Name: an improved method for rapid intubation of the trachea in mice
Uploaded: 2016-02-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice at JoVE.com

الكتاب أشكر براين جونسون علم الأنسجة والتصوير الأساسية في جامعة واشنطن للمساعدة في تلطيخ ثلاثي الألوان والتحليل. وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح HL098067 وHL089455.

وقد وافقت اللجان المؤسسية رعاية الحيوان واستخدام (IACUC) في جامعة واشنطن وسيناي الطبي مركز العمل الحيوان اللازم لهذه الدراسات. 1. إعداد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم كل من ملقط نهاية حادة والأوتوكلاف خافضة عبر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام خزانة السلامة البيولوجية، وإعداد مخزون عمل بلم في برنامج تلفزيوني من مسحوق مجفف بالتجميد. يصوتن الحل لمدة 10 دقيقة في 35 كيلوهرتز لضمان حتى الاختلاط. ملاحظة: ينصح الحجم الكلي يتراوح بين 30 و 45 ميكرولتر لمنع الاختلاف pipetting لفي نهاية منخفضة، والاختناق مع كميات أكبر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد مساحة العمل النظيفة التي تضم حوالي 1 م 2 لإجراء العملية نفسها، وكذلك المواقع المخصصة لأقفاص قبل وبعد العملية على حد سواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح قاعدة في مجلس الإجراء على مقاعد البدلاء على الفور أمام الباحث من خلال وضع 2 أو 3 شرائح من الشريط مختبر عبر قاعدة وunderlيينغ مقاعد البدلاء. انظر الشكل 1 لمزيد من مواصفات على خلق لوحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعادل طول واحد من حجم 4.0 خيوط الجروح بين المسمارين المواقع من مجلس الإجراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توليد مقياس التنفس مؤقت عن طريق إزالة والتخلص من المكبس من ثلاثة 1 مل الحقن، وإيداع 60 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني في الجزء العلوي من كل برميل لتشكيل ختم محكم. تأمين مركز القسطرة فضفاضة إلى واحدة من الحقن ووضعه على جانب واحد من مجلس الإدارة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح 300 ميكرولتر من الهواء إلى حقنة 1 مل ووضعه على جانب واحد من مجلس الإدارة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع قطعة إضافية من الشريط حوالي 6 بوصات في الطول، ومكان لجانب واحد. وسوف تستخدم هذه لتأمين الحيوان إلى المجلس في الخطوة 2.4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انشاء غرفة الأيزوفلورين. إرفاق O 2، الأيزوفلورين، والفراغ إلى الموانئ المناسبة على كل من غرفة التعرض والفراغ التخليص. بدلا من ذلك، إدارة مخدر في الأيزوفلورين متوافق مع البيولوجيةمجلس الوزراء السلامة. </li></ol> 2. التنبيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس مع isoflurane في غرفة حتى يفقد وعيه والتنفس يتباطأ إلى المعدل المناسب. ويشمل التعرض نموذجي 4٪ الأيزوفلورين و 2٪ O 2 لمدة 3 إلى 4 دقائق، والنتيجة المثالية هي 2-2،5 دقيقة من التخدير. وهذا يتوافق مع معدل التنفس من 1 التنفس كل ثانية 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أثناء انتظار التخدير لوضع في، نضح ما بين 30 و 45 ميكرولتر من بلم في pipettor ومكان لجانب واحد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما تصبح جاهزة، تعليق الماوس مخدرا بواسطة القواطع العلوية من موضوع تعلق على مسامير المواقع من منصة الإجراء. تأكد من أن ظهر الحيوان شقة تقع ضد سطح المنصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> والحرص على عدم تقييد التهوية، ضع قطعة من الشريط فضفاضة عبر (الذيلية) الجزء السفلي من التجويف الصدري، وذلك فوق الحجاب الحاجز. وينبغي أن يكون وضع ما يكفي من ضيق للحفاظ على التوافق السليم خلال بروكedure، ولكن ليس ضيق بحيث أنه يحد من التنفس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على إضاءة ما بين 80٪ و كثافة 100٪ وتوجيه معقوفة بحيث يكون 1-2 سم من سطح الجلد، قرب الضفيرة الشمسية. فحص دوري غيض من معقوفة للحرارة للتأكد من أنه لا تجرح الماوس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يقف وراء المنصة، استخدام معقم، ملقط نهاية حادة لتحديد اللسان. الحرص على تجنب القواطع السفلية، بلطف قبضة ورسم اللسان من تجويف الفم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استعمال اليد المتبقية، إدراج خافضة واستخدامها لتسطيح اللسان ضد الكلمة من تجويف الفم. الافراج عن ملقط، ولكن ترك خافضة في مكان لالخطوتين التاليتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توجيه الضوء بحيث القصبة الهوائية مرئيا من خلال توجيه معقوفة بشكل قريب من مستوى الضفيرة الشمسية حتى تصل إلى مستوى القصبات mainstem. ملاحظة: القصبة الهوائية يمكن تمييزها بسهولة عن طريق عمل التنفس، مبادرة الخوذ البيضاءالفصل يسبب الضوء المنبعث أن تتقلب في كثافة. عند وضعه بشكل صحيح، وهذا الهيكل أن يكون ملحوظ في الطائرة المحورية كما دبوس في موقع مركزي الضوء مع الإضاءة المحيطة الحد الأدنى في تجويف الفم نفسه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> زاوية الحقنة بحيث يتبع مسار الطبيعي للالقصبة الهوائية، وخفض القسطرة طرف 22-G، مع حقنة المرفقة التي تحتوي على الحبرية، مباشرة في التجويف. ستبدأ فقاعة برنامج تلفزيوني لترتفع وتنخفض مع كل نفس على وضع ناجحة. ملاحظة: قد يتم تأخير هذا الإجراء من قبل عدة ثوان نتيجة التخدير العميق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغذية القسطرة في 5 ملم إضافية. إزالة خافض اللسان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحول المحقنة إلى الجانب المعاكس، والتي تجتاح المحور، وإزالة بلطف الحقنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إيداع ما بين 30 و 45 ميكرولتر من بلم في وسط المناطق الداخلية من مركز القسطرة، ونعلق الحقنة الثانية والاستغناء 300 ميكرولتر من الهواء إلى المركز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبدال الثانيةالمحاقن مع تحتوي على أول فقاعة من برنامج تلفزيوني. سيستمر فقاعة لترتفع وتنخفض إذا كان قد تم إجراء العملية بنجاح. </li></ol> العناية 3. بعد الإجرائية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة القسطرة والشريط، ووضع الحيوان في مكان دافئ جاف حتى يستعيد وعيه - عادة في غضون بضع دقائق. </li></ol>

<ol>
	<li>Hyde, D. M., Hamid, Q., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy,+pathology,+and+physiology+of+the+tracheobronchial+tree:+emphasis+on+the+distal+airways.">Anatomy, pathology, and physiology of the tracheobronchial tree: emphasis on the distal airways.</a> J Allergy Clin Immunol. 124, S72-S77 (2009).</li><li>Rosenthal, N., Brown, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+ascending:+perspectives+for+human-disease+models.">The mouse ascending: perspectives for human-disease models.</a> Nat Cell Biol. 9, 993-999 (2007).</li><li>Peters, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+as+a+model+for+human+biology:+a+resource+guide+for+complex+trait+analysis.">The mouse as a model for human biology: a resource guide for complex trait analysis.</a> Nat Rev Genet. 8, 58-69 (2007).</li><li>Baron, R. M., Choi, A. J., Owen, C. A., Choi, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+manipulated+mouse+models+of+lung+disease:+potential+and+pitfalls.">Genetically manipulated mouse models of lung disease: potential and pitfalls.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 485-497 (2012).</li><li>Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+respiratory+distress+syndrome.">Acute respiratory distress syndrome.</a> BMJ Clin Evid. 2010, (2010).</li><li>Saguil, A., Fargo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+respiratory+distress+syndrome:+diagnosis+and+management.">Acute respiratory distress syndrome: diagnosis and management.</a> Am Fam Physician. 85, 352-358 (2012).</li><li>Wilson, M. S., Wynn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+fibrosis:+pathogenesis,+etiology+and+regulation.">Pulmonary fibrosis: pathogenesis, etiology and regulation.</a> Mucosal Immunol. 2, 103-121 (2009).</li><li>Wuyts, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pathogenesis+of+pulmonary+fibrosis:+a+moving+target.">The pathogenesis of pulmonary fibrosis: a moving target.</a> Eur Respir J. 41, 1207-1218 (2013).</li><li>Mouratis, M. A., Aidinis, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+pulmonary+fibrosis+with+bleomycin.">Modeling pulmonary fibrosis with bleomycin.</a> Curr Opin Pulm Med. 17, 355-361 (2011).</li><li>Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+bleomycin+animal+model:+a+useful+tool+to+investigate+treatment+options+for+idiopathic+pulmonary+fibrosis?.">The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis?.</a> Int J Biochem Cell Biol. 40, 362-382 (2008).</li><li>Myll&#228;rniemi, M., Kaarteenaho, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+treatment+of+idiopathic+pulmonary+fibrosis+-+preclinical+and+clinical+studies+of+pirfenidone,+nintedanib,+and+N-acetylcysteine.">Pharmacological treatment of idiopathic pulmonary fibrosis - preclinical and clinical studies of pirfenidone, nintedanib, and N-acetylcysteine.</a> European Clinical Respiratory Journal. 2, (2015).</li><li>Reinert, T., Baldotto, C. S. d. R., Nunes, F. A. P., Scheliga, A. A. d. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bleomycin-Induced+Lung+Injury.">Bleomycin-Induced Lung Injury.</a> Journal of Cancer Research. 2013, 1-9 (2013).</li><li>Lakatos, H. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oropharyngeal+aspiration+of+a+silica+suspension+produces+a+superior+model+of+silicosis+in+the+mouse+when+compared+to+intratracheal+instillation.">Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation.</a> Exp Lung Res. 32, 181-199 (2006).</li><li>Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+tracheal+instillation+of+solutes+into+mouse+lung.">Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung.</a> J Vis Exp. , (2010).</li><li>Osier, M., Oberdorster, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intratracheal+inhalation+vs+intratracheal+instillation:+differences+in+particle+effects.">Intratracheal inhalation vs intratracheal instillation: differences in particle effects.</a> Fundam Appl Toxicol. 40, 220-227 (1997).</li><li>Driscoll, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intratracheal+instillation+as+an+exposure+technique+for+the+evaluation+of+respiratory+tract+toxicity:+Uses+and+Limitations.">Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: Uses and Limitations.</a> Toxicol Sci. 55, 24-35 (2000).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol (1985). 106, 984-987 (1985).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Lab Anim. 41, 128-135 (2007).</li><li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung.">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> J Vis Exp. , e50601 (2013).</li><li>Starcher, B., WIlliams, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+intratracheal+instillation+of+endotoxin+into+the+lungs+of+mice.">A method for intratracheal instillation of endotoxin into the lungs of mice.</a> Lab Anim. 23, 234-240 (1989).</li><li>Daubeuf, F., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Performing+bronchoalveolar+lavage+in+the+mouse.">Performing bronchoalveolar lavage in the mouse.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 2, 167-175 (2012).</li><li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+lung+fibrosis+requires+an+invasive+fibroblast+phenotype+regulated+by+hyaluronan+and+CD44.">Severe lung fibrosis requires an invasive fibroblast phenotype regulated by hyaluronan and CD44.</a> J Exp Med. 208, 1459-1471 (2011).</li><li>Grazioli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CYR61+(CCN1)+overexpression+induces+lung+injury+in+mice.">CYR61 (CCN1) overexpression induces lung injury in mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 308, L759-L765 (2015).</li><li>Redente, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumor+necrosis+factor-alpha+accelerates+the+resolution+of+established+pulmonary+fibrosis+in+mice+by+targeting+profibrotic+lung+macrophages.">Tumor necrosis factor-alpha accelerates the resolution of established pulmonary fibrosis in mice by targeting profibrotic lung macrophages.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 50, 825-837 (2014).</li><li>Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intubation-mediated+intratracheal+(IMIT)+instillation:+a+noninvasive,+lung-specific+delivery+system.">Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system.</a> J Vis Exp. , e52261 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

في الحالات التي تكون فيها هباء غير عملي نظرا لمحدودية كاشف، والسلامة، أو التكلفة، والإدارة القصبة الهوائية المباشرة هي طريقة مثلى لإيصال عوامل دخيلة إلى الرئتين عبر الرغامى 16 تقطير وقد استخدم على نطاق واسع لتحقيق ذلك؛ ومع ذلك، كما هو الحال مع كل تدخل جراحي، فإ...

على الرغم من بعض الاختلافات التشريحية والفسيولوجية، تستمر 1 نماذج الفئران أنها لا تقدر بثمن لنمذجة البيولوجيا البشرية والتسبب بالمرض. 2 من وجهة نظر لتربية والفئران من السهل التعامل معها، ويكون وقتا تربية منخفضة، والعمر المتوقع تسارع، وغير مكلفة نسبيا الى المنزل. مع تطور سلالات متنوعة الوراثية واستراتيجيات (على سبيل المثال، مشروطة تدق الرافضة والفئران مراسل والنهج تتبع النسب، وما إلى ذلك)، فضلا عن مجموعة واسعة من الكواشف المتاحة (على سبيل المثال، الأجسام المضادة، والبروتينات المؤتلف، مثبطات، وما إلى ذلك)، أصبحت الفئران والضروري نموذج الفقاريات كائن لكشف عمليات التوازن وأمراض الإنسان. 3 وكانت الفئران ذات قيمة خاصة لدراسة أوضاع الرئوية، بما في ذلك الإصابات الحادة الرئة (علي) والتليف الرئوي. 4 ALI في البشر يمكن أن تكون ناجمة عن الصدمة أو الإصابة، أو تعفن الدم ويتميز الظهارية وتسرب البطانية (أي، وذمة)، والتهاب، والتليف الوليدة. في كثير من المرضى، ALI يتقدم لفي شكل حاد، متلازمة الضائقة التنفسية الحادة (ARDS)، والذي غالبا ما يؤدي إلى تليف وفاة بسبب فشل في الجهاز التنفسي. 5،6 التليف الرئوي هو تقدمي، علم الأمراض القاتلة والتي تتميز ترسب الزائد من المصفوفة خارج الخلية ، وأبرزها النوع الأول من الكولاجين، مما يؤدي إلى عرقلة وظيفة الرئة. 7،8 إدارة بليوميسين (بلم) هو النموذج الأكثر استخداما على نطاق واسع وأفضل وصف لإحداث ALI وتليف في حيوانات التجارب. 9 وعلى الرغم من بلم الناجم عن التليف الرئوي في القوارض يفعل لا ألخص تماما الظواهر التليفية الإنسان، أدت 10 دراسات الفأر مع هذا النموذج إلى اكتشاف العديد من العوامل الهامة التي تؤثر على ظهور وتطور المرض. 11 في حين أن الآلية الدقيقة (ق) وراء تكون الألياف التي يسببها بلم غير معروفة، وإصابة بدءويعتقد أن تنشأ من فواصل حبلا الحمض النووي التي تعتمد على الاتصال في الخلايا الظهارية المبطنة الشعب الهوائية التي تقوم بتنفيذ أو الحويصلات الهوائية، وعلى وجه الخصوص، نوع 1 pneumocytes 12 الحاجة للاتصال المباشر بين بلم والظهارة الرئوية يسلط الضوء على أهمية وجود مسار تسليم قوي وهذه المخاوف هي أيضا ثيق لمجموعة واسعة من العلاجات التي تستهدف الشعب الهوائية البعيدة، بما في ذلك البروتينات المؤتلف، والأجسام المضادة، سيرنا، الفيروسات، البكتيريا، والجسيمات، وأكثر من ذلك. طموح الفم والبلعوم (OPA) وقد استخدم على نطاق واسع لهذا الغرض 13، ولكن أحد أوجه القصور الرئيسية من التلوث النفطي هو جزء من وكيل تسليمها قد ابتلع في الجهاز الهضمي، مما يؤدي إلى عدم الدقة في الجرعة. مقاربة أخرى تستخدم على نطاق واسع هو تقطير عبر الرغامى، الذي ينطوي على القصبة الهوائية تحت التخدير قوية لفضح القصبة الهوائية وتقطير وكيل مباشرة في الجهاز التنفسي. 14 ومع ذلك، لا يجوز هذا فقطإجراء يكون غير مرغوب فيه بسبب invasivity لها، ولكنها أيضا وقتا طويلا، ويتطلب عادلة قليلا من التدريب، ويؤدي إلى إصابة قوية في الجهاز التنفسي وقد وضعت. 15،16 العديد من البروتوكولات التي تنطوي على الإدارة المباشرة للعملاء في القصبة الهوائية دون الحاجة للتدخل الجراحي، 16،17،18،19،20 أوقات الانتعاش ولكن هذه الطرق تتضمن تمديد الناجمة عن التخدير قوية، واستخدام معدات باهظة الثمن (أي، منظار الأذن / المنظار، لوحات إجراء المتاحة تجاريا، بالألياف البصرية الأسلاك، وما إلى ذلك)، وجود فائض من التلاعب في تجويف الفم، وعدم اليقين بشأن الجرعة. توضح هذه الورقة طريقة سهلة نسبيا للإدارة عبر التنبيب التي تسمح للباحث بسرعة، غير مكلفة، وغرس موثوق كاشف في الرئة الفئران مع خطر محدود من الضرر المتبقية إلى الأنسجة المحيطة بها.

<table><tbody><tr><td>Bleomycin For Injection, 30 units/vial</td><td>APP Pharmaceuticals, LLC</td><td>103720</td><td>For best results, BLM should be suspended in PBS, aliquoted, and stored as single use lyophilzed aliquots</td></tr><tr><td>Blunt End Forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tongue Depressor (i.e. bent Valleylab Blade Electrode, 2.4&quot;)&amp;nbsp;</td><td>Covidien</td><td>E1551G</td><td>Before use, create a 45 degree bend 1.5 cm&amp;nbsp; from the blade tip. A suitable depressor can also be created from any metal implement of similar dimensions.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Exel Safelet Catheter 22G X 1&quot;</td><td>Exel International</td><td>26746</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Slip-tip Disposable Tuberculin Syringe (200/sp, 1600/ca)</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>0.2 ml Pipettor and Filter Tips</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiber-Lite Illuminator. Model 181-1: Model 180 mated with Standard Dual Gooseneck illuminator</td><td>Dolan Jenner Industries, Inc.</td><td>181-1</td><td>Lower output LED illuminators are not recommended as they fail to suficiently illuminate the trachea.</td></tr><tr><td>Intubation Board</td><td></td><td></td><td>See Diagram 1.</td></tr><tr><td>Colored Label Tape: 0.5&amp;nbsp;in. Wide</td><td>Fisherbrand</td><td>15-901-15A</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-Buffered Saline, 1X</td><td>Corning</td><td>21-040-CV</td><td>Product should be sterile</td></tr><tr><td>Non-Sterile Silk Black Braided Suture Spool, 91.4 m, Size 4-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>517698</td><td></td></tr><tr><td>Table Top Anesthesia Machine Isoflurane</td><td>Highland Medical Equipment</td><td></td><td>http://www.highlandmedical.net/</td></tr><tr><td>Slide Top Induction Mouse Isoflurane Chamber</td><td>MIP / Anesthesia Technologies</td><td>AS-01-0530-SM</td><td></td></tr><tr><td>FORANE (isoflurane, USP) Liquid For Inhalation 100 mL&amp;nbsp;</td><td>Baxter</td><td>1001936040</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Nanozoomer Digital Pathology system</td><td>Hamamatsu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>IgM ELISA Quantification Kit&amp;nbsp;</td><td>Bethyl Laboratories</td><td>E90-101</td><td></td></tr></tbody></table>

an improved method for rapid intubation of the trachea in mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

<html> تم رصد الفئران تنبيب يوميا لفقدان الوزن والضيق، والتضحية في وقت لاحق 4، 10 أو 17 يوما عن طريق الحقن داخل الصفاق من 2.5٪ 2،2،2- ثلاثي بروم إيثانول. تم جمع غسل القصبات (نال) في ثلاثة يغسل من برنامج تلفزيوني كما هو موضح في أماكن أخرى 21 وكان ق?...

Watch this Scientific Journal Video about An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice at JoVE.com

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

افضل طريقة لرابيد تنبيب القصبة الهوائية في الفئران

تقدم هذه المقالة طريقة سريعة وبسيطة لإدارة بليوميسين مباشرة إلى القصبة الهوائية الماوس عبر التنبيب. المزايا الرئيسية لهذه الطريقة هي أنها تكرار للغاية، وسهلة لسيده، ولا يتطلب معدات متخصصة أو أوقات الانتعاش طويلة.

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

an-improved-method-for-rapid-intubation-of-the-trachea-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

25.1K Views.  University of Washington.  تقدم هذه المقالة طريقة سريعة وبسيطة لإدارة بليوميسين مباشرة إلى القصبة الهوائية الماوس عبر التنبيب. المزايا الرئيسية لهذه الطريقة هي أنها تكرار للغاية، وسهلة لسيده، ولا يتطلب معدات متخصصة أو أوقات الانتعاش طويلة. 

Video: An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

التهوية الضغط الشواهد للحث على إصابة الرئة الحادة في الفئران

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

التنبيب الرغامي في الفئران<em&gt; عبر</em&gt; تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

طريقة بسيطة لتركيب الانبوبة الرئة ماوس

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

موسع داخل الرغامى التنبيب لدراسة علم الأمراض وعلم وظائف الأعضاء من الرئة ماوس

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

A عكسية ، غير الغازية طريقة لقياس مقاومة مجرى الهواء وأخذ عينات السوائل غسل القصبات في الفئران

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biology

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

نموذج الصدر مغلقة للحث على انقباض الابهري عرضية في الفئران

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

نموذج فأر للتنبيب الرغامي وجراحة نقص تروية الرئة المهواة

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Immunology and Infection

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

في الجسم الحي تصوير الكالسيوم في الزيتون السفلي الماوس

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Neuroscience

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

التنبيب المتكرر للأوتراكشفاء في الفئران

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

<meta charset="utf8"></head><body>بروتوكول التنبيب الرغامي القائم على بضع القصبة الهوائية لنماذج الفئران غير الناجية

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>التنبيب الرغامي عن طريق بضع القصبة الهوائية وبضع الصدر اللاحق في الفئران لتطبيقات عدم البقاء على قيد الحياة

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

التنبيب الرغامي عن طريق بضع القصبة الهوائية وبضع الصدر اللاحق في الفئران لتطبيقات عدم البقاء على قيد الحياة

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...