تم توفير التمويل لهذا العمل من قبل موديل قديم غارنيت ورودني وليامز التذكاري منحة مشروع المؤسسة إلى R. ليم ومعسكر AJ.

1. جماعة من الحيوان <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتم الحصول على الفئران من مركز القوارض الأسترالي (ARC؛ بيرث، أستراليا) والذي عقد في جامعة سيدني مرفق الحيوان بوش على الضوء / الظلام دورة 12 ساعة طبيعية مع تخصيب البيئية. وقد وافق جميع التجارب التي وصفها جامعة سيدني جنة الأخلاقيات الحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> واستخدمت الفئران الذكور والإناث (C57/Bl6) لجميع التجارب منذ هذه السلالة تستخدم عادة كخلفية للتلاعب الجيني، ويمكن اعتبار ما يعادل wildtype 8-9. </li></ol> 2. إعداد الأنسجة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 300 مل من الجلسرين الاصطناعية القائمة على السائل المخي الشوكي (ACSF)، ويتألف من (مم): 26 NaHCO 3، 11 الجلوكوز، 250 الجلسرين، و 2.5 بوكل، 1.2 ناه 2 ص 4، 1.2 MgCl 2 و 2.5 و CaCl 2. قبل إضافة و CaCl 2، الغاز الحل مع كربوجين (95٪ O 2 و 5٪ CO 2) لإنشاء APH من 7.4 وتجنب هطول الكالسيوم (الغيوم). تجميد الحل في الفريزر -80 درجة مئوية لمدة 45 دقيقة وذلك أن الطين الجليد تتشكل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير عميق الفئران مع الكيتامين (100 ملغ / كغ) (بارنيل، الاسكندرية، أستراليا) عن طريق حقنة داخل الصفاق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة ردود الفعل قرصة القائمة الخلفية هي الفئران قطع رأس غائبة باستخدام مقص حاد الفولاذ المقاوم للصدأ وجعل شق الجلد السهمي باستخدام شفرة حلاقة (تقريب رقم 22) لفضح الجمجمة. في هذه المرحلة وطوال الخطوات 2،3-2،8 يجب أن تبقى قبو الجمجمة والدماغ، والجهاز الدهليزي الكامنة وبارد ممكن عن طريق تطبيق العادية من ACSF الجليد الباردة على الأنسجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ذراع مدببة من مقص نمط معياري (FST، شمال فانكوفر، كندا) إجراء شق صغير في الجمجمة في امدا وقطع على طول الدرز السهمي. تأكد من أن الدماغ لا &quot;جر&quot; بواسطة شفرة القص خلال هذه الخطوة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعناية قشر العظام الجداري بعيدا أفقيا والقذالي العظام posterioRLY باستخدام الضحلة منحنى بيرسون رينجرز (FST). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ثم يتم استخدام ملعقة صغيرة الفولاذ المقاوم للصدأ لرفع بلطف الدماغ من سطح الحفرة القحفية المتوسطة والخلفي، وvestibulocochlea العصب يتعرض (CNVIII) قطع منتصف المسافة بين الأذن الداخلية والدماغ مع زوج من مقص القزحية غرامة. قطع هذا العصب يقلل من التوتر لا مبرر له على محاور عصبية من afferents الابتدائية وصلاتهم مع خلايا الشعر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد عانى من قطع من CN الثامن تتم إزالة الدماغ جملة وتفصيلا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المتاهة الدهليزي هو الآن واضحة للعيان في الحفرة القحفية المتوسطة، مع القوقعة مشيرا anteromedially. قراضة جانبي من المتاهة الدهليزي قبل استئصال بلطف بواسطة تجتاح القناة الهلالية الأمامية وسحب أفقيا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزج المتاهات رفعه (الشكل 1) في طبق تشريح تحتوي على، ACSF الجليد الباردة بالغاز بشكل مستمر وصفها في القسم 2.1. تحت stereomicroscope، عقد المتاهة إلىقاعدة طبق من قبل تجتاح القوقعة. استخدام ملقط غرامة الى نقطة الصفر بعيدا في العظام التي تغمر الأمامية الهلالية أمبولة القناة. مرة واحدة ويتحقق وجود ثقب صغير في العظام تبدأ في نفض الغبار العظم بعيدا عن أمبولة. وينبغي اتخاذ الحذر على عدم دفع ملقط من خلال العظام وهذا يمكن أن تسبب ضررا على التيه الغشائي الكامنة وظهارة حسية. يستمر هذا الإجراء حتى يتم كشفها على حد سواء الأمامي والمتاخمة أفقي القنوات الهلالية الغشائية والأمبولات (الشكل 2). </li></ol><img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/50471/50471fig1.jpg" /> الشكل 1. الماوس معزولة الدهليزي متاهة. A. اللوحة اليسرى) تمثيل تخطيطي للالمعزولة الماوس المتاهة الدهليزي. نقطة مرجعية هامة للوصول إلى ظهارة الحسية الدهليزي، القوقعة، الأمامية، والأفقي القنوات الهلالية هي مختبرإليد. العلامات النجمية تشير إلى أمبولة القناة الهلالية التي تحتوي على ظهارة الحسية الدهليزي. B. اللوحة اليمنى) صورة مجهرية من المتاهة الدهليزي المعزولة من الفأر 1 أشهر من العمر. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/50471/50471fig2.jpg" /> الشكل 2. التعرض من المتاهة الدهليزي غشائي. العظم المغطي الأمامي والأفقي نصف دائري الأمبولات قناة تم خدش بعيدا لتكشف أسود / البني الأرقط في الأمبولات غشائي والأعصاب المرتبطة أمبولي (CNVIII). التخطيطي في لوحة السفلي يمثل الهياكل في المنطقة وأبرز من صورة مجهرية ويظهر العلاقة بين القنوات القناة الهلالية إلى الأمبولات وCNVIII. <ol start="10" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط غرامة، ورفع بلطف الأمبولات وما يرتبط بها من utricle بعيدا عن متاهة عظمي، وضمان أن المنطقة الوسطى من الأمبولات (كونتاining ظهارة حسية) غير معطوب. في بعض الحالات قد تحتاج الجزء القريب من القناة الهلالية الغشائية إلى قطع مع مقص القزحية للافراج عن الأمبولات من العظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل ثالوث الأمبولات التي تحتوي على اثنين وutricle في طبق بتري مليئة L-15 مستنبت ليبوفيتش (سيغما الدريخ، سانت لويس، MO). استخدام الألياف البصرية إلى &quot;الخلفية&quot; الأنسجة. هذا يسمح التصور واضح للعرف الذي يحتوي على ظهارة حسية داخل الأمبولات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل بعناية شق في أرقط &quot;سقف&quot; من utricle مع مقص القزحية غرامة. يستمر هذا الشق من خلال سطح الأمامي ثم الأمبولات الأفقية. جعل شق أقرب إلى حافة ظهارة حسية ممكن من دون الاتصال عليه (الشكل 3A). ضمان عدم وجود أي قطعة من الغشاء المغطي ظهارة الحسية (الشكل 3B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل إعداد سليمة شبه معزولة إلى غلا الصغيرةغرفة تسجيل SS-القاع مليئة L-15 وسائل الإعلام. تثقل إعداد باستخدام شبكة من ألياف النايلون غرامة تأمينها لسلك البلاتين على شكل حرف U بالارض (الشكل 3B). من الناحية المثالية، ينبغي أن ألياف من الشبكة لا علا ظهارة حسية، ولكن في بعض الحالات التي تتطلب مزيدا من الاستقرار، واحد من الألياف transecting ظهارة حسية ربما يفضل. </li></ol><img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/50471/50471fig3.jpg" /> الشكل (3). ومعزولة إعداد شبه سليمة من دهليزي ظهارة حسية. A. تمثيل تخطيطي لإعداد شبه سليمة وتكوين قطب كهربائي. كان أمبولة تغمر العرف &quot;دي ذات الاسطح&quot; لفضح سطح الظهارة الحسية (الخضراء). B. صورة مجهرية من شبه سليمة إعداد &#39;ثالوث&#39; تبين الأمامي (AC) والأفقي (HC) العرف (utricle حجب بehind AC). ملاحظة الألياف المستخدمة من النايلون لتأمين تمهيدا لقاعدة غرفة تسجيل. شريط مقياس: 100 ميكرون C. A القطب تسجيل المتمركزة على الفرد خلية الشعر الدهليزي. شريط النطاق: 15 ميكرون. 3. الكهربية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يروي إعداد شبه سليمة مع الاوكسيجين بشكل مستمر L-15 متوسطة. يحتوي على وسائل الاعلام مؤشر الرقم الهيدروجيني (أحمر الفينول) ولون متوسطة وينبغي رصد جميع أنحاء التسجيلات. الرقم الهيدروجيني مع الأكسجين يجب أن تكون 7،3-7،4 وتتوافق مع اللون الأحمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الماصات تسجيل من 1.5 مم (1.19 ملم ID) زجاج البورسليكات باستخدام بروتوكول من خطوتين (الخطوة الحرارة 1: 72؛ وخطوة الحرارة 2: 50) على مجتذب micropipette (Narishige، اليابان، نموذج PP-830) لتحقيق مقاومة النهائي من 3-4 MΩ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء عرقوب من ماصة مع مم 3-4 من البوتاسيوم الحل الداخلي القائم على الفلورايد التي تحتوي على (مم) 110 KF، 12 بوكل، 27 KOH، 1 كلوريد الصوديوم، 10 HEPES، 10 EGTA، 1.8 MgCl 2،3 D-الجلوكوز، و2 نا ATP؛ درجة الحموضة 7.4 مع KOH. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التفاف عرقوب من ماصة 2-3 مرات، وكما انخفض الآن إلى تلميح ممكن بشريط رقيقة من parafilm إلى عزل القطب وتقليل السعة ماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع ماصة على ظهارة حسية تحت تضخم منخفضة الطاقة (5X) على المجهر تستقيم (أوليمبوس BX51). التحول إلى الطاقة العالية (40X) وتصور الفرد خلايا الشعر الدهليزي مع كاميرا CCD المرفقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة موقف على غشاء خلية الشعر تصور (الشكل 3C) باستخدام مياداة مجهرية (سوتر الآلات، كاليفورنيا، الولايات المتحدة الأمريكية). حالما يتم التوصل إلى ختم gigaohm، تمزق غشاء الخلية مع كمية صغيرة من الضغط السلبي تطبيقها من خلال منفذ الشفط على حامل ماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيلات المشبك الجهد خلية كاملة باستخدام التقنيات القياسية 8-9. </li></ol> 4. اثنين من الفوتون المجهري <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد محلول ملحي 0.9٪ تحتوي على 5 ملي أوريغون الأخضر488 BAPTA-1 (OGB-1؛ الملح hexapotassium؛ إينفيتروجن، ألمانيا). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين لا تزال مغمورة، ضع &quot;دي ذات الاسطح&quot; إعداد ثالوث شبه سليمة على قطعة صغيرة من ورق الترشيح (4X4 مم، 0.8 ميكرومتر سميكة؛ ميليبور، ألمانيا) ضمان أن ظهارة حسية هو دون عائق من فوق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل ورقة الترشيح وإعداد على المالحة مغطاة قاعدة القطب البلاتين (7 ميكرولتر) من electroporator تتكون من مزيج من مولد النبض ومكبر للصوت واسعة النطاق، والغطاء مع 5 ميكرولتر مزيد من 5 ملم من محلول الكالسيوم الاصطناعية مؤشر صبغ أوريغون الأخضر 488 BAPTA-1 (الشكل 4). </li></ol><img alt="الشكل 4" src="/files/ftp_upload/50471/50471fig4.jpg" /> الشكل 4. electroporation السائبة. A. تخطيطي يبين المقطع العرضي للتكوين electroporation. يتم وضع إعداد شبه سليمة (*) على قطعة من ورق الترشيح مغمورة في الكالسيوم دانتم (ولاية أوريغون الأخضر 488 BAPTA-1) والحالية المطبقة بين 2 أقطاب البلاتين. مقتبس من Briggman ويولر، 2011 10. <ol start="4" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جلب القطب البلاتين أعلى بالتوازي مع القطب قاعدة على مسافة حوالي 2 مم، والحرص على عدم عرقلة التوجه من إعداد عندما الاتصال مع مصنوع من ولاية أوريغون الأخضر 488 BAPTA-1 الحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمر نبضة قصيرة الحالية عبر إعداد (معلمات للتيار؛ +13 V، 10 ميللي ثانية عرض النبضة، 1 هرتز تردد، 10 البقول مربع موجة) 10-11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في الجزء السفلي من الزجاج القاع غرفة تسجيل مليئة L-15 متوسطة، ووضع لمسة صغيرة من زيت السيليكون وموقف إعداد شبه سليمة على ذلك، وضمان مرة أخرى على أن ظهارة حسية هو دون عائق من فوق. لضمان الاستقرار في جميع أنحاء التصوير، واستبدال شبكة من النايلون على إعداد كما هو موضح أعلاه (انظر النقطة 2.13). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام المجهر ثنائي الفوتون جعل التسجيلات البصرية من مذكورة عفوياالنشاط الكالسيوم aneous في الظهارة الحسية (الشكل 7) باستخدام بروتوكولات التصوير القياسية 10-11. </li></ol>

<ol>
	<li>Dulon, D., Safieddine, S., Jones, S. M., Petit, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Otoferlin+is+critical+for+a+highly+sensitive+and+linear+calcium-dependent+exocytosis+at+vestibular+hair+cell+ribbon+synapses.">Otoferlin is critical for a highly sensitive and linear calcium-dependent exocytosis at vestibular hair cell ribbon synapses.</a> J. Neurosci. 29, 10474-10487 (2009).</li><li>Highstein, S., Art, J., Holstein, G., Rabbitt, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+pre-+and+post-synaptic+recording+from+the+peripheral+vestibular+calyx+and+its+included+type+I+hair+cell.">Simultaneous pre- and post-synaptic recording from the peripheral vestibular calyx and its included type I hair cell.</a> , (2009).</li><li>Kindig, A. E., Lim, R., Callister, R. J., Brichta, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage+dependent+currents+in+type+I+and+II+hair+cell+and+calyx+terminals+of+primary+afferents+in+an+intact+in+vitro+mouse+vestibular+crista+preparation.">Voltage dependent currents in type I and II hair cell and calyx terminals of primary afferents in an intact in vitro mouse vestibular crista preparation.</a> , (2009).</li><li>Chatlani, S., Goldberg, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-cell+recordings+from+calyx+endings+in+the+turtle+posterior+crista.">Whole-cell recordings from calyx endings in the turtle posterior crista.</a> , (2010).</li><li>Songer, J. E., Eatock, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transduction+in+the+mammalian+saccule.">Transduction in the mammalian saccule.</a> , (2010).</li><li>Lee, H. Y., Camp, A. J., Callister, R. J., Brichta, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vestibular+primary+afferent+activity+in+an+in+vitro+preparation+of+the+mouse+inner+ear.">Vestibular primary afferent activity in an in vitro preparation of the mouse inner ear.</a> J. Neurosci. Methods. 145, 73-87 (2005).</li><li>Lim, R., Kindig, A. E., Donne, S. W., Callister, R. J., Brichta, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potassium+accumulation+between+type+I+hair+cells+and+calyx+terminals+in+mouse+crista.">Potassium accumulation between type I hair cells and calyx terminals in mouse crista.</a> Exp. Brain Res. 210, 607-621 (2011).</li><li>Camp, A. J., Callister, R. J., Brichta, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibitory+synaptic+transmission+differs+in+mouse+type+A+and+B+medial+vestibular+nucleus+neurons+in+vitro.">Inhibitory synaptic transmission differs in mouse type A and B medial vestibular nucleus neurons in vitro.</a> J. Neurophysiol. 95, 3208-3218 (2006).</li><li>Camp, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attenuated+glycine+receptor+function+reduces+excitability+of+mouse+medial+vestibular+nucleus+neurons.">Attenuated glycine receptor function reduces excitability of mouse medial vestibular nucleus neurons.</a> Neuroscience. 170, 348-360 (2010).</li><li>Briggman, K. L., Euler, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bulk+electroporation+and+population+calcium+imaging+in+the+adult+mammalian+retina.">Bulk electroporation and population calcium imaging in the adult mammalian retina.</a> J. Neurophysiol. 105, 2601-2609 (2011).</li><li>Briggman, K. L., Helmstaedter, M., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wiring+specificity+in+the+direction-selectivity+circuit+of+the+retina.">Wiring specificity in the direction-selectivity circuit of the retina.</a> Nature. 471, 183-188 (2011).</li><li>Rennie, K. J., Streeter, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage-dependent+currents+in+isolated+vestibular+afferent+calyx+terminals.">Voltage-dependent currents in isolated vestibular afferent calyx terminals.</a> J. Neurophysiol. 95, 26-32 (2006).</li><li>Hudspeth, A. J., Lewis, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetic+analysis+of+voltage-+and+ion-dependent+conductances+in+saccular+hair+cells+of+the+bull-frog,+Rana+catesbeiana.">Kinetic analysis of voltage- and ion-dependent conductances in saccular hair cells of the bull-frog, Rana catesbeiana.</a> J. Physiol. 400, 237-274 (1988).</li><li>Rennie, K. J., Ashmore, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ionic+currents+in+isolated+vestibular+hair+cells+from+the+guinea-pig+crista+ampullaris.">Ionic currents in isolated vestibular hair cells from the guinea-pig crista ampullaris.</a> Hear. Res. 51, 279-291 (1991).</li></ol>

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

وقد تلقى الآليات الكامنة وراء شعورنا التوازن اهتماما محدودا بالمقارنة مع النظم الحسية الأخرى، مثل نظم البصرية والسمعية. من الدراسات التي حققت تغييرات في وظيفة الدهليزي أو التوازن، وركزت معظم بشأن التدابير السلوكية بما في ذلك المنعكس الدهليزي العيني، مع معرفة ...

على الرغم من المساهمة الكبيرة للنظام الدهليزي في حياتنا اليومية، وفهم واضح لعمليات مسؤولة عن الانخفاض الملحوظ في وظيفة الدهليزي مع التقدم في السن لا تزال بعيدة المنال. وأحد أسباب هذا النقص في المعرفة هو أن الانخفاض في وظيفة الدهليزي قد وجه الحصر تقريبا تم استكشافه باستخدام المقايسات السلوكية، بما في ذلك المنعكس الدهليزي العيني (VOR)، وهو مؤشر دقيق من وظيفة الدهليزي خارجي، ولكنها توفر رؤى محدودة إلى التغييرات الجوهرية من مكونات . هذا يشكل عائقا رئيسيا في فهمنا لالدهليزي وظيفة خلايا الشعر في الصحة والمرض، أو الشيخوخة. بينما كانت هناك العديد من الدراسات الفردية خلايا الشعر الدهليزي، وكان أحد أوجه القصور الرئيسية في الاعتماد على التحضيرات خلية الشعر الحادة، حيث يتم إزالة خلايا الشعر والمحطات وارد حتى الكأس من بيئتهم الطبيعية عبر المعالجة الميكانيكية و / أو الأنزيمية. النهج مثل inevitaتعطيل بلاي والمعمارية المصغرة الدقيق بين الخلية الشعر والكأس، والشعر الخلية والخلية الداعمة. مع تطور التحضيرات شبه سليمة 1-5، والماوس معزولة إعداد متاهة 6، وهناك الآن فرصة لدراسة مختلف أشكال الاتصالات متشابك في ظل ظروف أكثر شبها تلك الموجودة في الجسم الحي. في الواقع، ليم وآخرون (2011) وأظهرت فروق كبيرة في تيارات خلية كاملة مسجلة من نوع معزولة تماما أنا خلايا الشعر الدهليزي مقارنة مع تلك التي بقيت جزءا لا يتجزأ من داخل الظهارة العصبية. على وجه التحديد، ويعتقد البوتاسيوم لتتراكم في الفضاء بين الخلايا، بين الخلية الشعر والكأس وارد، ويغير كثيرا شعر استجابة الخلية 7. وهذا النوع من المعلومات سيكون من المستحيل للحصول دون إعداد شبه سليمة من ظهارة الحسية الدهليزي هو موضح هنا. ونحن لشرح إعداد شبه سليمة من الفأرة العرف 3وتظهر نتائج ممثلة تم الحصول عليها من خلية كاملة التصحيح الكهربية، والتصوير الكالسيوم ثنائي الفوتون.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>REAGENTS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Leibovitz medium L-15</td>
 <td>Sigma Aldrich</td>
 <td>L4386-10X1L</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>BAPTA-1-oregon green</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>O6806 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>EQUIPMENT </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Stereo microscope</td>
 <td>Leica Microsystems</td>
 <td>A60S</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Upright microscope</td>
 <td>Olympus</td>
 <td>BX51WI</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Two-photon microscope</td>
 <td>Olympus/La Vision</td>
 <td>BX51WI/ TriMScope II</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dumont #5 SF Forceps</td>
 <td>FST</td>
 <td>11252-00</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Friedman-Pearson Rongeurs</td>
 <td>FST</td>
 <td>16221-14</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Standard Pattern Scissors</td>
 <td>FST</td>
 <td>14001-12</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>InstraTECH A-D converter</td>
 <td>HEKA</td>
 <td>ITC-18</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sutter Micromanipulator</td>
 <td>Sutter</td>
 <td>MP-225/M</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>multiclamp amplifier</td>
 <td>Axon Instruments</td>
 <td>700B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Data acquisition software (electrophysiology)</td>
 <td>Axograph</td>
 <td>N/A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Imspector Data acquisition software (two-photon)</td>
 <td>Max Planck innovation</td>
 <td>N/A</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

an isolated semi-intact preparation of the mouse vestibular sensory epithelium for electrophysiology and high-resolution two-photon microscopy

فهم خلايا الشعر الدهليزي تعمل في ظل ظروف طبيعية، أو كيف الصدمات النفسية، والمرض، والشيخوخة تعطيل هذه الوظيفة هي خطوة حيوية في وضع نهج وقائي و / أو استراتيجيات علاجية جديدة. ومع ذلك، فإن غالبية الدراسات التي بحثت في وظيفة الدهليزي الشاذ لم تكن على المستوى الخلوي ولكنها ركزت في المقام الأول على المقايسات السلوكية من اختلال وظيفي الدهليزي مثل التحليلات مشية والأداء المنعكس الدهليزي العيني. في حين أن هذا العمل قد حقق بيانات قيمة حول ما يحدث عندما تسوء الأمور، واستقاها القليل من المعلومات بشأن الأسباب الكامنة وراء اختلال وظيفي. من الدراسات التي تركز على العمليات الخلوية والتحت خلوية التي تكمن وراء وظيفة الدهليزي، وقد اعتمدت معظم تماما على خلايا الشعر معزولة، خالية من صلاتهم متشابك ودعم بيئة الخلية. ولذلك، فقد كان التحدي التقني الرئيسي الوصول إلى خلايا حساسة بشكل رائع الشعر الدهليزي في الإعداديةaration التي تعطلت الأقل، من الناحية الفسيولوجية. هنا علينا أن نظهر استعدادا شبه سليمة من الفأرة دهليزي ظهارة الحسية التي يحتفظ الصغرى البيئة المحلية بما في ذلك خلية الشعر / المجمعات وارد الأولية.

الخصائص الكهربية للخلايا الشعر الدهليزي تعتمد على معمارية معقدة في غضون التي تضمهم 7. يبين الشكل 5 أن إعداد ظهارة الدهليزي شبه سليمة ويمكن استخدامها للتمييز بين النوع الأول خلايا الشعر (الشكل 5A)، نوع خلايا الشعر الثاني (الشكل 5B)، والك?...

Watch this Scientific Journal Video about An Isolated Semi-intact Preparation of the Mouse Vestibular Sensory Epithelium for Electrophysiology and High-resolution Two-photon Microscopy at JoVE.com

An Isolated Semi-intact Preparation of the Mouse Vestibular Sensory Epithelium for Electrophysiology and High-resolution Two-photon Microscopy

معقد تحليل الدهليزي وظيفة خلايا الشعر عن طريق موقعهم في أعماق أصعب جزء من الجمجمة، والعظم الصدغي الصخري. وقد استخدمت معظم الدراسات خلية الشعر وظيفي حاد خلايا الشعر معزولة. هنا نحن تصف إعداد شبه سليمة من ظهارة الدهليزي الماوس للدراسات المجهر الكهربية واثنين من الفوتون.

استعدادا شبه سليمة المعزولة من الفأر الدهليزي الظهارة الحسية للالكهربية وعالية الدقة الميكروسكوب ثنائي الفوتون

Understanding vestibular hair cells function  under normal conditions, or how trauma, disease, and aging disrupt this  function is a vital step in the ...

an-isolated-semi-intact-preparation-mouse-vestibular-sensory

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.8K Views.  University of Sydney. معقد تحليل الدهليزي وظيفة خلايا الشعر عن طريق موقعهم في أعماق أصعب جزء من الجمجمة، والعظم الصدغي الصخري. وقد استخدمت معظم الدراسات خلية الشعر وظيفي حاد خلايا الشعر معزولة. هنا نحن تصف إعداد شبه سليمة من ظهارة الدهليزي الماوس للدراسات المجهر الكهربية واثنين من ا...

Video: An Isolated Semi-intact Preparation of the Mouse Vestibular Sensory Epithelium for Electrophysiology and High-resolution Two-photon Microscopy

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

في التصوير المجراة من الحبل الشوكي عن طريق الماوس ثنائي الفوتون المجهري

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Sensory Nerve Fibers Innervating Skin and Limb Bones

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in animals and humans. These peripheral sensory nerve fibers express a plethora of receptors and ion channel proteins which detect and initiate specific sensory stimuli. Methods are available to characterize the electrical properties of peripheral sensory nerve fibers innervating the skin, which can also be utilized to identify the functional expression of specific ion channel proteins in these fibers. However, similar electrophysiological methods are not available (and are also difficult to develop) for the detection of the functional expression of receptors and ion channel proteins in peripheral sensory nerve fibers innervating other visceral organs, including the most challenging tissues such as bone. Moreover, such electrophysiological methods cannot be utilized to determine the expression of non-excitable proteins in peripheral sensory nerve fibers. Therefore, immunostaining of peripheral/visceral tissue samples for sensory nerve fivers provides the best possible way to determine the expression of specific proteins of interest in these nerve fibers. So far, most of the protein expression studies in sensory neurons have utilized immunostaining procedures in sensory ganglia, where the information is limited to the expression of specific proteins in the cell body of specific types or subsets of sensory neurons. Here we report detailed methods/protocols for the preparation of peripheral/visceral tissue samples for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. We specifically detail methods for the preparation of skin or plantar punch biopsy and bone (femur) sections from mice for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. These methods are not only key to the qualitative determination of protein expression in peripheral sensory neurons, but also provide a quantitative assay method for determining changes in protein expression levels in specific types or subsets of sensory fibers, as well as for determining the morphological and/or anatomical changes in the number and density of sensory fibers during various pathological states. Further, these methods are not confined to the staining of only sensory nerve fibers, but can also be used for staining any types of nerve fibers in the skin, bones and other visceral tissue.

Immunocytochemical identification of peripheral sensory nerve fiber subtypes (and detection of protein expression therein) are key to the understanding of molecular mechanisms underlying peripheral sensation. Here we describe methods for preparation of peripheral/visceral tissue samples, such as skin and limb bones, for specific immunostaining of peripheral sensory nerve fibers.

تحضير الأنسجة وImmunostaining من الألياف العصبية الحسية ماوس التعصيب الجلد والعظام الاطراف

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

في الجسم الحي ثنائي الفوتون التصوير من الخبرة التي تعتمد على التغيرات الجزيئية في الخلايا العصبية القشرية

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

An In-vitro Preparation of Isolated Enteric Neurons and Glia from the Myenteric Plexus of the Adult Mouse

The enteric nervous system is a vast network of neurons and glia running the length of the gastrointestinal tract that functionally controls gastrointestinal motility. A procedure for the isolation and culture of a mixed population of neurons and glia from the myenteric plexus is described. The primary cultures can be maintained for over 7 days, with connections developing among the neurons and glia. The longitudinal muscle strip with the attached myenteric plexus is stripped from the underlying circular muscle of the mouse ileum or colon and subjected to enzymatic digestion. In sterile conditions, the isolated neuronal and glia population are preserved within the pellet following centrifugation and plated on coverslips. Within 24-48 hr, neurite outgrowth occurs and neurons can be identified by pan-neuronal markers. After two days in culture, isolated neurons fire action potentials as observed by patch clamp studies. Furthermore, enteric glia can also be identified by GFAP staining. A network of neurons and glia in close apposition forms within 5 - 7 days. Enteric neurons can be individually and directly studied using methods such as immunohistochemistry, electrophysiology, calcium imaging, and single-cell PCR. Furthermore, this procedure can be performed in genetically modified animals. This methodology is simple to perform and inexpensive. Overall, this protocol exposes the components of the enteric nervous system in an easily manipulated manner so that we may better discover the functionality of the ENS in normal and disease states.

An In-vitro Preparation of Isolated Enteric Neurons and Glia from the Myenteric Plexus of the Adult Mouse

We demonstrate a cell culture protocol for the direct study of neuronal and glial components of the enteric nervous system. A neuron/glia mixed culture on coverslips is prepared from the myenteric plexus of adult mouse providing the ability to examine individual neuron and glia function by electrophysiology, immunohistochemical, etc.

على<em&gt; في المختبر</em&gt; إعداد الخلايا العصبية المعوية المعزولة والدبقية من الضفيرة العضلية المعوية من الماوس الكبار

The enteric nervous system is a vast network of neurons and glia running the length of the gastrointestinal tract that functionally controls ...

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as addition/removal of synapses, occur in an experience-dependent manner, providing the structural foundation of neuronal plasticity. As postsynaptic components of the most excitatory synapses in the cortex, dendritic spines are considered to be a good proxy of synapses. Taking advantages of mouse genetics and fluorescent labeling techniques, individual neurons and their synaptic structures can be labeled in the intact brain. Here we introduce a transcranial imaging protocol using two-photon laser scanning microscopy to follow fluorescently labeled postsynaptic dendritic spines over time in vivo. This protocol utilizes a thinned-skull preparation, which keeps the skull intact and avoids inflammatory effects caused by exposure of the meninges and the cortex. Therefore, images can be acquired immediately after surgery is performed. The experimental procedure can be performed repetitively over various time intervals ranging from hours to years. The application of this preparation can also be expanded to investigate different cortical regions and layers, as well as other cell types, under physiological and pathological conditions.

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

Time-lapse imaging in the living animal provides valuable information on structural reorganization in the intact brain. Here, we introduce a thinned-skull preparation that allows transcranial imaging of fluorescently labeled synaptic structures in the living mouse cortex by two-photon microscopy.

ثنائي الفوتون<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; التصوير من العمود الفقري شجيري في اللحاء باستخدام الماوس الجمجمة ضعفت إعداد

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as ...

Two-photon Imaging of Cellular Dynamics in the Mouse Spinal Cord

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for live-cell imaging in the murine spinal cord. This technique is uniquely suited to analyze neural precursor cell (NPC) dynamics following transplantation into spinal cords undergoing neuroinflammatory demyelinating disorders. NPCs migrate to sites of axonal damage, proliferate, differentiate into oligodendrocytes, and participate in direct remyelination. NPCs are thereby a promising therapeutic treatment to ameliorate chronic demyelinating diseases. Because transplanted NPCs migrate to the damaged areas on the ventral side of the spinal cord, traditional intravital 2P imaging is impossible, and only information on static interactions was previously available using histochemical staining approaches. Although this method was generated to image transplanted NPCs in the ventral spinal cord, it can be applied to numerous studies of transplanted and endogenous cells throughout the entire spinal cord. In this article, we demonstrate the preparation and imaging of a spinal cord with enhanced yellow fluorescent protein-expressing axons and enhanced green fluorescent protein-expressing transplanted NPCs.

A new ex vivo preparation for imaging the mouse spinal cord. This protocol allows for two-photon imaging of live cellular interactions throughout the spinal cord.

التصوير ثنائي الفوتون الخلوية ديناميكية في الحبل الشوكي ماوس

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for ...

Quantification of Cerebral Vascular Architecture using Two-photon Microscopy in a Mouse Model of HIV-induced Neuroinflammation

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic neuroinflammatory state within the central nervous system (CNS), thought to be driven principally by virally-mediated activation of microglia and brain resident macrophages. HIV-1 infection is also accompanied by changes in cerebrovascular blood flow (CBF), raising the possibility that HIV-associated chronic neuroinflammation may lead to changes in CBF and/or in cerebral vascular architecture. To address this question, we have used a mouse model for HIV-induced neuroinflammation, and we have tested whether long-term exposure to this inflammatory environment may damage brain vasculature and result in rarefaction of capillary networks. In this paper we describe a method to quantify changes in cortical capillary density in a mouse model of neuroinflammatory disease (HIV-1 Tat transgenic mice). This generalizable approach employs in vivo two-photon imaging of cortical capillaries through a thin-skull cortical window, as well as ex vivo two-photon imaging of cortical capillaries in mouse brain sections. These procedures produce images and z-stack files of capillary networks, respectively, which can be then subjected to quantitative analysis in order to assess changes in cerebral vascular architecture.

This paper describes a method by which the vascular architecture in the brain can be quantified using in vivo and ex vivo two-photon microscopy.

الكمي من الشلل الأوعية الدموية العمارة باستخدام ثنائي الفوتون المجهري في نموذج الفأر من Neuroinflammation التي يسببها فيروس نقص المناعة البشرية

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

في فيفو اثنين-فوتون تصوير الخلايا العصبية القشرية في الفئران حديثي الولادة

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...

Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent and cause visual impairment and blindness. Understanding how such diseases progress is critical to formulating new treatments. In vivo&#160;microscopy in animal models of disease is a powerful tool for understanding neurodegeneration and has led to important progress towards treatments of conditions ranging from Alzheimer&#39;s disease to stroke. Given that the retina is the only central nervous system structure inherently accessible by optical approaches, it naturally lends itself towards in vivo imaging. However, the native optics of the lens and cornea present some challenges for effective imaging access.
This protocol outlines methods for in vivo two-photon imaging of cellular cohorts and structures in the mouse retina at cellular resolution, applicable for both acute- and chronic-duration imaging experiments. It presents examples of retinal ganglion cell (RGC), amacrine cell, microglial, and vascular imaging using a suite of labeling techniques including adeno-associated virus (AAV) vectors, transgenic mice, and inorganic dyes. Importantly, these techniques extend to all cell types of the retina, and suggested methods for accessing other cellular populations of interest are described. Also detailed are example strategies for manual image postprocessing for display and quantification. These techniques are directly applicable to studies of retinal function in health and disease.

In vivo imaging is a powerful tool for the study of biology in health and disease. This protocol describes transpupillary imaging of the mouse retina with a standard two-photon microscope. It also demonstrates different in vivoimaging methods to fluorescently label multiple cellular cohorts of the retina.

تصوير الفوتون عبر الحدقة في الجسم الحي لشبكية العين الفأرية

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent ...

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal excitability. Recent studies have revealed the differential gene expression and functional heterogeneity of microglia in different brain regions. The unique functions of the hippocampal neural network in learning and memory may be associated with the active roles of microglia in synapse remodeling. However, inflammatory responses induced by surgical procedures have been problematic in the two-photon microscopic analysis of hippocampal microglia. Here, a method is presented that enables the chronic observation of microglia in all layers of the hippocampal CA1 through an imaging window. This method allows the analysis of morphological changes in microglial processes for more than 1 month. Long-term and high-resolution imaging of the resting microglia requires minimally invasive surgical procedures, appropriate objective lens selection, and optimized imaging techniques. The transient inflammatory response of hippocampal microglia may prevent imaging immediately after surgery, but the microglia restore their quiescent morphology within a few weeks. Furthermore, imaging neurons simultaneously with microglia allows us to analyze the interactions of multiple cell types in the hippocampus. This technique may provide essential information about microglial function in the hippocampus.

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

This paper describes a method for chronic in vivo observation of the resting microglia in the mouse hippocampal CA1 using precisely controlled surgery and two-photon microscopy.