وأيد هذا العمل من قبل الوطنية للصحة ومجلس البحوث الطبية، أستراليا (1008865)، ومجلس الأبحاث الأسترالي (LE110100125)، والمعهد الوطني للسرطان (CA138687-01)، ويدعم إيريكا سلون من قبل الزمالة المهنية في وقت مبكر من سرطان الثدي الوطنية مؤسسة، أستراليا. ويدعم كورينا كيم فوكس من قبل زمالة من جامعة الدول السرطان السويسرية ومنحة دراسية من معهد موناش HDR العلوم الصيدلية. ويدعم إليان أنغست من خلال منحة من جامعة برن السرطان.

يتم تنفيذ بروتوكول يتم شرحها تحت إشراف وموافقة من مؤسسة رعاية الحيوان المؤلف واللجنة الاستخدام. يتم تنفيذ جميع التجارب في الامتثال لجميع المبادئ التوجيهية واللوائح والوكالات التنظيمية ذات الصلة. 1. Transducing سرطان البنكرياس خطوط الخليوي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلايا سرطان البنكرياس تنبيغ للتعبير عن وسيفيراز كما هو موضح سابقا. 12،13 بانكايك ه-1-1 وCapan البنكرياس خطوط الخلايا السرطانية ترانسدوسيد مع luciferase يراعة تستخدم هنا. </li></ol> ملاحظة: يمكن أيضا وسيفيراز Renilla أو وسيفيراز البكتيرية استخدامها. 2. سرطان البنكرياس خلية التحضير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ثقافة ترانسدوسيد خلايا سرطان البنكرياس حتى 70٪ متموجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع خلايا البنكرياس وضمان بقاء أكبر من 90٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend في 2 × 10 7 خلية / مل في خليط 03:02 من Matrigel مبردة: الفوسفات مخزنة SALالمعهد الوطني للإحصاء (PBS). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إبقاء التعليق على Matrigel الخلية على الجليد قبل الحقن في البنكرياس. </li></ol> ملاحظات: لضمان التصلب السريع للMatrigel، والحد من حجم PBS لحساب حجم الخلية بيليه. التعامل مع Matrigel باستخدام أدوات الجليد الباردة والمحاقن في جميع الأوقات لمنع التصلب قبل الحقن. عدد الخلايا اقترح هو دليل وينبغي أن تحدد تجريبيا لكل خط الخلية. 3. إعداد الماوس <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس باستخدام استنشاقه 2-3٪ isoflurane و. تحديد عمق التخدير عن طريق عدم وجود منعكس دواسة لقرصة اصبع القدم لطيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مواد التشحيم للعيون لمنع جفاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على ظهرها على 37 درجة مئوية وسادة التدفئة وتشغيل بلطف الماوس لرفع الجانب الأيسر من البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد البطن مع 10٪ البوفيدون محلول اليود. </li></ol> ملاحظات: Injectabجنيه التخدير يمكن أن تستخدم بدلا من التخدير بالاستنشاق. الصيام قبل العملية ليست ضرورية. 4. البطن <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الأدوات الجراحية المعقمة جعل 1.5 سم شق في الجلد حوالي 1 سم الجانبي الأيسر من خط الوسط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل شق 1.5 سم في عضلة البطن الأساسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد موقع الطحال باستخدام ملقط وإزالة بلطف والطحال من تجويف البطن. تأمين الطحال على طول برعم القطن المعقم لفضح البنكرياس الكامنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد موقع الذيل من البنكرياس المتاخمة للالطحال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام 29 G 0.3 مل حقنة الأنسولين، وضخ 20 ميكرولتر من التعليق على Matrigel خلية في البنكرياس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الحقن، والاستمرار على حقنة في البنكرياس لمدة 30-60 ثانية حتى وطدت Matrigel. هذه الخطوة الهامة يقلل من تسرب الخلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تفقد موقع الحقن لضمان حدثت أي تسرب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عودة الطحال والبنكرياس إلى تجويف البطن. </li></ol> ملاحظة: احرص على تجنب ثقب الجانب الظهري من البنكرياس والتي قد تكون رقيقة. 5. إغلاق جدار البطن <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الجهاز العضلي في البطن من الفأرة مع خياطة 4-0 مضفر امتصاص بإبرة جولة باستخدام غرزة المستمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الجلد الخارجية مع غير قابل للامتصاص حيدة 6-0 خياطة بإبرة القطع باستخدام غرزة المستمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الماوس من مخدر المستنشق وحقن 0.05-0.1 ملغم / كغم البوبرينورفين تحت الجلد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للماوس على التعافي في قفصه وضعت على 37 ° C سادة التدفئة مع حرية الوصول إلى الغذاء والماء. إذا الفئران تظهر علامات للألم مثل hunching أو إعاقة حركية، بوبرينورفين قد تعطى كل 12 ساعة على مدى فترة 36 ​​ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التئام الجروح (7-10 أيام)، تخدير الماوس وإزالة الخيوط الجراحية الخارجية. </li></ol> 6. تتبع إضاءة الحيوية من كانكون البنكرياسإيه التقدم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس باستخدام استنشاق isoflurane و. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن 150 ملغم / كغم D-وسيفيرين عبر الوريد الذيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في نظام التصوير إضاءة الحيوية والتقاط الصور البيضاء الخفيفة وتلألؤ بيولوجي كما هو موضح سابقا. 14،15 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الماوس من مخدر المستنشق والسماح لها للتعافي في قفص وطنه. </li></ol> ملاحظة: إضاءة الحيوية التصوير هو غير الغازية ويمكن أن تجرى بشكل دوري للتحقيق حركية نمو الورم. لورم الصورة في ذيل البنكرياس من المهم وضع الماوس على جانبها الأيسر، وبالتالي فإن نقاط ورم في اتجاه الكاميرا. نحن تصويرها مرة واحدة في الأسبوع مع زيادة تردد تصل إلى ثلاث مرات في الأسبوع قبل نقطة النهاية التجريبية باستخدام نظام التصوير الثاني لومينا (بيركن، إلمر، سابقا الفرجار علوم الحياة) تشغيل المعيشة البرمجيات 4.3.1 التصوير مع binning 4، FOV 12.5، F-1 توقف، والتعرض 1-60 ثانية (يحدده أعلى إكسبosure دون التشبع بكسل).

<ol>
	<li>American Cancer Society. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Facts and Figures. , (2013).</li><li>Hariharan, D., Saied, A., Kocher, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+mortality+rates+for+pancreatic+cancer+across+the+world.">Analysis of mortality rates for pancreatic cancer across the world.</a> HPB (Oxford). 10, 58-62 (2008).</li><li>Li, D., Xie, K., Wolff, R., Abbruzzese, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pancreatic+cancer.">Pancreatic cancer.</a> Lancet. 363, 1049-1057 (2004).</li><li>Oettle, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adjuvant+chemotherapy+with+gemcitabine+vs+observation+in+patients+undergoing+curative-intent+resection+of+pancreatic+cancer:+a+randomized+controlled+trial.">Adjuvant chemotherapy with gemcitabine vs observation in patients undergoing curative-intent resection of pancreatic cancer: a randomized controlled trial.</a> JAMA. 297, 267-277 (2007).</li><li>Andersson, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gemcitabine+chemoresistance+in+pancreatic+cancer:+molecular+mechanisms+and+potential+solutions.">Gemcitabine chemoresistance in pancreatic cancer: molecular mechanisms and potential solutions.</a> Scand. J. Gastroenterol. 44, 782-786 (2009).</li><li>Angst, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescence+imaging+of+angiogenesis+in+a+murine+orthotopic+pancreatic+cancer+model.">Bioluminescence imaging of angiogenesis in a murine orthotopic pancreatic cancer model.</a> Mol. Imaging Biol. 12, 570-575 (2010).</li><li>Angst, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=N-myc+downstream+regulated+gene-1+expression+correlates+with+reduced+pancreatic+cancer+growth+and+increased+apoptosis+in+vitro+and+in+vivo.">N-myc downstream regulated gene-1 expression correlates with reduced pancreatic cancer growth and increased apoptosis in vitro and in vivo.</a> Surgery. 149, 614-624 (2011).</li><li>Hotz, H. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orthotopic+nude+mouse+model+for+evaluating+pathophysiology+and+therapy+of+pancreatic+cancer.">An orthotopic nude mouse model for evaluating pathophysiology and therapy of pancreatic cancer.</a> Pancreas. 26, 89-98 (2003).</li><li>Partecke, L. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+syngeneic+orthotopic+murine+model+of+pancreatic+adenocarcinoma+in+the+C57/BL6+mouse+using+the+Panc02+and+6606PDA+cell+lines.">A syngeneic orthotopic murine model of pancreatic adenocarcinoma in the C57/BL6 mouse using the Panc02 and 6606PDA cell lines.</a> Eur. Surg. Res. 47, 98-107 (2011).</li><li>Hingorani, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preinvasive+and+invasive+ductal+pancreatic+cancer+and+its+early+detection+in+the+mouse.">Preinvasive and invasive ductal pancreatic cancer and its early detection in the mouse.</a> Cancer Cell. 4, 437-450 (2003).</li><li>Sloan, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sympathetic+nervous+system+induces+a+metastatic+switch+in+primary+breast+cancer.">The sympathetic nervous system induces a metastatic switch in primary breast cancer.</a> Cancer Res. 70, 7042-7052 (2010).</li><li>Wang, X., McManus, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lentivirus+production.">Lentivirus production.</a> J. Vis. Exp. (32), e1499 (2009).</li><li>Morizono, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lentiviral+vector+retargeting+to+P-glycoprotein+on+metastatic+melanoma+through+intravenous+injection.">Lentiviral vector retargeting to P-glycoprotein on metastatic melanoma through intravenous injection.</a> Nat. Med. 11, 346-352 (2005).</li><li>Saha, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+bioluminescence+imaging+of+tumor+hypoxia+dynamics+of+breast+cancer+brain+metastasis+in+a+mouse+model.">In vivo bioluminescence imaging of tumor hypoxia dynamics of breast cancer brain metastasis in a mouse model.</a> J. Vis. Exp. (56), e3175 (2011).</li><li>Lim, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+tumor+metastases+and+osteolytic+lesions+with+bioluminescence+and+micro+CT+imaging.">Monitoring tumor metastases and osteolytic lesions with bioluminescence and micro CT imaging.</a> J. Vis. Exp. (52), e2775 (2011).</li><li>Burton, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenovirus-mediated+gene+expression+imaging+to+directly+detect+sentinel+lymph+node+metastasis+of+prostate+cancer.">Adenovirus-mediated gene expression imaging to directly detect sentinel lymph node metastasis of prostate cancer.</a> Nat Med. 14, 882-888 (2008).</li><li>Vezeridis, M. P., Doremus, C. M., Tibbetts, L. M., Tzanakakis, G., Jackson, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invasion+and+metastasis+following+orthotopic+transplantation+of+human+pancreatic+cancer+in+the+nude+mouse.">Invasion and metastasis following orthotopic transplantation of human pancreatic cancer in the nude mouse.</a> J. Surg. Oncol. 40, 261-265 (1989).</li><li>Fu, X., Guadagni, F., Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+metastatic+nude-mouse+model+of+human+pancreatic+cancer+constructed+orthotopically+with+histologically+intact+patient+specimens.">A metastatic nude-mouse model of human pancreatic cancer constructed orthotopically with histologically intact patient specimens.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 89, 5645-5649 (1992).</li><li>Reyes, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+xenografts+of+human+pancreatic+carcinomas+acquire+genetic+aberrations+during+dissemination+in+nude+mice.">Orthotopic xenografts of human pancreatic carcinomas acquire genetic aberrations during dissemination in nude mice.</a> Cancer Res. 56, 5713-5719 (1996).</li><li>Kim, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+orthotopic+and+heterotopic+human+pancreatic+cancer+xenografts+in+immunodeficient+mice.">Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice.</a> Nat Protoc. 4, 1670-1680 (2009).</li><li>Furukawa, T., Kubota, T., Watanabe, M., Kitajima, M., Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+"patient-like"+treatment+model+of+human+pancreatic+cancer+constructed+using+orthotopic+transplantation+of+histologically+intact+human+tumor+tissue+in+nude+mice.">A novel "patient-like" treatment model of human pancreatic cancer constructed using orthotopic transplantation of histologically intact human tumor tissue in nude mice.</a> Cancer Res. 53, 3070-3072 (1993).</li><li>Lewis, C. E., Pollard, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+role+of+macrophages+in+different+tumor+microenvironments.">Distinct role of macrophages in different tumor microenvironments.</a> Cancer Res. 66, 605-612 (2006).</li><li>Brembeck, F. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mutant+K-ras+oncogene+causes+pancreatic+periductal+lymphocytic+infiltration+and+gastric+mucous+neck+cell+hyperplasia+in+transgenic+mice.">The mutant K-ras oncogene causes pancreatic periductal lymphocytic infiltration and gastric mucous neck cell hyperplasia in transgenic mice.</a> Cancer Res. 63, 2005-2009 (2003).</li></ol>

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

نحن هنا وصف نموذج مثلي لتقييم الطولي للتنمية ورم البنكرياس والتقدم. حركية نمو الورم الرئيسي هي استنساخه (الشكل 3) ويمكن رصد غير جراحية باستخدام التصوير تلألؤ بيولوجي من الخلايا وسيفيراز الموسومة، على سبيل المثال لتحليل استجابة الورم للرواية علاجات السرطان مكافحة البنكرياس. واتساقا مع هذا المرض الإنسان، ويظهر نموذج غزو البنكرياس المحلية (الشكل 4A) الذي يسمح التحقيق في التفاعلات الخلايا السرطانية مع المكروية البنكرياس. استخدام خطوط الخلايا وسيفيراز الموسومة يسمح تحليلات للتردد والموقع وحركية نشر النقيلي. استخدام خطوط الخلايا وسيفيراز الموسومة يسهل الكشف عن النقائل قبل أن تصبح واضحة بصريا، وربما يتم تأكيد توطين الأنسجة من الانبثاث بواسطة فيفو السابقين التصوير والأنسجة. كما في الحالة السريرية، ويظهر نموذج الانبثاث إلى ORGويمكن أيضا الجواب بما في ذلك العقد المساريقي الليمفاوية والكبد والجهاز الهضمي والتجويف البريتوني (الشكل 4). 8 التصوير تلألؤ بيولوجي استخدامها لتحديد استئصال ناجحة، ووقوعه وحركية تكرار الورم الرئيسي (الشكل 2C). 16 إعداد دقيق والتعامل مع خلايا سرطان البنكرياس هو ضروري لاستنساخ النموذج. وقد تم تحسين نسبة Matrigel إلى برنامج تلفزيوني لمدة التصلب السريع للخلية بيليه بعد الحقن. ينبغي طرح حجم الخلايا مكعبات (حوالي 35 ميكرولتر لمدة 10 7 الخلايا السرطانية) من حجم برنامج تلفزيوني لمدة نسبة 03:02 النهائية من Matrigel: الخلايا + PBS. خلال حقن، يتم منع تسرب الخلية من خلال الحفاظ على إبرة في الموقع لمدة 30-60 ثانية حتى وطدت Matrigel (الشكل 1). إذا لم يحدث تسرب فإنه يتم الكشف بسهولة كما هو Matrigel الملونة ويجوز استبعاد تلك الفئران جمعةتحليلات ROM أخرى. منع تسرب الخلايا السرطانية يضمن أن يحدث ورم خبيث من نشر الخلايا السرطانية بدلا من أن تكون قطعة أثرية من تقنية الحقن. وسوف يتأثر حركية التنمية الورم عن طريق عدد الخلايا حقن ويجب أن تحدد تجريبيا لكل خط الخلية. وجدنا أنماط نمو الورم استنساخه بعد الحقن من 4 × 10 5 بانكايك ه-1-1 أو Capan الخلايا (الشكل 3). وسوف يتأثر عتبة للكشف عن إضاءة الحيوية من الانبثاث بواسطة خصائص التعبير المستخدمة بما في ذلك بناء قوة المروج واستخدام وسيفيراز كودون الأمثل. بالإضافة إلى نماذج طعم أجنبي وصفها هنا، يمكن أيضا أن تستخدم التقنيات مع syngenic خطوط الخلايا البنكرياسية لدراسة تطور البنكرياس في بيئة مناعيا. وقد لوحظت ديناميكية مماثلة الورم في الفئران الذكور أو الإناث (لا تظهر البيانات). طريقة وصفهاوقد تم إعادة تعديل لنموذج زرع مثلي من سرطان البنكرياس. في هذا النموذج، وتزرع تحت الجلد في الفئران أورام المانحة، ثم يتم زرعها في 1 مم 3 قطعة في جيب صغير في ذيل البنكرياس على فأرة الحاسوب المستلم. 6-8،17 نمو الورم الرئيسي يمكن رصدها باستخدام التصوير تلألؤ بيولوجي باستخدام الأورام المانحة المستمدة من الخلايا السرطانية وسيفيراز الموسومة. وعلى النقيض من نموذج مثلي وصفها هنا، نماذج زرع تتطلب وقتا إضافيا (تصل إلى 1 في الشهر) والفئران إضافية لتوليد أورام المانحة. النتائج باستخدام نماذج زرع قد تتأثر تركيبة غير متجانسة من القطع السرطانية المزروعة. أظهرنا هنا أن حركية بعد حقن الخلايا على Matrigel جزءا لا يتجزأ من تشبه النموذج المزروع. وقد استخدمت نماذج زرع لدراسة وتوسيع عينات المريض السريرية. 18-21 نماذج مثلي الموصوفة هنا تكمل المعدلة وراثيا مodels من سرطان البنكرياس قبل الغازية والغازية. 10،22،23 النماذج المعدلة وراثيا ألخص جوانب رئيسية من سرطان البنكرياس الإنسان بما في ذلك الطفرات الجين الورمي ولكن تبين تقلب كبير في بداية المرض (7 أسابيع ل&gt; 1 ريال). 10،23 أغلب النماذج المعدلة وراثيا تفعل تعبر عن وسيفيراز وكذلك لا تصلح للفي مجال التصوير تلألؤ بيولوجي المجراة من تطور المرض. في المقابل، نماذج مثلي من سرطان البنكرياس تظهر حركية استنساخه من تطور الورم والسماح للرصد غير الغازية، مما يجعلها مناسبة تماما لدراسات ما قبل السريرية العلاجية. هناك حاجة ماسة مناهج علاجية جديدة لمكافحة معدلات البقاء على قيد الحياة منخفضة بشكل استثنائي لسرطان البنكرياس. من خلال السماح التصور من المرض المنتشر والمتكررة، ونماذج مثلي من سرطان البنكرياس الموصوفة هنا هي ذات الصلة إلى إعداد سريرية، حيث ان معظم العلاجات الحالية هي الملطفة. وبالإضافة إلى ذلك، ونماذج مثليهي قيمة للغاية للتحقيق في البنكرياس بيولوجيا الورم وتقييم استراتيجيات علاجية جديدة في الإعداد في الجسم الحي.

سرطان البنكرياس هو رابع سبب رئيسي للوفاة المتصلة بالسرطان، مع معدل البقاء على قيد الحياة لمدة 5 سنوات من 4-6٪، 1،2 15٪ فقط من المرضى يتم تشخيصهم في وقت مبكر بما فيه الكفاية في هذا المرض ليكون مؤهلا لإجراء عملية جراحية، والأورام تتكرر في&gt; 80٪ من هؤلاء المرضى. يستخدم 3،4 جيمسيتابين لعلاج الأورام الغدية السرطانية البنكرياس، ومع ذلك، مقاومة كيميائية هو شائع وغالبا ما يكون الدواء له تأثير يذكر على البقاء على قيد الحياة عموما. هناك حاجة ماسة 5 استراتيجيات الدوائية جديدة لعلاج سرطان البنكرياس. تنميتها يعتمد على تحسن كبير في فهم الخطوات الرئيسية لتطور المرض التي قد تكون حساسة لتدخل علاجي. نماذج مثلي من سرطان البنكرياس تحاكي جوانب رئيسية من الأمراض التي تصيب البشر، مما يجعلها أدوات مثالية لدراسة علم الأحياء من سرطان البنكرياس. 6-9 وعلى النقيض من في المختبر المقايسات خلية مقرها من سرطان البنكرياس سلوك الخلية عند تحت الجلد في النماذج الحية من سرطان البنكرياس، ونماذج مثلي تسمح التحقيق في التفاعلات الخلايا السرطانية مع المكروية البنكرياس. حركية تطور المرض هي تكرار للغاية في نماذج مثلي وتحدث على مدى فترة زمنية قصيرة (أسابيع)، مما يجعلها مناسبة تماما لاختبار ما قبل السريرية لعلاجات جديدة. هذا هو على النقيض من النماذج المعدلة وراثيا حيث تحدث بداية ظهور أعراض المرض على مدى زمني أطول وأكثر متغير (أشهر إلى سنة 1). 10 عندما تستخدم مع خطوط الخلايا أكثر عدوانية، ونماذج مثلي من سرطان البنكرياس لديهم أنماط من ورم خبيث عفوية مماثلة لتلك التي ظهرت في المرضى. 8 التعبير عن جينات مراسل إضاءة الحيوية مثل luciferase يراعة يسهل الرصد الطولي للنمو الورم، ونشر النقيلي، تكرار وردا على التداوي. 6،11 نحن هنا وصف نموذج مثلي من سرطان البنكرياس التي تستخدم MATRIGEL للتسليم خلية محلية والتصوير في الجسم الحي تلألؤ بيولوجي لرصد غير الغازية من تطور الورم. هذا نموذج مثلي من سرطان البنكرياس يسمح التحليلات غير الغازية من تطور المرض والاستجابة للتدخلات العلاجية في نماذج syngenic أو طعم أجنبي.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Equipment</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clean Bench coat</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heating pad</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Set to 37 &deg;C </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ivis Lumina ll Bioluminescent imager</td>
 <td>Caliper </td>
 <td></td>
 <td>Alternative bioluminescent imaging systems include In vivo F PRO (Carestream) and Photon Imager (Biospace Lab)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dissecting scissors</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris forceps (serrated)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Needle holder</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>27 G 0.3 ml insulin syringe</td>
 <td>Terumo</td>
 <td>T35525M2913</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

bioluminescent orthotopic model of pancreatic cancer progression

<p class="jove_content"&gt; سرطان البنكرياس يبلغ معدل البقاء على قيد الحياة لمدة خمس سنوات سيئة للغاية من 4-6٪. هناك حاجة ماسة خيارات علاجية جديدة وتعتمد على تحسين فهم بيولوجيا سرطان البنكرياس. إلى فهم أفضل للتفاعل الخلايا السرطانية مع المكروية البنكرياس، ونحن لشرح نموذج مثلي من سرطان البنكرياس الذي يسمح للرصد غير الغازية من تطور السرطان. ومعلق وسيفيراز الموسومة خلايا سرطان البنكرياس في Matrigel وتسليمها في ذيل البنكرياس خلال البطن. Matrigel يتصلب في درجة حرارة الجسم لمنع تسرب الخلايا السرطانية خلال الحقن. وتتم مراقبة نمو الورم الرئيسي والانبثاث إلى أعضاء بعيدة بعد حقن الركيزة luciferin luciferase المراسل، وذلك باستخدام<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; التصوير من الانبعاثات تلألؤ بيولوجي من الخلايا السرطانية.<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; التصوير يمكن أن تستخدم أيضا لتعقب تكرار الورم الرئيسي بعد استئصال. يناسب هذا النموذج مثلي لكلا النموذجين مسانج وطعم أجنبي، ويمكن استخدامه في التجارب ما قبل السريرية للتحقيق في تأثير العلاجات المضادة للسرطان رواية على نمو الورم والانبثاث البنكرياس الأولية.</p&gt;

يصف هذا الأسلوب نموذج مثلي من سرطان البنكرياس باستخدام العمليات الجراحية، بما في ذلك تحريض التخدير، البطن، حقن الخلايا السرطانية في إغلاق Matrigel والبطن (الشكل 1A). حقن الخلايا تشكيل فقاعة في سطح البنكرياس (1B الشكل). تطور سرطان البنكرياس قد يكون رصدها باستخدام التصوير تلألؤ بيولوجي في الجسم الحي لتعقب انتشار الخلايا السرطانية ونشرها (الشكل 2) غير جراحية. وأشير إلى ورم خبيث في الكبد عن طريق الملاحظة من تلألؤ بيولوجي في الكبد أثناء استئصال الجراحي (الشكل 2)، وأكد فيفو السابقين من قبل الأنسجة (الشكل 4B). تم مقطوعة الأورام الأولية مع ذيل البنكرياس والطحال في 6 أسابيع بعد الزرع. ديناميات نمو الورم في هذا النموذج حقن مثلي هي استنساخه وتشبه الى حد كبير حركية نماذج زرع مثلي من السلطة الفلسطينية<html> سرطان ncreatic (الشكل 3). نمو الورم في البنكرياس هو الغازية محليا ومستطير إلى الأجهزة بما في ذلك الكبد (الشكل 4). <img src="/files/ftp_upload/50395/50395fig1.jpg" alt="الشكل 1" fo:src="/files/ftp_upload/50395/50395fig1highres.jpg" fo:content-width="6in"/> الشكل 1. نموذج الفأر مثلي من تطور سرطان البنكرياس. A) ط. يتم إصلاح الماوس تخدير في مكانها باستخدام الشريط ويتم تطهيرها البطن. الثاني. بعد فتح البطن الطولية والطحال والبنكرياس وذيل exteriorized بلطف والذي عقد في مكان على برعم القطن المعقم. ثالثا. يتم حقن الخلايا السرطانية البنكرياس على Matrigel جزءا لا يتجزأ في ذيل البنكرياس. رابعا. يتم إغلاق البطن في طبقتين. صورة B) تضخيم تظهر الطحال والبنكرياس exteriorized. حقن الخلايا تشكيل فقاعة (رأس السهم).<html> ftp_upload/50395/50395fig1large.jpg &quot;الهدف =&quot; _blank &quot;&gt; اضغط هنا لعرض أكبر شخصية. <img src="/files/ftp_upload/50395/50395fig2.jpg" alt="الشكل 2"/> الشكل 2. التصوير إضاءة الحيوية من ورم البنكرياس مثلي بعد (A) عشرة أيام حقن، (B) بعد 31 يوما حقن، و (C) خمسة أيام بعد استئصال الورم. <img src="/files/ftp_upload/50395/50395fig3.jpg" alt="الشكل (3)"/> الشكل (3). في الجسم الحي نمو الورم الرئيسي من بانكايك ه-1-1 وCapan خطوط الخلايا تم رصد أكثر من مرة (بعد أيام الحقن) عن طريق التصوير تلألؤ بيولوجي (ن = 4). وحركية نمو الورم بعد حقن على Matrigel جزءا لا يتجزأ من الخلايا السرطانية البنكرياس هي مماثلة لنماذج مثلي باستخدام زرع قطعة ورم البنكرياس. _upload/50395/50395fig4.jpg &quot;بديل =&quot; الشكل 4 &quot;/&gt; الشكل 4. الهيماتوكسيلين والمقاطع يوزين الملطخة من (A) ورم البنكرياس بانكايك ه-1 الأولية، و (B) الانبثاث الكبد من بانكايك ه-1 ورم البنكرياس الأولية. * غزو محلي من خلايا سرطان البنكرياس إلى الجهاز المحيطة بها.

Watch this Scientific Journal Video about Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression at JoVE.com

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

هناك حاجة إلى تحسين فهم بيولوجيا سرطان البنكرياس حاسمة لتمكين وضع خيارات علاجية أفضل لعلاج سرطان البنكرياس. لتلبية هذه الحاجة، ونحن لشرح نموذج مثلي من سرطان البنكرياس الذي يسمح للرصد غير الغازية من تطور سرطان باستخدام<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; التصوير تلألؤ بيولوجي.

نموذج مثلي إضاءة الحيوية من سرطان البنكرياس التقدم

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

bioluminescent-orthotopic-model-of-pancreatic-cancer-progression

Google

Research

JoVE Journal

Medicine

26.7K Views.  Monash University. هناك حاجة إلى تحسين فهم بيولوجيا سرطان البنكرياس حاسمة لتمكين وضع خيارات علاجية أفضل لعلاج سرطان البنكرياس. لتلبية هذه الحاجة، ونحن لشرح نموذج مثلي من سرطان البنكرياس الذي يسمح للرصد غير الغازية من تطور سرطان باستخدام في الجسم الحي التصوير تلألؤ بيولو?...

Video: Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Murine Bioluminescent Hepatic Tumour Model

This video describes the establishment of liver metastases in a mouse model that can be subsequently analysed by bioluminescent imaging. Tumour cells are administered specifically to the liver to induce a localised liver tumour, via mobilisation of the spleen and splitting into two, leaving intact the vascular pedicle for each half of the spleen. Lewis lung carcinoma cells that constitutively express the firefly luciferase gene (luc1) are inoculated into one hemi-spleen which is then resected 10 minutes later. The other hemi-spleen is left intact and returned to the abdomen. Liver tumour growth can be monitored by bioluminescence imaging using the IVIS whole body imaging system. Quantitative imaging of tumour growth using IVIS provides precise quantitation of viable tumour cells. Tumour cell death and necrosis due to drug treatment is indicated early by a reduction in the bioluminescent signal. This mouse model allows for investigating the mechanisms underlying metastatic tumour-cell survival and growth and can be used for the evaluation of therapeutics of liver metastasis. 

This article describes a procedure for the induction of orthotopic bioluminescent liver tumours in mice, and subsequent analysis of tumour growth confined to the liver using live whole body luminescence imaging.

فأري الورم الكبدي Bioluminescent النموذجي

This video describes the establishment of liver metastases in a mouse model that can be subsequently analysed by bioluminescent imaging. Tumour cells are ...

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

نموذج مثلي من سرطان المثانة الفئران

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

متعدد الفوتون التصوير من غزو خلايا الورم في الفأر نموذج مثلي الفم سرطان الخلايا الحرشفية

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

In vivo Dual Substrate Bioluminescent Imaging

Our understanding of how and when breast cancer cells transit from established primary tumors to metastatic sites has increased at an exceptional rate since the advent of in vivo bioluminescent imaging technologies 1-3. Indeed, the ability to locate and quantify tumor growth longitudinally in a single cohort of animals to completion of the study as opposed to sacrificing individual groups of animals at specific assay times has revolutionized how researchers investigate breast cancer metastasis. Unfortunately, current methodologies preclude the real-time assessment of critical changes that transpire in cell signaling systems as breast cancer cells (i) evolve within primary tumors, (ii) disseminate throughout the body, and (iii) reinitiate proliferative programs at sites of a metastatic lesion. However, recent advancements in bioluminescent imaging now make it possible to simultaneously quantify specific spatiotemporal changes in gene expression as a function of tumor development and metastatic progression via the use of dual substrate luminescence reactions. To do so, researchers take advantage for two light-producing luciferase enzymes isolated from the firefly (Photinus pyralis) and sea pansy (Renilla reniformis), both of which react to mutually exclusive substrates that previously facilitated their wide-spread use in in vitro cell-based reporter gene assays 4. Here we demonstrate the in vivo utility of these two enzymes such that one luminescence reaction specifically marks the size and location of a developing tumor, while the second luminescent reaction serves as a means to visualize the activation status of specific signaling systems during distinct stages of tumor and metastasis development. Thus, the objectives of this study are two-fold. First, we will describe the steps necessary to construct dual bioluminescent reporter cell lines, as well as those needed to facilitate their use in visualizing the spatiotemporal regulation of gene expression during specific steps of the metastatic cascade. Using the 4T1 model of breast cancer metastasis, we show that the in vivo activity of a synthetic Smad Binding Element (SBE) promoter was decreased dramatically in pulmonary metastasis as compared to that measured in the primary tumor 4-6. Recently, breast cancer metastasis was shown to be regulated by changes within the primary tumor microenvironment and reactive stroma, including those occurring in fibroblasts and infiltrating immune cells 7-9. Thus, our second objective will be to demonstrate the utility of dual bioluminescent techniques in monitoring the growth and localization of two unique cell populations harbored within a single animal during breast cancer growth and metastasis.

In vivo Dual Substrate Bioluminescent Imaging

Herein we describe the methods to construct, visualize, and quantify the bioluminescent reactions of both firefly and renilla luciferase enzymes expressed in metastatic breast cancer cells during their growth and metastasis in vivo.

في الجسم الحي التصوير المزدوج الركيزة Bioluminescent

Our understanding of how and when breast cancer cells transit from established primary tumors to metastatic sites has increased at an exceptional rate ...

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the understanding of the mechanics of tumor invasion, and direct intracerebral inoculation of tumor provides the opportunity of observing the invasive process in a physiologically appropriate environment2. As far as human brain tumors are concerned, the orthotopic models currently available are established either by stereotaxic injection of cell suspensions or implantation of a solid piece of tumor through a complicated craniotomy procedure3. In our technique we harvest cells from tissue culture to create a cell suspension used to implant directly into the brain. The duration of the surgery is approximately 30 minutes, and as the mouse needs to be in a constant surgical plane, an injectable anesthetic is used. The mouse is placed in a stereotaxic jig made by Stoetling (figure 1). After the surgical area is cleaned and prepared, an incision is made; and the bregma is located to determine the location of the craniotomy. The location of the craniotomy is 2 mm to the right and 1 mm rostral to the bregma. The depth is 3 mm from the surface of the skull, and cells are injected at a rate of 2 &mu;l every 2 minutes. The skin is sutured with 5-0 PDS, and the mouse is allowed to wake up on a heating pad. From our experience, depending on the cell line, treatment can take place from 7-10 days after surgery. Drug delivery is dependent on the drug composition. For radiation treatment the mice are anesthetized, and put into a custom made jig. Lead covers the mouse's body and exposes only the brain of the mouse. The study of tumorigenesis and the evaluation of new therapies for GBM require accurate and reproducible brain tumor animal models. Thus we use this orthotopic brain model to study the interaction of the microenvironment of the brain and the tumor, to test the effectiveness of different therapeutic agents with and without radiation.

The purpose of this article is to describe the use of an orthotopic glioblastoma model for chemoradiation studies. This article will go though cell processing, implanting, and radiotherapy of the mouse using an intracranial model.

العلاج الإشعاعي مجموعة في نموذج الفأر Orthotopic استئصال ورم من الدماغ

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

ورم في المثانة Orthotopic النموذجي وتقييم المعالجة سارنا داخل المثانة

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as studies on graft preservation and ischemia-reperfusion injury 1,2, immunological responses 3,4, hemodynamics 5,6, and small-for-size syndrome 7. The rat OLT is among the most difficult animal models in experimental surgery and demands advanced microsurgical skills that take a long time to learn. Consequently, the use of this model has been limited. Since the reliability and reproducibility of results are key components of the experiments in which such complex animal models are used, it is essential for surgeons who are involved in rat OLT to be trained in well-standardized and sophisticated procedures for this model.
While various techniques and modifications of OLT in rats have been reported 8 since the first model was described by Lee et al. 9 in 1973, the elimination of the hepatic arterial reconstruction 10 and the introduction of the cuff anastomosis technique by Kamada et al. 11 were a major advancement in this model, because they simplified the reconstruction procedures to a great degree. In the model by Kamada et al., the hepatic rearterialization was also eliminated. Since rats could survive without hepatic arterial flow after liver transplantation, there was considerable controversy over the value of hepatic arterialization. However, the physiological superiority of the arterialized model has been increasingly acknowledged, especially in terms of preserving the bile duct system 8,12 and the liver integrity 8,13,14.
In this article, we present detailed surgical procedures for a rat model of OLT with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft after ex vivo liver resection. The reconstruction procedures for each vessel and the bile duct are performed by the following methods: a 7-0 polypropylene continuous suture for the supra- and infrahepatic vena cava; a cuff technique for the portal vein; and a stent technique for the hepatic artery and the bile duct.

Orthotopic liver transplantation in rats is an indispensable experimental model for biomedical research. Here we present our surgical procedures for orthotopic rat liver transplantation with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft.

العمليات الجراحية لنموذج الفئران من الجزئي زرع الكبد orthotopic مع إعادة الإعمار الكبدي الشرياني

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

وسرطان المثانة نموذج مثلي للدراسات توصيل الجينات

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

An Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer Metastasis

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but rather the formation of distinct metastasis, the ability to effectively model this progression pre-clinically is of high value. In this model, cells are directly implanted into the ventral lobe of the prostate in Balb/c athymic mice, and allowed to progress for 4-6 weeks. At experiment termination, several distinct endpoints can be measured, such as size and molecular characterization of the primary tumor, the presence and quantification of circulating tumor cells in the blood and bone marrow, and formation of metastasis to the lung. In addition to a variety of endpoints, this model provides a picture of a cells ability to invade and escape the primary organ, enter and survive in the circulatory system, and implant and grow in a secondary site. This model has been used effectively to measure metastatic response to both changes in protein expression as well as to response to small molecule therapeutics, in a short turnaround time.

This orthotopic model of human prostate cancer allows for quantification of tumor size, circulating tumor cells, and formation of distinct metastasis to the lung. As cells must escape the primary organ, enter the blood stream, and implant into a secondary site, this model effectively recapitulates the scenario in humans.

على الفئران نموذج مثلي من سرطان البروستاتا البشرية الانبثاث

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of  human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but  ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.