بدعم من المعاهد الوطنية للصحة HL-10342.

1. التحضير لإجراء يجب على المرء أولا الحصول على وإعداد العناصر التالية: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وقنية. للالتنبيب من الفئران ز 20-35، نستخدم 1 بوصة أو 1.5 الطويل، 20 قسطرة IV قياس (BD Insylte، سباركس، MD أو Optiva Jelco، كارلسباد، كاليفورنيا). ويمكن استخدام قسطرة جديدة معقمة في كل الماوس، ولكن يمكن أيضا القسطرة إعادة استخدامها بعد التعقيم عن طريق نقع في الايثانول 70٪ بين عشية وضحاها. على الرغم من أن أيا من البلعوم ولا القصبة الهوائية من الفأرة عاقر إجراءات النظافة السليمة، بما في ذلك استخدام القفازات المعقمة والأدوات، ينبغي اتباعها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كابل الالياف البصرية. نحن نستخدم ≈ 70 سم من الكابلات البصرية 0،5 مم من ادموند البصريات، ولكن طول ليست حرجة. من المهم للتأكد من الألياف وسهلت لها حافة، منذ بعد قطع الكبل طول بشفرة الحلاقة، يتم ترك حافة حادة نسبيا، وأنها لا تأخذ الكثير من الجهد لاختراق الجدار القصبة الهوائية. ومع ذلك، فإنه طمن السهل جدا لتسهيل هذه الحافة من خلال عقد الألياف حوالي 2 سم من نهاية، وجعل دوائر صغيرة ثم لبضع ثوان مع حواف من طرف لمس قطعة ورق الصنفرة من 1،000 الحصباء (انظر الفيديو مظاهرة في الشكل و1 من ماكدونالد، وآخرون 10). يتم إدراج الطرف الآخر من خلال سدادة مطاطية. هو الأكثر بسهولة تحقيق ذلك عن طريق دفع الإبرة أولا 18-قياس من خلال سدادة، إدراج الألياف البصرية من خلال تحمل الإبرة، ثم سحب الإبرة. توصيل سدادة مطاطية لمصدر ضوء الهالوجين 150 واط (مثل NCL-150، فولبي الولايات المتحدة الأمريكية، أو أي مصدر آخر أو الضوء، حتى أقل من 150 واط). من المهم التأكد من استخدام سدادة مصنوعة من مطاط السيليكون (أو غيرها من المواد المقاومة للحرارة)، منذ المطاط أو الفلين العادية قد تحرق عندما تقع على مقربة من مصدر ضوء الساخنة. </li></ol> 2. أداء تنبيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أنظر الشكلين 1 و 2. إدراج كابل الألياف البصرية رhrough قطعة قصيرة من أنابيب مطاط السيليكون (≈ 0.8 مم × 4 مم ID OD، كول بالمر، EW-96410-13). ربط هذا الأنبوب المطاطي ضيق إلى حد ما، في حين لا يزال يسمح ليتم ضبط كابلات الالياف البصرية. إدخال أنابيب السيليكون بشكل مريح في نهاية الأنبوب للقنية يحدد موقف كابلات الالياف البصرية في داخل قنية. ضبط موضع كابل الالياف البصرية بحيث يمتد من خلال قنية 4 مم ≈ أمام الطرف قنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على تخدير الدعم العمودي، علقت من قبل القواطع العلوية في (الشكل 3). معظم المحققين العثور على أفضل التصور مع الجانب البطني من الفأرة التي تواجه أنفسهم. سحب بلطف جدا من اللسان وعقد مع الإبهام والسبابة. يتم وضع الإصبع الأوسط بين الرقبة والدعم من البلاستيك. يتم استخدام الجر على اللسان مع السبابة والإبهام لفتح الفم، وتصويب المسار التنبيب، يتم ضبط زاوية الرأس مع الاصبع الأوسط خلف الرقبةهو موضح في الشكل 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام كابل الألياف البصرية كمصدر الضوء والتعريف، ودفع من خلال الحبال الصوتية والمرئية. إذا كانت الحبال تكون غير مرئية، وسحب بلطف أصعب على اللسان باستخدام الاصبع الوسطى والدعم. عند إدراجها، دفع ≈ 5 مم قنية أخرى. ثم، ويجري حريصا جدا على ألا نقل قنية، سحب كابلات الألياف البصرية. تقع أسفل الماوس وتأمين قنية مع قطعة من الشريط ودعم مركز قنية على قطعة من البلاستيسين (النمذجة الطين)، كما هو مبين في الشكل 4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا يمكن إجراء في الخطوة 3 أن تدرس بسهولة أو حتى تظاهر، لأنها عملية منفردة. ومع ذلك، تعديلات خفية من الجر على لسان والدعم خلف الرأس تقريبا كل الذين يحاولون هذا سرعان ما تجد الطريق الصحيح لوضع الماوس على تصور الحبال الصوتية. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion.">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li><li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing.">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930 (2007).</li></ol>

أي من الكتاب لديها أي تضارب في المصالح للكشف.

الإجراءات الموصوفة هنا ديها العديد من المزايا. أول جهاز بسيط وغير مكلف نسبيا .. تلفيق جهاز لا يتطلب أي أدوات خاصة أو معدات مكلفة. استخدام قسطرة يدخل هذا هو أيضا مصدر الضوء يعني أن واحدا لم يفقد البصر لفتح القصبة الهوائية كما تقترب من جهة التعريف افتتاح القصبة الهوائية....

في عام 1999، نشرت براون وآخرون ورقة تصف طريقة لإدخال أنبوب في الرئة الماوس 1. مثل هذا الأسلوب له فائدة كبيرة في القيام وظيفة تكرار الرئوي أو غسل القصبات في الفئران الفردية في الدراسات الطولية 2. منذ تلك الورقة الأصلية، كانت هناك العديد من الأوراق الأخرى التي وصفت نهج مختلفة لالتنبيب الماوس 3-9. في حين يمكن استخدام جميع هذه الأساليب بنجاح، فإنها تتطلب عادة التدريب أو تكلفة كبيرة. واحدة من القضايا الرئيسية مع التنبيب هو أن مثل هذه مع اقتراب قنية التنبيب يقترب من القصبة الهوائية المعلقة الإدراج، وقنية نفسه يمنع الضوء، وبالتالي تصور حيث يجب ان يرحل. وهكذا، فإن الإدراج يصبح أعمى في الوقت الأكثر حرجا. في هذه الورقة نعرض كيفية ببساطة وبتكلفة زهيدة القضاء على هذه المشكلة التصور، وبالتالي ضمان التنبيب ناجحة مع قليل من التدريب أو نسبياالخبرة.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> مادة </td><td> شركة </td><td> كتالوج # </td><td> تعليق </td></tr><tr><td> التنبيب قنية </td><td> BD Insylte، سباركس، MD أو Jelco Optiva، كارلسباد، CA </td><td></td><td> 1-فيه لمدة 20 عيار الوريد (IV) القسطرة </td></tr><tr><td> كابلات الألياف البصرية </td><td> ادموند البصريات، بارينغتون، NJ </td><td> # NT02-542 </td><td> ما يقرب من 2 قدم طول 0.5 ملم الألياف الضوئية (الألياف البلاستيكية الصف الاتصالات). وينبغي على حافة نهاية الألياف التي يتم إدراجها في القصبة الهوائية تقريب بلطف من خلال عقد الألياف ≈ 2 سم من النهاية ثم جعل دوائر صغيرة أثناء سحب تلميح لبضع ثوان على 1،000 ورقة حصى إيموري. </td></tr><tr><td> ضوء المصدر </td><td> فولبي </td><td> NCL-150 </td><td> على الرغم من أننا استخدام ضوء الهالوجين 150-W مصدر، أي مصدر ضوء ما يعادلها، حتى مع القوة الكهربائية أقل بكثيريمكن استخدامها. </td></tr><tr><td> سيليكون المطاط سدادة </td><td></td><td></td><td> A سدادة مطاطية رقم 1 سيليكون يناسب مصدر الضوء المستخدمة في هذه المظاهرة. قد مصادر الضوء المختلفة تتطلب حجم مختلف. </td></tr><tr><td> أنبوب المطاط سيليكون صغيرة </td><td> كول بالمر </td><td> EW-96410-13 </td><td> A ≈ قطعة الطول 1.5 من أنابيب مطاط السيليكون (0.8 القطر الداخلي، القطر الخارجي 4 مم) </td></tr><tr><td> الزاوية دعم موقف </td><td></td><td></td><td> وconstucted لنا من زجاج شبكي، ولكن يمكن استخدام أي مواد التي يمكن اضافته للمواضيع أو الأسلاك لعقد الماوس في زاوية عمودية تقريبا. </td></tr></tbody></table>

a simple method of mouse lung intubation

ومن شأن إجراء بسيط لينبب الفئران لقياس وظائف الرئة لديها مزايا عديدة في دراسات طولية مع عدد محدود من الحيوانات أو باهظة الثمن. واحدة من الأسباب التي لم يتم ذلك بشكل روتيني أكثر هو أنه من الصعب نسبيا، على الرغم من كونه هناك العديد من الدراسات المنشورة التي تصف طرق لتحقيق ذلك. في هذه الورقة نبين إجراء من شأنه أن يزيل واحدة من العقبات الرئيسية المرتبطة بهذا التنبيب، وذلك من خلال القصبة الهوائية تصور طوال الوقت من التنبيب. النهج يستخدم 0.5 مم مصدر الضوء الالياف البصرية التي تعد بمثابة التعريف لتوجيه قنية التنبيب إلى القصبة الهوائية الماوس. ونحن تبين أنه من الممكن استخدام هذا الإجراء لقياس ميكانيكا الرئة في الفئران الفردية على دورة زمنية لا تقل عن عدة أسابيع. يمكن تعيين هذه التقنية مع حساب قليلة نسبيا والخبرة، ويمكن أن يتحقق بشكل روتيني مع قليل من التدريب نسبيا. وهذا ينبغي أن ماكه من الممكن لأي مختبر لإجراء روتيني من هذا التنبيب، مما يسمح الدراسات الطولية في الفئران الفردية، وبالتالي تقليل عدد الفئران اللازمة وزيادة القدرة الإحصائية باستخدام الماوس كما كل ايقاعه.

كما تقييما لطريقة مستخدمة لدينا أربعة القديمة ذكر 20 الاسبوع BALB / ج الفئران مع الوزن المتوسط ​​(± SEM) قدره 27.7 ± 0.40 غرام. ودرسوا على خمسة أسابيع متتالية، حيث تم قياس المقاومة الرئة باستخدام نظام كما هو موضح سابقا 11. كان كل تخدير الماوس مع الكيتامين (100 ميكروغرام / BW ز...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Method of Mouse Lung Intubation at JoVE.com

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

وتصف هذه الورقة طريقة striaghforward وكفاءة تنبيب الفئران لقياس وظائف الرئة أو تقطير الرئوي، التي تسمح للفئران لاسترداد ويكون درس في أوقات لاحقة. الإجراء ينطوي على مصدر الضوء غير مكلفة الالياف البصرية الذي ينير مباشرة القصبة الهوائية.

طريقة بسيطة لتركيب الانبوبة الرئة ماوس

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Research

JoVE Journal

Medicine

50.6K Views.  Johns Hopkins Bloomberg School of Public Health. وتصف هذه الورقة طريقة striaghforward وكفاءة تنبيب الفئران لقياس وظائف الرئة أو تقطير الرئوي، التي تسمح للفئران لاسترداد ويكون درس في أوقات لاحقة. الإجراء ينطوي على مصدر الضوء غير مكلفة الالياف البصرية الذي ينير مباشرة القصبة الهوائية.

Video: A Simple Method of Mouse Lung Intubation

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

التنبيب الرغامي في الفئران<em&gt; عبر</em&gt; تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

موسع داخل الرغامى التنبيب لدراسة علم الأمراض وعلم وظائف الأعضاء من الرئة ماوس

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

A عكسية ، غير الغازية طريقة لقياس مقاومة مجرى الهواء وأخذ عينات السوائل غسل القصبات في الفئران

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biology

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

بوساطة التنبيب داخل الرغامى (IMIT) تقطير: وموسع والرئة محدد نظام تسليم

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

تقطير والتثبيت طرق مفيدة في الرئة ماوس لأبحاث السرطان

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

افضل طريقة لرابيد تنبيب القصبة الهوائية في الفئران

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

الإدارة داخل الشعب الهوائية مباشرة لتحسين ترسب عامل انتقائي داخل الرئة الماوس

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

نموذج فأر للتنبيب الرغامي وجراحة نقص تروية الرئة المهواة

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Immunology and Infection

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

التنبيب المتكرر للأوتراكشفاء في الفئران

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of acute lung injury or acute inflammation. The current most commonly used methods in acute lung injury mouse models are an intraperitoneal injection of LPS and tracheostomy for the tracheal infusion of LPS. However, the former method lacks lung targeting and damages other organs, and the latter method induces operative trauma, infection risk, and a low survival rate. Here, we recommend a noninvasive oropharyngeal endotracheal intubation method for LPS instillation in mice. In this method, LPS is noninvasively introduced into the trachea through the oropharyngeal cavity to be instilled into the lung with the help of an apparatus for endotracheal intubation. This method not only assures lung targeting but also avoids damage and the risk of death in the animals. We expect that this approach will become widely used in the field of acute lung injury.

Here, we propose a protocol for intratracheal lipopolysaccharide (LPS) delivery via noninvasive oropharyngeal endotracheal intubation. This method minimizes the trauma of the surgical procedure for the animal and accurately delivers LPS to the trachea and then to the lungs.

تقطير عديد السكاريد الدهني داخل القصبة الهوائية غير الباضع في الفئران

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of ...