوبة 60٪. لاختبار مكونات الساعة البيولوجية للسلوك البصرية تمر اليرقات إلى ظلام مستمر (DD) 48 ساعة بعد جمع البيض (المقابلة لدورات مدتها ضوء الظلام). لهذا، استخدم حاضنة منفصلة من دون ضوء ولكن تبقى جميع الشروط الأخرى مثل درجة الحرارة والرطوبة متطابقة. تأكد من نقل قنينات إلى DD حاضنة فقط قبل التحول إلى مرحلة مظلمة. قبل أن ينتقل إلى قارورة عنوتوضع إيه حاضنة قارورة في صندوق من الورق المقوى أو التفاف قارورة مع رقائق الألومنيوم لمنع التعرض للضوء أثناء نقل (التعبئة والتغليف في صندوق من الورق المقوى أو التفاف الذي ينبغي القيام به خلال &quot;أضواء على مرحلة&quot; قبل التحول بين الحاضنات). منع الحيوانات من أي التعرض للضوء بعد هذه النقطة وحتى بداية التجارب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 4 أيام (84-108 ساعة من وضع البيض) جمع في وقت مبكر L3 (اليرقات التغذية) في نقاط زمنية لفحصها (انظر 4. اختبار تفضيل الضوء، نقطة. 4.4). </li></ol> 2. إعداد اختبار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء تجارب في غرفة مظلمة مع درجة حرارة ثابتة وظروف الرطوبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للحفاظ على اثنين من الأرباع طبق بيتري في الظلام، تغطية غطاء مع الشريط الأسود ورقائق الألومنيوم. من أجل القيام بذلك، بمناسبة وسط محيط الغطاء. أيضا علامة أربع نقاط في الحدود من الغطاء مع 90 درجة من الفصل بينهم. لجعله أسهل، رسم 20 سم مربع مقسمة في أربعة أجزاء 10 سم على طولورقة من الورق أو مع مساعدة من جهاز الكمبيوتر. قطع 10 سم الساحات من رقائق الألومنيوم والشريط الأسود (الشكل 1A). تغطية اثنين من الأرباع المعاكس من قبل الإلتصاق مربع من رقائق الألومنيوم، والطبقة الأولى وشريط أسود يغطي عليه، وتوخي الحذر ليشمل أيضا الحدود من الغطاء. في الماضي كانت تستخدم شكلين مختلفين قليلا من هذه المقايسات. نحن هنا استخدام &quot;ربع لوحة&quot; الفحص، التي تنقسم طبق بيتري في أربعة أرباع متساوية 10. في البديل &quot;نصف لوحة&quot; مقايسة ينقسم طبق بيتري نصف (نصف تتعرض للضوء، ونصف في الظلام) 1،7،8. حتى اليوم تم نشر عدم وجود فروق ذات دلالة إحصائية بين المقايسات اثنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الغراء ورقة رباعي مثل تلك المستخدمة لوسم الأغطية الحق تحت مصدر الضوء على الطاولة. بمناسبة محيط من طبق بيتري تركزت على تقاطع الأرباع. استخدام علامات كمرجع لوضع لوحة اختبار دائما في نفس الموقف تحت مصدر الضوء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تثبيتمصباح، إما بسيطة لمبة الضوء الأبيض (فيليبس، Softtone 5W) أو مصباح LED (LED مصباح، 80012 الأبيض، أوسرام) فوق طبق بيتري مع مساعدة من موقف الدعم الحديد (فيشر العلمية، S47808). ضبط ارتفاع في هذه الطريقة أن لوحة الاختبار كله مضاءة متجانس. ونحن نوصي بشدة استخدام مصابيح LED لأنها تنبعث منها موجات أكثر تحديدا من المصابيح التقليدية. وعلاوة على ذلك المصابيح تنبعث منها حرارة أقل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط شدة الضوء مع مساعدة من مقياس ضوئي (البيئة متر PCE EM882). لتحقيق كثافة الضوء المطلوب من 350-760 لوكس، نقل مصباح أعلى أو لأسفل على النحو المطلوب. توصيل مصباح إلى مصدر طاقة قابل للتعديل يعطي مزيدا من المرونة لتغيير شدة دون تحريك مصباح (1B الشكل). </li></ol> 3. لوحات إعداد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 200 مل من 2.5٪ أجار (سيغما الدريخ، سويسرا A5093-500G) مع الماء المقطر مزدوجة (ميليبور). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع أطباق بتري على طاولة (90 ملم قطر؛غرينر بيو واحدة محدودة، 4550 Kremsmeinster، النمسا) في الصفوف للسماح صب الساخنة الاغاروز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غلي الاغاروز في الميكروويف حتى الحل هو شفاف تماما والسوائل. تأكد من أن المحلول السائل لا يحتوي على فقاعات. تنبيه: النقل بعناية الى طاولة المفاوضات لأن الحل يمكن أن تكون ساخنة جدا! </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب الساخنة الاغاروز في أطباق بتري حتى يتم تغطية السطح كله متجانس مع طبقة رقيقة من الحل، عن اثنين أو ثلاثة ملليمترات ما يكفي. أن تكون سريعة لمنع الاغاروز ترسيخ قبل طلاء جميع لوحات. السماح لوحات يبرد. تخزين لوحات في درجة حرارة الغرفة واستخدامها فقط في نفس اليوم من التحضير. </li></ol> 4. ضوء اختبار ميول <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العمل في ظل ظروف الضوء الأحمر في غرفة التجربة لمنع تأثير ضوء قبل الاختبار منذ ذبابة الفاكهة ليست قادرة على الاحساس الأطوال الموجية من الضوء الأحمر. استخدام لمبة الضوء الأحمر (فيليبس، PFE712E * 8) شنت في مصباح لإضاءة رانه مكان للعمل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على درجة حرارة من خلال كل التجارب عند 25 درجة مئوية. مراقبة درجة حرارة الغرفة عن طريق جهاز سخان أو التبريد إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأخذ بعض الطعام من قوارير تربى لدورات لمدة يومين تحت ظلام مستمر (من الباب 1). منذ اليرقات عادة ما يتم حفر على سطح المواد الغذائية، واتخاذ الطبقة العليا (حوالي 5 ملم العميق) مع مساعدة من ملعقة (فيشر العلمية، 14-373-25A). انتشار الطعام على الجانب الخارجي لغطاء طبق بتري، وإضافة بعض الماء وتخلط بلطف مع ملعقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع تغذية اليرقات L3 من الطعام. كما وسيتم اختبار تفضيل ضوء، واختيار فقط في وقت مبكر / التغذية L3 اليرقات أمر بالغ الأهمية نظرا لأنه أكد للانجذاب ضوئي سلبية. المرحوم / تجول L3 اليرقات أو يرقة كبيرة الزحف على الطعام يفترض تحولت بالفعل photobehavior بهم. ويمكن التعرف على تغذية اليرقات L3 (ضوئية سالبة) لأن الفتحات التنفسية الخاصة بهم الأمامية مفتوحة ويبرز إلى الخارج في شكل الإصبع تشبه. وشق الخلفيليالي لديها ثلاث فتحات لكل منهما، وأربع مجموعات من الشعر متفرعة كبير. الغدد اللعابية تمتد إلى الجزء الثاني البطن 11. انطلاق اليرقة تحت المجهر مريحة في حين عدم وجود ضوء أبيض ينبغي استخدامها. A مصباح الضوء الأحمر هو ضروري لإلقاء الضوء على يرقات إذا التدريج تحت المجهر مجسمة قبل مطلوب التجارب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل اليرقات لفترة وجيزة في ماء الصنبور، وجمع في وقت مبكر، تغذية اليرقات طور مرحلي الثالثة (لا يزال في الضوء الأحمر). قبل نقل اليرقات إلى لوحة الاختبار، واتخاذ اليرقات مع الرسام الرطب وامتصاص المياه الزائدة بعناية مع منشفة ورقية أو ورق الترشيح. لا تجف اليرقات بشكل مفرط للغاية لأنه يمكن أن يؤذي الحيوان والتأثير على سلوكها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام فرشاة الرسام الرطب بعناية نقل اليرقات إلى لوحات. وضع مجموعة من حوالي 30 اليرقات في وسط اللوحة. تغطية لوحة مع غطاء أعدت بالفعل مع الأرباع وتعيين لوحة تحت مصدر ضوء استعداد لتجربة (انظر ثانيةنشوئها 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشغيل مصباح الضوء الأبيض وبدء موقت. السماح لليرقة التحرك بحرية على لوحة لمدة 5 دقائق، ثم بسرعة إزالة الغطاء وحساب عدد اليرقات في الظلام والضوء في الأرباع. يمكن وسم موقف كل يرقة مع علامة تخفيف العد. وبدلا من التقاط صورة للوحة والاعتماد لاحقة. اليرقات تظهر تفضيل ضوء غير واضحة، مثل اليرقات الزحف على الجدران أو تختبئ في أجار ينبغي اعتبار تفضيل محايد ومجرد إدراجها في عدد من اليرقات عندما يتم حساب مؤشر تفضيل ضوء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد العد، وتجاهل لوحة مع اليرقات واستبدالها مع لوحة اختبار جديد للتجربة القادمة. جمع لوحات المستخدمة في كيس من البلاستيك الأوتوكلاف في وقت لاحق المناولة والتخلص منها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وبمجرد الانتهاء من إجراء عدد كاف من التجارب يمكن اختبار تركيب وراثى جديد. 10-15 المحاكمات في التركيب الوراثي كافية للتحليل. </li></ol> 5. s تحليل البياناتق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لراحة نقل البيانات إلى ورقة بيانات وإكسل (مايكروسوفت) أو المنشأ (معمل المنشأ) على جهاز كمبيوتر لمزيد من التحليل الإحصائي. ترتيب في عمود واحد على عدد من الحيوانات في الظلام، في العمود الثاني عدد الحيوانات في الأرباع ضوء وفي الثالث الكلي للحيوانات في لوحة (بما في ذلك اليرقات &quot;محايدة&quot;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب مؤشر تفضيل (PREF) للظلام لكل تجربة باستخدام الصيغة التالية: PREF (الظلام) = (عدد اليرقات في الظلام - عدد اليرقات في ضوء) / العدد الإجمالي لليرقات </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قارن إحصائيا مجموعة من البيانات مع تحليل المناسبة للمجموعات. هنا، ونحن نستخدم اختبار يلكوكسون لمقارنة إحصائية مجموعتين. اختبار ANOVA مع متعددة مقارنة لتوكي اللاحق يمكن أن يتم الاختبار، وإذا تم الوفاء افتراض التوزيع الطبيعي في مقارنة مجموعة متعددة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل الرسوم البيانية التي تظهر بوضوح مقارنات بين الخطوط والنقاط الزمنية على طول دورة يوم. Wه استخدام البرامج الأصلية (مختبر المنشأ) لاختبار دلالة إحصائية وتوليد الرسوم البيانية المناسبة، ولكن أي برنامج إحصائية أخرى يمكن أن تكون مفيدة. </li></ol>

<ol>
	<li>Sawin-McCormack, E. P., Sokolowski, M. B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+genetic+analysis+of+Drosophila+melanogaster+photobehavior+during+larval+development.">Characterization and genetic analysis of Drosophila melanogaster photobehavior during larval development.</a> J. Neurogenet. 10, 119-135 (1995).</li><li>Sprecher, S. G., Pichaud, F., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+and+larval+photoreceptors+use+different+mechanisms+to+specify+the+same+Rhodopsin+fates.">Adult and larval photoreceptors use different mechanisms to specify the same Rhodopsin fates.</a> Genes Dev. 21, 2182-2195 (2007).</li><li>Sprecher, S. G., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Switch+of+rhodopsin+expression+in+terminally+differentiated+Drosophila+sensory+neurons.">Switch of rhodopsin expression in terminally differentiated Drosophila sensory neurons.</a> Nature. 454, 533-537 (2008).</li><li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall.">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468, 921-926 (2010).</li><li>Diaz, N. N., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photoreceptors:+unconventional+ways+of+seeing.">Photoreceptors: unconventional ways of seeing.</a> Curr. Biol. 21, R25-R27 (2011).</li><li>Emery, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+CRY+is+a+deep+brain+circadian+photoreceptor.">Drosophila CRY is a deep brain circadian photoreceptor.</a> Neuron. 26, 493-504 (2000).</li><li>Mazzoni, E. O., Desplan, C., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+pacemaker+neurons+transmit+and+modulate+visual+information+to+control+a+rapid+behavioral+response.">Circadian pacemaker neurons transmit and modulate visual information to control a rapid behavioral response.</a> Neuron. 45, 293-300 (2005).</li><li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+visual+pathways+mediate+Drosophila+larval+light+avoidance+and+circadian+clock+entrainment.">Distinct visual pathways mediate Drosophila larval light avoidance and circadian clock entrainment.</a> J. Neurosci. 31, 6527-6534 (2011).</li><li>Gong, Z. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+Pairs+of+Neurons+in+the+Central+Brain+Control+Drosophila+Innate+Light+Preference.">Two Pairs of Neurons in the Central Brain Control Drosophila Innate Light Preference.</a> Science. 330, 499-502 (2010).</li><li>Lilly, M., Carlson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=smellblind:+a+gene+required+for+Drosophila+olfaction.">smellblind: a gene required for Drosophila olfaction.</a> Genetics. 124, 293-302 (1990).</li><li>Bodenstein, D., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+postembryonic+development+of+Drosophila.">The postembryonic development of Drosophila.</a> Biology of Drosophila. , 275-367 (1950).</li><li>Pittendrigh, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+systems:+Entrainment.">Circadian systems: Entrainment.</a> Biological Rhythms. 4 Handbook of Behavioral Neurobiology, 95-124 (1981).</li><li>Collins, B., Kane, E. A., Reeves, D. C., Akabas, M. H., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Balance+of+Activity+between+LN(v)s+and+Glutamatergic+Dorsal+Clock+Neurons+Promotes+Robust+Circadian+Rhythms+in+Drosophila.">Balance of Activity between LN(v)s and Glutamatergic Dorsal Clock Neurons Promotes Robust Circadian Rhythms in Drosophila.</a> Neuron. 74, 706-718 (2012).</li><li>Keene, A. C., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seeing+the+light:+photobehavior+in+fruit+fly+larvae.">Seeing the light: photobehavior in fruit fly larvae.</a> Trends Neurosci. 35, 104-110 (2012).</li><li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae.">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. 125, 921-929 (2011).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

اختبار تفضيل ضوء صفها يستفيد من photobehavior الفطرية اليرقات. مقايسة من السهل أن تنشئ، يسمح بالكثير من التكرار بتكلفة منخفضة وتوفر معلومات قيمة حول الاستشعار عن الضوء والمعالجة. النموذج التجريبي يسمح الكمي السريع نسبيا عن كيفية العديد من الأفراد يفضلون الضوء أو الظلام. ي...

هنا نحن تصف مقايسة السلوكية على أساس تفضيل اليرقات لمظلمة (أو الضوء). اليرقات تتفاعل مع استجابة قوية والنمطية سلبي ضوئي خلال مراحل تستخدم علفا (L1 إلى L3 في وقت مبكر) 1. ويهدف الفحص لتقييم السلوك رهاب الضوء من اليرقة ويقارن تفضيل الضوء أو الظلام لمجموعة من اليرقات تتحرك بحرية في طبق بتري المغلفة مع أجار. هذا الاختبار السلوكية يوفر معلومات حول حساسية، والتكامل والزمانية اللدونة من النظام البصري ليس فقط ذلك، فإنه يوفر المزيد من التلميحات حول كيفية التحكم في الحساسية للضوء وعملية من قبل نظام الساعة البيولوجية. ذبابة الفاكهة اليرقات العين (أيضا يطلق Bowlig الجهاز؛ BO)، هو الجهاز الرئيسي للضوء التصور. وتتكون كل عين من 12 مبصرات (PR)، وثمانية المستفيدين الرئيسيين تعبر عن rhodopsin6 حساسة الخضراء (RH6) وأربعة المستفيدين الرئيسيين تعبر عن rhodopsin5 حساسة الأزرق (RH5) 2،3. بالإضافة إلى المستفيدين الرئيسيين، ALSوقد تم تحديد فئة O IV الخلايا العصبية multidendritic، التي تغطي جدار الجسم اليرقات، للاستجابة لشدة الضوء الضارة 4،5. ومن المعروف أيضا أن الخلايا العصبية جهاز تنظيم ضربات القلب تقع في وسط الدماغ اليرقات تعبر عن ضوء حساسية البروتين Cryptochrome (صرخة) الذي يقوم بدور جوهري على مدار الساعة استشعار الضوء الأزرق داخل الدماغ 6،7. يثير الاهتمام والفضول photophobicity من الحيوانات البرية نوع يظهر عنصر الإيقاعية في نقاط زمنية مختلفة في أثناء النهار والليل عند اختبار مع هذا الاختبار. وأظهرت الردود على ضوء تستخدم علفا L3 يرقة photophobicity أقوى عند الفجر وعند الغسق photophobicity أقل عند اختباره لتفضيل ضوء الظلام 7. ومن المثير للاهتمام ومطلوبة فقط RH5-PRS لتجنب ضوء، في حين RH6-PRS يمكن الاستغناء عنها. تشارك كل من، RH5-PRS وRH6-PRS في إعادة عقارب الساعة الجزيئية التي كتبها ضوء 8. يجب تنسيق مسار صرخة مع مسارات الاستشعار الخفيفة الأخرى إلى تنسيق الإخراج السلوكية المناسبة فيمدار اليوم. أستيل في المستفيدين الرئيسيين يلعب دورا أساسيا في سلوك التهرب ضوء وكذلك الرائعة على مدار الساعة الجزيئية. حجب العصبي أستيل من المستفيدين الرئيسيين لتنظيم ضربات القلب الإيقاعية الخلايا العصبية يقلل من استجابة رهاب الضوء في ضوء الظلام تفضيل مقايسة 8. توظيف نفس الفحص، وقد تم تحديد اثنين من أزواج متماثلة من الخلايا العصبية في الآونة الأخيرة لتبديل تفضيل ضوء الطور اليرقي الثالث من ذبابة الفاكهة 9. هذه الأزواج اثنين من الخلايا العصبية يمكن أن تعمل خلال مراحل اليرقات في وقت متأخر، عندما ترك الحيوانات الطعام إلى يفترض إيجاد موقع pupariation المناسبة. ومع ذلك، فإن مسألة كيفية تفاعل المسارات البصرية والتحكم في سلوك اليرقات البصرية بطريقة الإيقاعية لا يزال لم يتم الرد عليها إلى حد كبير. مقايسة تفضيل ضوء يسمح مقارنات بين نقاط الوقت الإيقاعية، ويطير الخطوط والدولة الإيقاعية تحت ضوء مختلف الصفات. الفحص هو تحضيرها بسهولة وغير مكلفة وكانت مفيدة سابقا أنان عدة مختبرات لوصف ودراسة سلوك الضوء المستمدة في اليرقة.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Agar</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A5093-500G</td>
 <td>2.5%; Sigma-Aldrich, 9471 Buchs, Switzerland </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Petri dishes</td>
 <td>Greiner Bio-One GmbH</td>
 <td>633180</td>
 <td>90-mm diameter; Greiner Bio-One GmbH, 4550 Kremsmeinster, Austria</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>LEDs Lamp</td>
 <td>OSARAM </td>
 <td>80012 White</td>
 <td>LED lamp, 80012 White</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Environment Meter</td>
 <td>PCE</td>
 <td>PCE EM882</td>
 <td>Lux, Temp, RH%</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Thermostatic cabinet</td>
 <td>Aqua Lytic (Liebherr)</td>
 <td>ET636-6</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Light timer</td>
 <td>Timer T</td>
 <td>6185.104</td>
 <td>230V/50HZ (check specifications for your country)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Universal thermostat</td>
 <td>Conrad</td>
 <td>UT200</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Humidifier</td>
 <td>Boneco</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Balck tape</td>
 <td>Tesa</td>
 <td></td>
 <td>5 cm </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glue</td>
 <td>Uhu</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>lncubator lamp</td>
 <td>Phillips</td>
 <td>Softtone</td>
 <td>5W</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer clock</td>
 <td>Ziliss</td>
 <td></td>
 <td>Ziliss, Switzerland</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Excel Software</td>
 <td>Microsoft</td>
 <td></td>
 <td>Excel</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Origin Software 8.5</td>
 <td>OriginLab</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Backer Yeast</td>
 <td>Migros Switzerland</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iron support stand 17X28CM</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>S47808</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acetic acid</td>
 <td>Sigma Aldrich</td>
 <td>A6283-100ML</td>
 <td>20% acetic acid dilluted in H2O</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Red light lamp</td>
 <td>Phillips</td>
 <td>PFE712E*8C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spatula </td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>14-373-25A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Power supply</td>
 <td>EA</td>
 <td>EA PS 2042-06B</td>
 <td>Optional</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aluminium foil</td>
 <td>Prix Coop</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heater</td>
 <td>GOON</td>
 <td>NSB200C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microwave Oven</td>
 <td>Intertronic</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Standard corn meal fly food</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Destilled water </td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

light preference assay to study innate and circadian regulated photobehavior in drosophila larvae

أعمال خفيفة مثل إشارة البيئية للتحكم في سلوك الحيوان على مختلف المستويات. ويستخدم الجهاز العصبي اليرقات ذبابة الفاكهة كنموذج فريد للإجابة على الأسئلة الأساسية حول كيفية معالجة المعلومات الخفيفة ومشتركة بين السلوكيات السريع والإيقاعية. يرقات ذبابة الفاكهة عرض سلوك التهرب النمطية عند تعرضها للضوء. للتحقيق في التصرفات تعتمد على الضوء ويمكن تطبيق اختبارات بسيطة نسبيا تفضيل ضوء الظلام. في الفقاريات والمفصليات المسارات العصبية المشاركة في الاستشعار عن بعد ومعالجة المدخلات البصرية تتداخل جزئيا مع تلك معالجة المعلومات الإيقاعية ضوئي. مسألة رائعة لكيفية عمل نظام الاستشعار ضوء ونظام الساعة البيولوجية التفاعل للحفاظ على النواتج السلوكية تنسيق يبقى غير مستكشفة إلى حد كبير. ذبابة الفاكهة هو نموذج التأثير البيولوجي لنهج هذه الأسئلة، ويرجع ذلك إلى عدد صغير من الخلايا العصبية في الدماغ، ومدى توافر الأدوات الوراثية لmanipul العصبيةأوجه. وقدم ضوء الظلام مقايسة تفضيل يسمح التحقيق في مجموعة من السلوكيات البصرية بما في ذلك السيطرة الإيقاعية من انجذاب ضوئي.

بعد بروتوكول الموصوفة أعلاه، ونحن اختبار تفضيل ضوء الظلام في وقت مبكر ملعب اليرقات الثالثة من النوع البري كانتون-S تطير في اثنين من مختلف الأوقات الإيقاعية CT0 وCT12. وقد تربى البالغين 12 ساعة ضوء-12-HR الظلام وغادر لوضع البيض لمدة 12 ساعة. اليرقات تنمو في أول يومين في إطار نف...

Watch this Scientific Journal Video about Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae at JoVE.com

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

نحن هنا وصف اختبار تفضيل ضوء الظلام ليرقة ذبابة الفاكهة. ويوفر هذا الاختبار معلومات حول تنظيم الساعة البيولوجية الفطرية والضوء photobehavior الاستشعار عن بعد ومعالجة.

ضوء الفحص ميول لدراسة الساعة البيولوجية الفطرية وPhotobehavior الخاضعة للرقابة في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

light-preference-assay-to-study-innate-circadian-regulated

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

12.8K Views.  University of Fribourg. نحن هنا وصف اختبار تفضيل ضوء الظلام ليرقة ذبابة الفاكهة. ويوفر هذا الاختبار معلومات حول تنظيم الساعة البيولوجية الفطرية والضوء photobehavior الاستشعار عن بعد ومعالجة.

Video: Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

القبض على الليزر Microdissection ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية المحيطية

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

يعاير نشاط الحركي لدراسة ايقاعات كل يوم والمعلمات في النوم ذبابة الفاكهة</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Measuring Circadian and Acute Light Responses in Mice using Wheel Running Activity

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2. They are responsible for timing our sleep/wake cycles and hormone secretion. Since this timing is not precisely 24-hours, it is synchronized to the solar day by light input. This is accomplished via photic input from the retina to the suprachiasmatic nucleus (SCN) which serves as the master pacemaker synchronizing peripheral clocks in other regions of the brain and peripheral tissues to the environmental light dark cycle3-7. The alignment of rhythms to this environmental light dark cycle organizes particular physiological events to the correct temporal niche, which is crucial for survival8. For example, mice sleep during the day and are active at night. This ability to consolidate activity to either the light or dark portion of the day is referred to as circadian photoentrainment and requires light input to the circadian clock9. Activity of mice at night is robust particularly in the presence of a running wheel. Measuring this behavior is a minimally invasive method that can be used to evaluate the functionality of the circadian system as well as light input to this system. Methods that will covered here are used to examine the circadian clock, light input to this system, as well as the direct influence of light on wheel running behavior.

This article will review methods that can be used to determine circadian function and light responsiveness in mice.

قياس ردود الإيقاعية الخفيفة والحادة في الفئران باستخدام نشاط عجلة دوارة

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2.  They ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

طرق الفحص ذبابة الفاكهة سلوك

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

المحلية والعالمية طرق تقييم Nociception الحرارية في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

تصور في Proprioceptors<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات وشرانق

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

مشهي التعلم النقابي في الشم<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

طعم الفحص تفضيل الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

رواية الفحص لالباردة حس الألم في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. The molecular clock within each pacemaker neuron generates circadian rhythms in gene expression, which underlie the rhythmic neuronal functions essential to the operation of the circuit. Investigation of the properties of the individual molecular oscillators in different subclasses of pacemaker neurons and their interaction with neuronal signaling yields a better understanding of the circadian pacemaker circuit. Here, we present a time-lapse fluorescent microscopy approach developed to monitor the molecular clockwork in clock neurons of cultured Drosophila larval brain. This method allows the multi-day recording of the rhythms of genetically encoded fluorescent circadian reporters at single-cell resolution. This setup can be combined with pharmacological manipulations to closely analyze real-time response of the molecular clock to various compounds. Beyond circadian rhythms, this multipurpose method in combination with powerful Drosophila genetic techniques offers the possibility to study diverse neuronal or molecular processes in live brain tissue.

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The goal of this protocol is to establish ex vivo Drosophila larval brain culture optimized to monitor circadian molecular rhythms with long-term fluorescence time-lapse imaging. The application of this method to pharmacological assays is also discussed.

Fluorescence القرار خلية واحدة تعيش تصوير ساعات الإيقاعية المورفولوجية في الدماغ اليرقات الثقافة

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. ...