منحة الاستحقاق من وزارة شؤون المحاربين القدامى ومنحة T32-HL098062 من NHLBI من المعاهد الوطنية للصحة أيد هذا العمل. نود أن نعترف بامتنان نصيحة راندولف H. هاستينج، دكتوراه في الطب، دكتوراه والمشورة والدعم من الوحدة الطبية البيطرية في نظام الرعاية الصحية VA سان دييغو.

1. إعداد الحيوان <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على الفئران التي تكون أقدم من 8 أسابيع وأكثر من 20 غرام (الفئران الصغيرة يمكن مدخل أنبوب من قبل خبير). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خدر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن الفئران مع 20 مغ / كغ، كل، من الكيتامين وزيلازين الغشاء البريتونى باعتبارها سابقة للتخدير. (هذه الجرعة غير كافية لتخدير كامل الماوس، ولكن يسهل نقل آمنة، بعد التنبيب، إلى التهوية الميكانيكية.) ومع ذلك، وتعديل جرعات قد تكون ضرورية وفقا لاستجابة مخدر بالتشاور مع الطبيب البيطري المؤسسية.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لحث التخدير في الفئران مع 3.5٪ isoflurane و/ الأكسجين في غرفة الاستقراء ل90-120 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة معدل التنفس بعناية. ينبغي أن يتباطأ تدريجيا بما لا يقل عن 45 نبضة في الدقيقة. </li></ol></li></ol> 2. استعدادا لالتنبيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الماوس من غرفة تحريض والقفا بإحكام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط غرامة خففت لجنتلاي تمديد اللسان من الفم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على التمديد لسان من خلال عقد اللسان بين إصبعين واستخدام القوة لطيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب ما يصل الماوس على منظار من منظار الأذن مع الحركة العمودية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ننظر من خلال العين من منظار الأذن في حين scruffing بإحكام وسحب الماوس لأعلى برفق عن طريق اللسان والقفا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ننظر بعناية لالحبال الصوتية. ينبغي أن تكون مرئية بسهولة في هذا الوقت. وaditus الحنجرة (هيكل افتتاح الحنجرة) يجب أن تبدو بيضاء نسبيا. يجب أن يكون هناك تحرك من الحبال مع كل نفس. إذا كانت الحبال لا تتحرك أو هي تصور سيئة، وتناوب على الحيوان قليلا وhyperextend بلطف الرقبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع يدك المهيمنة، أمسك G 20، 1 في القسطرة، ويبلغ طوله 1 سم من أنابيب PE10 تمتد من خلال غيض من القسطرة، مثل قلم رصاص وأدخله في جانب من منظار. يخدم أنابيب PE بمثابة مرود أو موسع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توجيه TUBI PE10نانوغرام (مرود) من خلال الحبال الصوتية ودفع 20 G القسطرة (أنبوب القصبة الهوائية) خلال أنابيب PE حتى المحور هو في مستوى أقل القاطعة. إزالة هذا مرود بسرعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف اتخاذ الحيوان الخروج من منظار والتحقق من موقع أنبوب من خلال وضع الحيوان على جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي المستمر مع 2٪ isoflurane وللحفاظ على التخدير العام في كافة مراحل التجربة. تصور الهواء منتهية الصلاحية (فقاعات) يمر فخ اللمحة لتأكيد التنبيب. على الرغم من التنبيب المريء قد ينتج في عدد قليل من الفقاعات، فإنه لن يكون وضوحا كما يتفق أو كما هو الحال مع التنبيب الرغامي. أيضا، ومراقبة وتتبع الضغط الهوائي عن الانحرافات السلبية (الشكل 1). هذه تاكيد التنسيب المناسب من الأنبوب. بدلا من ذلك، ضع كمية صغيرة من الماء في الأنابيب الرابع وذلك لربط أنبوب ET. التحقق من الحركة من وإلى الفأر مع التنفس 2. في حالة التنبيب المريء، عوسوف تتبع ressure تكشف عن ضغوط أعلى بكثير ولا الانحرافات السلبية. على الرغم من أن نهاية المد CO 2 سيكون من المفيد، من الناحية الفنية هذا سيكون من الصعب جدا نظرا لكميات صغيرة المد (~ 200 ميكرولتر) والمعدات للقيام بذلك سيكون مكلفا جدا. تقنيات بسيطة وصفها كافية تماما وأقل تكلفة بكثير. إذا التخدير isoflurane وغير متوفرة، ويمكن إجراء جميع الإجراءات باستخدام الكيتامين 80-120 ملغ / كغ بالتزامن مع زيلازين 10-20 ملغ / كغ للتخدير العام. </li></ol> 3. تقنيات بديلة: تنظير الحنجرة المباشر مع تقنية منظار الأذن يتم استخدامها بسهولة لأغراض أخرى، أساسا لالمباشر تقطير من المواد دراسة في الرئة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لحث التخدير في الحيوانات مع isoflurane وحده لهذا الإجراء عند 3.5٪ لل90-120 ثانية في غرفة الاستقراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> القفا الحيوان بإحكام في قاعدة الجمجمة ويمتد اللسان بلطفمع ملقط غرامة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد اللسان برفق، وسحب الحيوان على التوالى بزيادة على منظار (معدلة) حتى لا يمكن سحب هذا الحيوان حتى أبعد من ذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحبال الصوتية يمكن تصور معظم الأحيان عن طريق هذه التقنية وحدها، ولكن تدوير الحيوان وتمديد فرط الرقبة لجعلها مرأى ومسمع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقدم ماصة هلام التحميل تحتوي على instillate إلى المزمار وغرس السوائل. لأن منظار يجعل الختم مع البلعوم السفلي الماوس سوف نضح أي السائل المتبقية التي لا تمر عبر الحبال. يتم التحقق من ذلك بسهولة rhonchorous الأصوات الماوس الآن يجعل التنفس حتى عندما يتم توزيع السوائل في الرئتين تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدلا من ذلك، قم بتوصيل PE10 أنابيب إلى حقنة 0.5 مل تحتوي على 50 ميكرولتر من السائل مع الهواء وراء بلعة السائل. دفع أنابيب PE بعناية من خلال الحبال الصوتية ل0.5 سم وتفريغ محتويات في مجرى الهواء ببطء. ومع ذلك، والصدمات النفسية في بعض الأحيان إلى انخفاض مجرى الهواء يحدث شيغني هذه التقنية دون تسليم أفضل من العينة. </li></ol>

<ol>
	<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy.">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).</li><li>Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+confirming+correct+endotracheal+intubation+in+mice.">A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).</li><li>Orebaugh, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Succinylcholine:+adverse+effects+and+alternatives+in+emergency+medicine.">Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine.</a> Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).</li><li>Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+cardiac+electrophysiology+studies+in+the+mouse.">In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse.</a> Circulation. 94, 2641-2648 (1996).</li><li>Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclosporin+A+attenuates+genetic+airway+hyperresponsiveness+in+mice+but+not+through+inhibition+of+CD4++or+CD8++T+cells.">Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).</li><li>Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+hyperresponsiveness+to+acetylcholine:+segregation+analysis+and+evidence+for+linkage+to+murine+chromosome+6.">Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Lab. 41, 128-135 (2007).</li><li>Boll, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+single-breath-hold+micro-computed+tomography+of+thoracic+and+abdominal+structures+in+mice+using+a+simplified+method+for+intubation.">High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation.</a> J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).</li><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>De Vleeschauwer, S. p. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+invasive+lung+function+measurements+in+intubated+mice:+an+approach+for+longitudinal+lung+research.">Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research.</a> Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).</li><li>Singer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left-sided+mouse+intubation:+description+and+evaluation.">Left-sided mouse intubation: description and evaluation.</a> Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).</li></ol>

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

في هذا التقرير وصفنا تقنية بسيطة وموثوق بها لالتنبيب الفئران التي هي nontraumatic ويمكن استخدامها مرارا وتكرارا في نفس الحيوان. هذه التقنية يمكن أن يتحقق مع مختبر بسيط أو المعدات الطبية التي يمكن شراؤها مقابل مبلغ متواضع. تقنية تنظير الحنجرة المباشر، وذكرت في الأصل من قبل...

وقد حل محل الماوس المختبر تقريبا جميع الأنواع كنموذج الثدييات الرئيسية لعلم الأحياء والبيولوجيا المرضية. الماوس المختبر هو أصغر أنواع الثدييات التي تم بشكل واضح وعلى نطاق واسع ثبت أن تكون ذات قيمة كنموذج للمرض الإنسان وأثبتت لا تقدر بثمن في التقدم من فهمنا للبيولوجيا الإنسان والمرض. وقد سمح الوقت الحمل قصيرة وأقل بكثير تكلفة تطوير ودراسة الفئران المعدلة وراثيا لاغية وكأداة شائعا في مجال البحوث الطبية الحيوية. ومع ذلك، فإن حجم الماوس المختبر متوسط ​​(20-25 ز) قد تقتصر دراستهم في الدراسات التي تعتمد من الناحية الفسيولوجية أو جراحيا، وبالتالي، بعض المحققين دراسة أنواع الثدييات الكبيرة. عائقا أمام استخدام الفئران في هذه الدراسات هو صعوبة التنبيب واجه مع تقنيات من شأنها أن تسمح القياسات الفسيولوجية أو الإجراءات الجراحية واسعة تحت التخدير العميق. القصبة الهوائية 1 قد تم استخدامها بوصفها الشركة المصرية للاتصالات الموحدةchnique بدلا من استخدام الأنابيب بسبب سهولة أكبر على أداء هذه التقنية والمهارة المطلوبة متواضعة. ومع ذلك، القصبة الهوائية ليست مواتية لدراسات جراحة المزمنة أو الإنعاش؛ وبالتالي، فإنه يقتصر على التجارب الحادة. القصبة الهوائية ويمكن أيضا أن يكون المتغير التباس في مجال البحوث التي التهاب أو ردود الفعل الفسيولوجية الحساسة مهمة. وقد حاولت مختبرنا معظم التقنيات التي وصفها المحققون أخرى وجدت أنها غير كافية لمجموعة متنوعة من الأسباب. القصبة الهوائية هي الصدمة جدا ويؤدي النزيف والتهاب الشعب الهوائية. أكثر من ذلك بكثير إشكالية هو أنه لا يمكن أن تتكرر عمليا. العديد من التقنيات موسع نسبيا والتي تتطلب استثمارات متواضعة في المعدات ليست موثوقة بما فيه الكفاية. تقنيات أخرى تتطلب معدات باهظة الثمن التي من الصعب تبرير دون معرفة ما إذا كانت المعدات ستعمل في تطبيق معين. وبالتالي، سعينا إلى تطوير تقنية nontraumatic أن هناك حاجة إلى أكثر رهان استثمارا متواضعا في المعدات المتخصصة، ويمكن تحقيق ذلك بسرعة وبشكل موثوق، ويمكن أن تتكرر في نماذج المزمنة، ويمكن استخدامها في أعداد كبيرة من الحيوانات. نحن هنا تقرير هذه التقنية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="706">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:411px;">Operating Otoscope Head</td>
			<td style="width:144px;">Welch Allyn</td>
			<td align="right" style="width:83px;">21700</td>
			<td style="width:69px;">&#160;$188.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Otoscope Handle</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">71000</td>
			<td>&#160;$112.20</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Reuseable Speculum</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">22002</td>
			<td>&#160;$ 3.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Fine Forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>18-779</td>
			<td>&#160;$107.18</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Small clamp stand to hold otoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Optional Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling)</td>
			<td>Summit Medical</td>
			<td></td>
			<td align="right">$3,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Flexivent (Animal Ventilator)</td>
			<td>SCIREQ</td>
			<td></td>
			<td align="right">$35,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Intravenous catheter (20 ga x 1 inch)</td>
			<td>BD</td>
			<td align="right">381233</td>
			<td>&#160;$&#160; 9.62</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft</td>
			<td>Intramedic, Clay-Adams</td>
			<td align="right">427401</td>
			<td>&#160;$115.70</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle)</td>
			<td>Butler</td>
			<td align="right">23061</td>
			<td>&#160;$10.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Xylazine (100 ml bottle)</td>
			<td>Vedco</td>
			<td align="right">24105</td>
			<td>&#160;$20.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane (250 ml bottle)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>&#160;$15.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">vecuronium bromide 10 mg/10 ml</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NDC 0069-0094-01</td>
			<td align="right">$15.00</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope

الفئران، سواء wildtype والمعدلة وراثيا، هي نموذج الثدييات الرئيسية في أبحاث الطب الحيوي حاليا. التنبيب والتهوية الميكانيكية اللازمة للتجارب الحيوانية كلها التي تتطلب عملية جراحية تحت التخدير العميق أو قياسات وظائف الرئة. وكانت القصبة الهوائية القياسية للتنبيب مجرى الهواء في هذه الفئران للسماح التهوية الميكانيكية. وقد تم الإبلاغ عن التنبيب فموي رغامي ولكن لم يتم استخدامه بنجاح في العديد من الدراسات بسبب صعوبة فنية كبيرة أو شرط لمعدات متخصصة للغاية ومكلفة. نحن هنا الإبلاغ عن تقنية تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن مزودة 2.0 مم المنظار وباستخدام قسطرة وريدية 20 G باعتبارها الأنبوب الرغامي. وقد استخدمنا هذه التقنية على نطاق واسع وموثوق بها إلى التنبيب وإجراء تقييمات دقيقة من وظائف الرئة في الفئران. وقد أثبتت هذه التقنية آمنة، مع عدم فقدان الحيوان أساسا في أيدي ذوي الخبرة. علاوة على ذلك، هذه التقنيةيمكن استخدامها للدراسات المتكررة من الفئران في النماذج المزمن.

التنبيب مع تقنية أعلاه هو موثوقة وسريعة. يتم التحقق من الموضع المناسب من الأنبوب الرغامي معظم بسهولة من خلال مراقبة محتدما الغاز منتهية الصلاحية من الطرف الزفير المغمور من الدارة التنفس الصناعي (عادة في فخ اللمحة) والانحرافات السلبية على الضغط الهوائي البحث عن المف?...

Watch this Scientific Journal Video about Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope at JoVE.com

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

وقد وضعنا طريقة بسيطة وموثوق بها، وغير مكلفة نسبيا لالتنبيب الرغامي في الفئران عن طريق تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن مع 2.0 مم المنظار. هذا الأسلوب هو ارضحي، ويمكن استخدامها لقياس المتكررة في التجارب المزمنة. نجد أنها متفوقة على القصبة الهوائية أو سبق وذكرت التقنيات غير الجراحية.

التنبيب الرغامي في الفئران<em&gt; عبر</em&gt; تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

endotracheal-intubation-mice-via-direct-laryngoscopy-using-an

Research

JoVE Journal

Medicine

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

30.8K Views.  VA San Diego Healthcare System.  وقد وضعنا طريقة بسيطة وموثوق بها، وغير مكلفة نسبيا لالتنبيب الرغامي في الفئران عن طريق تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن مع 2.0 مم المنظار. هذا الأسلوب هو ارضحي، ويمكن استخدامها لقياس المتكررة في التجارب المزمنة. نجد أنها متفوقة ع?...

Video: Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Using Quantitative Real-time PCR to Determine Donor Cell Engraftment in a Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Model

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules that regulate HSCs. In these transplant model systems, the function of HSCs is determined by the ability of these cells to engraft and reconstitute lethally irradiated recipient mice. Commonly, the donor cell contribution/engraftment is measured by antibodies to donor- specific cell surface proteins using flow cytometry. However, this method heavily depends on the specificity and the ability of the cell surface marker to differentiate donor-derived cells from recipient-originated cells, which may not be available for all mouse strains. Considering the various backgrounds of genetically modified mouse strains in the market, this cell surface/ flow cytometry-based method has significant limitations especially in mouse strains that lack well-defined surface markers to separate donor cells from congenic recipient cells. Here, we reported a PCR-based technique to determine donor cell engraftment/contribution in transplant recipient mice. We transplanted male donor bone marrow HSCs to lethally irradiated congenic female mice. Peripheral blood samples were collected at different time points post transplantation. Bone marrow samples were obtained at the end of the experiments. Genomic DNA was isolated and the Y chromosome specific gene, Zfy1, was amplified using quantitative Real time PCR. The engraftment of male donor-derived cells in the female recipient mice was calculated against standard curve with known percentage of male vs. female DNAs. Bcl2 was used as a reference gene to normalize the total DNA amount. Our data suggested that this approach reliably determines donor cell engraftment and provides a useful, yet simple method in measuring hematopoietic cell reconstitution in murine bone marrow transplantation models. Our method can be routinely performed in most laboratories because no costly equipment such as flow cytometry is required.

Determining donor cell engraftment presents a challenge in mouse bone marrow transplant models that lack well-defined phenotypical markers. We described a methodology to quantify male donor cell engraftment in female transplant recipient mice. This method can be used in all mouse strains for the study of HSC functions.

باستخدام الكمي في الوقت الحقيقي PCR لتحديد الجهات المانحة Engraftment خلية في التنافسية نموذج الفئران زرع نخاع العظم

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

طريقة بسيطة لتركيب الانبوبة الرئة ماوس

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high molecular weight compounds from the bloodstream and into brain tissue. Some direct delivery success in humans has been achieved via implantation of transcranial catheters; however this method is highly invasive and associated with numerous complications. A less invasive alternative would be to dose the brain through a surgically implanted, semipermeable membrane such as the nasal mucosa that is used to repair skull base defects following endoscopic transnasal tumor removal surgery in humans. Drug transfer though this membrane would effectively bypass the BBB and diffuse directly into the brain and cerebrospinal fluid. Inspired by this approach, a surgical approach in mice was developed that uses a donor septal mucosal membrane engrafted over an extracranial surgical BBB defect. This model has been shown to effectively allow the passage of high molecular weight compounds into the brain. Since numerous drug candidates are incapable of crossing the BBB, this model is valuable for performing preclinical testing of novel therapies for neurological and psychiatric diseases.

A mouse model of human endoscopic skull base reconstruction has been developed that creates a semipermeable interface between the brain and nose using nasal mucosal grafts. This method allows researchers to study delivery to the central nervous system of high molecular weight therapeutics which are otherwise excluded by the blood-brain barrier when administered systemically.

منتبذ المخاطي Engrafting إجراءات تسليم المخدرات مباشرة الى المخ في الفئران

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

افضل طريقة لرابيد تنبيب القصبة الهوائية في الفئران

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

إحداث إصابات الرئة الحادة في الفئران عن طريق التبيل المباشر للكيس الشحمي داخل الرغامى

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

التنبيب المتكرر للأوتراكشفاء في الفئران

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

التنابيب Endotracheal الأعمى في الأرانب حديثي الولادة

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research field. Accumulation of drugs in certain organs may give rise to adverse and unwanted effects, depending on the nature of injectate. To minimize spillover and/or accumulation in other tissues, the herein described method directs the formulation into the renal artery bloodstream by inserting a catheter in the infra renal aorta, just below where it branches into the renal artery, resulting in the kidney as first reached organ and distributing of formulation throughout the kidney.
This manuscript provides a detailed description of the method, as well as its challenges and difficulties. It guides the experimenter to become skillful with this type of microsurgery that requires accuracy under sterile conditions. Speed is crucial for minimizing the ischemia and practicing the procedure will increase the chance of successful injections without adverse effects. By modulating the time between injection and reperfusion as well as the injected volume, the risk of spillover to other organs is mitigated. 
Note that this technique is suitable for single dosing strategies.

This manuscript describes a method for targeted delivery to a single kidney via a catheter placed in the infrarenal abdominal aorta in the mouse.

توصيل الأدوية مباشرة إلى الكلى عبر الشريان الكلوي

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

التنبيب الرغامي باستخدام منظار التنبيب المرن كنموذج موحد لإدارة مجرى الهواء الآمن في الخنازير

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

<meta charset="utf8"></head><body>بروتوكول التنبيب الرغامي القائم على بضع القصبة الهوائية لنماذج الفئران غير الناجية

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>التنبيب الرغامي عن طريق بضع القصبة الهوائية وبضع الصدر اللاحق في الفئران لتطبيقات عدم البقاء على قيد الحياة

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

التنبيب الرغامي عن طريق بضع القصبة الهوائية وبضع الصدر اللاحق في الفئران لتطبيقات عدم البقاء على قيد الحياة

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...