المؤلف بفضل الدكتور ماتياس مان للدعم المستمر والسيدة كاتارينا من Zettl لبيان الأسلوب. وأيد هذا العمل من قبل جمعية ماكس بلانك لتقدم العلوم.

1. الأجهزة المطلوبة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد شرائح الأنسجة لتسليخ مجهري وتحلل العينة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين Thermoblock إلى 99 درجة مئوية أو حمام مع الماء المغلي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الليزر microdissector التشغيل (على سبيل المثال النخيل، زايس، غوتنغن، ألمانيا). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Thermostated مقعد بين كبار الطرد المركزي، ودرجة الحرارة لتعيين 20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غرفة الرطب (المربع) مع رف للإيبندورف من نوع أنابيب التخلص منها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين الحاضنة إلى 37 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الطيفي تمكين قياس مضان متحمس بالقرب من ضوء الأشعة فوق البنفسجية مع cuvettes الكوارتز الصغيرة الحجم (0.1-0.2 مل). </li></ol></li></ol> 2. حلول <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> &#39;الاحتياطي تحلل الأنسجة &quot;(TLB): 0.1 M تريس، حمض الهيدروكلوريك، ودرجة الحموضة 8.0، 0.1 M DTT، 0.5٪ (ث / ت) البولي ايثيلين جلايكول 20،000 و 4٪ SDS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> UA الحل: 8 M اليوريا في 0.1 M تريس، حمض الهيدروكلوريك درجة الحموضة 8.5. إعداد 1 مل لكل 1 العينة. UA IAA والحلول يجب أن تكون طازجة وتستخدم في غضون يوم واحد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحل IAA: 0.05 M طodoacetamide في UA. إعداد 0.1 مل لكل 1 العينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Endoproteinase ليز-C، محلول المخزون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التربسين، محلول المخزون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> &#39;الهضم العازلة &quot;(DB): 0.05 M تريس، حمض الهيدروكلوريك درجة الحموضة 8.5. إعداد 0.25 مل لكل 1 العينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> &#39;تريبتوفان ستاندرد الحل &quot;: 0.1 ميكروغرام التربتوفان في 1 مل من الماء منزوع الأيونات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> &quot;الفحص العازلة B &#39;(ABB): 10 ملي تريس، حمض الهيدروكلوريك، ودرجة الحموضة 7.6. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> محلول المخزون من بريتون وروبنسون العالمي العازلة (BRUB). تحضير محلول يحتوي على 0.1 M CH 3 COOH، 0.1 MH 3 ص 4، و 0.1 MH 3 BO 3 وضبط مع 1 M هيدروكسيد الصوديوم إلى درجة الحموضة المطلوبة (2، 4، 5، 6، و 11). قبل الاستخدام تمييع 5 أضعاف مع الماء منزوع الأيونات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العازلة ج: 1٪ (ت / ت) CH 3 COOH في الماء منزوع الأيونات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العازلة B: 60٪ (ت / ت) CH 3 CN، 1٪ (ت / ت) CH3COOH في الماء منزوع الأيونات. </li></ol> 3. تلميح ماصة وأعمدة &quot;StageTip &#39; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد ساكس طرف عمود بواسطة التراص 6 طبقات من غشاء Empore-انيون في التعاونmmon 0.2 مل طرف ماصة. جعل عمودين ساكس طرف في العينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد &#39;StageTip من خلال التراص 3 طبقات من Empore-C 18 في تلميح ماصة 0.2 مل. جعل 6 نصائح لمرحلة كل عينة. </li></ol> 4. إعداد شرائح الأنسجة لتسليخ مجهري وتحلل عينة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع المقاطع مع مشراح (سمك شرائح يعتمد على العينة. عادة تسليخ مجهري يعمل بشكل جيد مع شرائح من 7-10 ميكرون). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أشرق الشرائح الغشاء (MembraneSlide 1.0 PEN) مع ضوء الأشعة فوق البنفسجية لمدة 45 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل المقاطع على الشرائح الغشاء أشرق وجافة عند 37 درجة مئوية لمدة 2 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Deparaffinize المقاطع التي شنت من قبل اثنين من حضانات المتعاقبة في الزيلين لمدة 2.5 دقيقة و 1.5 دقيقة. ترطيب أقسام حضانات بواسطة التوالي في الإيثانول المطلق، و 70٪ من الإيثانول، والمياه، ولكل لمدة 1 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وصمة عار المقاطع مع الهيماتوكسيلين ماير لمدة 20 ثانية، وشطف مع الماء لمدة 1 دقيقة، والهواء الجاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع populati الخليةعلى الاهتمام باستخدام نظام تسليخ مجهري التقاط الليزر. عند استخدام أداة النخيل (زايس) جمع عينات في أغطية لاصقة (لاصق CAP 200). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة قسامة من TLB على المواد microdissected في الحد الأقصى. إغلاق أنبوب وجمع تعليق من قبل الطرد المركزي قصيرة. ليز الأنسجة microdissected في 99 درجة مئوية في كتلة التدفئة مع الإثارة (600 دورة في الدقيقة) لمدة 1 ساعة. استخدام 3 ميكرولتر من العازلة لمدة 10 NL من الأنسجة microdissected. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توضيح استخراج النفط الخام بواسطة الطرد المركزي في 16،000 XG في 18 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة. يمكن تخزين المحللة المجمدة في -20 درجة مئوية. </li></ol> 5. تجهيز العينة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلط ما يصل الى 50 ميكرولتر من المحللة أوضح مع 200 ميكرولتر من UA في وحدات الترشيح الفائق (30K الشرعي) وأجهزة الطرد المركزي في XG 14،000 حتى أقل من 10 ميكرولتر من الحل ستبقى في التصفية. عادة هذه الخطوة يتطلب 10-15 دقيقة الطرد المركزي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة 200 ميكرولتر من UA إلى وحدة الترشيح الفائقوأجهزة الطرد المركزي كما في 5.1. تفريغ أنبوب جمع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة 50 ميكرولتر من الحل IAA وتخلط في 600 دورة في الدقيقة في خلاط الحرارية لمدة 1 دقيقة وأجهزة الطرد المركزي كما في 5.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة 100 ميكرولتر من UA إلى وحدة الترشيح الفائق وأجهزة الطرد المركزي كما في 5.1. كرر هذه الخطوة مرتين </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة 100 ميكرولتر من DB إلى وحدة الترشيح الفائق وأجهزة الطرد المركزي في في 5.1. كرر هذه الخطوة مرتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل وحدات الترشيح لأنابيب جمع جديدة. ماصة 40 ميكرولتر DB مع endoproteinase ليز-C (بروتين لنسبة البروتين الكلي 1:100) وتخلط في 600 دورة في الدقيقة في خلاط الحرارية لمدة 1 دقيقة. احتضان الوحدات في غرفة رطبة عند 37 درجة مئوية لمدة 18 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أجهزة الطرد المركزي وحدات التصفية في 14،000 XG مثل 5.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة 160 ميكرولتر من الماء منزوع الأيونات وأجهزة الطرد المركزي وحدات التصفية كما في 5.1. وتجمع التدفق من خلال (5.7 و 5.8 الخطوات) يحتوي على الببتيدات الصادرة عن endoproteinase ليز C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل وحدة الترشيح الفائق إلى أنبوب المجموعة الجديدة. إضافة 40 ميكرولترDB مع التربسين (انزيم البروتين إلى نسبة 1:100) وتخلط في 600 دورة في الدقيقة في خلاط الحرارية لمدة 1 دقيقة. احتضان الوحدات في غرفة رطبة عند 37 درجة مئوية لمدة 4 ساعة. كرر الخطوات من 5.7 و 5.8 لجمع الببتيدات زيتية. </li></ol> 6. الكميات من الببتيدات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس محتوى الببتيد في هضم البروتين يمكن أن يؤديها في المخزن المخفف لأن بقايا التربتوفان يمكن الوصول إليها بشكل جيد للمذيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة 0.2 مل من ABB في كفيت الكوارتز وتسجيل طيف الانبعاث لل&#39;فارغ&#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد منحنى المعايرة باستخدام 0.1 ميكروغرام الخطوات بإضافة 1 ميكرولتر مأخوذة من خدمات الدعم التقني لكفيت ومزيج لطيف مع ABB. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف كفيت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة العينة وتسجيل الطيف (عينة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب من البروتين والببتيد تركيز منذ 0.1 ميكروغرام التربتوفان يعادل حوالي 9 ميكروغرام من البروتين (على أساس متوسط ​​1.1٪ من المحتوى التربتوفان في مخاليط البروتين الحصول عليها بذ lysing الخلايا البشرية) محتوى البروتين من العينة في محتوى أو الببتيد في هضم يساوي: <img alt="المعادلة 1" fo:content-width="2.787in" fo:src="/files/ftp_upload/50589/50589eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50589/50589eq1.jpg" /> حيث F (Standard1) هو مضان من 0.1 ميكروغرام مستوى التربتوفان. محتوى الببتيد يسمح حساب العائد من الإجراء الهضم ويوفر المعلومات الضرورية لمتابعة تجزئة الببتيد والتحليل الطيفي الشامل. </li></ol> 7. تجزئة من ليز-C والببتيدات زيتية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع الحلول الببتيد التي حصلت عليها الهضم مع ليز-C والتربسين مع 0.2 مل من BRUB درجة الحموضة ودرجة الحموضة 5 11، على التوالي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع ساكس طرف عمود في أنبوب الطرد المركزي محول الغطاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل ويوازن ساكس بلاغ العمود تباعا مع 0.1 مل من الميثانول، 0.1 مل من هيدروكسيد الصوديوم M 1، و 3 مرات مع 0.1 مل من BRUB، ودرجة الحموضة 11 لفصل ليز-C peptiقصر ومع BRUB، ودرجة الحموضة 5 لالببتيدات زيتية. ومما يسهل تدفق الحلول من خلال المواد عمود بواسطة الطرد المركزي في 4000 ز س. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل ويوازن C 18 - &#39;StageTips&#39; في وقت لاحق مع، 0.05 مل من الميثانول، ثم مع 0.05 مل من العازلة B ومع 0.05 مل من العازلة A. إعداد ستة C 18 - &#39;StageTips&#39;؛ 4 للفصل اليس الببتيدات C واثنين لفصل الببتيدات زيتية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع ساكس تلميح عمود في ال 18 C - &#39;StageTip&#39;. تحميل الحلول العينة إلى معايرتها ساكس تلميح الأعمدة والأعمدة في أجهزة الطرد المركزي 5،000 x ج لمدة 3 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تتوازن الأعمدة &#39;ماصة طرف&#39; مع 0.1 مل من BRUB، ودرجة الحموضة ودرجة الحموضة 11 أو 5 على التوالي إلى LYC-C وعينات زيتية. تسهيل تدفق بواسطة الطرد المركزي في 5000 ز س. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل ساكس تلميح عمود C إلى 18 المقبل - &#39;StageTip&#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مواصلة يبلغ حجمه من الببتيدات مع BRUB درجة الحموضة 6، 4، و 2 للعينة ليز C ومع BRUB 2 درجة الحموضة للعينة مع الببتيدات زيتية. لكل خطوة شطف استخدام منفصلة C 18 - &#39;StageTip&#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل C 18 - &#39;StageTips&#39; مع 0.05 مل من العازلة A. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أزل الكسور مع 0.05 مل من العازلة B في قارورة تستخدم مباشرة لحقن العينات في نظام LC تجميعها مع مطياف الكتلة. </li></ol>

<ol>
	<li>Nagaraj, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+proteome+and+transcriptome+mapping+of+a+human+cancer+cell+line.">Deep proteome and transcriptome mapping of a human cancer cell line.</a> Molecular systems biology. 7, 548 (2011).</li><li>Beck, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+quantitative+proteome+of+a+human+cell+line.">The quantitative proteome of a human cell line.</a> Molecular systems biology. 7, 549 (2011).</li><li>Wisniewski, J. R., Dus, K., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proteomic+workflow+for+analysis+of+archival+formalin-fixed+and+paraffin-embedded+clinical+samples+to+a+depth+of+10+000+proteins.+Proteomics.">Proteomic workflow for analysis of archival formalin-fixed and paraffin-embedded clinical samples to a depth of 10 000 proteins. Proteomics.</a> Clin. Appl. 7 (3-4), 225-233 (2013).</li><li>Magdeldin, S., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toward+deciphering+proteomes+of+formalin-fixed+paraffin-embedded+(FFPE)+tissues.">Toward deciphering proteomes of formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) tissues.</a> Proteomics. 12 (7), 1045-1058 (2012).</li><li>Ostasiewicz, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proteome,+phosphoproteome,+and+N-glycoproteome+are+quantitatively+preserved+in+formalin-fixed+paraffin-embedded+tissue+and+analyzable+by+high-resolution+mass+spectrometry.">Proteome, phosphoproteome, and N-glycoproteome are quantitatively preserved in formalin-fixed paraffin-embedded tissue and analyzable by high-resolution mass spectrometry.</a> J. Proteome Res. 9 (7), 3688-36700 (2010).</li><li>Wisniewski, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Universal+sample+preparation+method+for+proteome+analysis.">Universal sample preparation method for proteome analysis.</a> Nature. 6 (5), 359-362 (2009).</li><li>Wisniewski, J. R., Ostasiewicz, P., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+recovery+FASP+applied+to+the+proteomic+analysis+of+microdissected+formalin+fixed+paraffin+embedded+cancer+tissues+retrieves+known+colon+cancer+markers.">High recovery FASP applied to the proteomic analysis of microdissected formalin fixed paraffin embedded cancer tissues retrieves known colon cancer markers.</a> Journal of proteome research. 10 (7), 3040-3049 (2011).</li><li>Wisniewski, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extensive+quantitative+remodeling+of+the+proteome+between+normal+colon+tissue+and+adenocarcinoma.">Extensive quantitative remodeling of the proteome between normal colon tissue and adenocarcinoma.</a> Mol. Syst. Biol. 8, 611 (2012).</li><li>Wisniewski, J. R., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Consecutive+proteolytic+digestion+in+an+enzyme+reactor+increases+depth+of+proteomic+and+phosphoproteomic+analysis.">Consecutive proteolytic digestion in an enzyme reactor increases depth of proteomic and phosphoproteomic analysis.</a> Anal. Chem. 84 (6), 2631-2637 (2012).</li><li>Wisniewski, J. R., Zougman, A., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+FASP+and+StageTip-based+fractionation+allows+in-depth+analysis+of+the+hippocampal+membrane+proteome.">Combination of FASP and StageTip-based fractionation allows in-depth analysis of the hippocampal membrane proteome.</a> J. Proteome Res. 8 (12), 5674-5678 (2009).</li><li>Rappsilber, J., Ishihama, Y., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stop+and+go+extraction+tips+for+matrix-assisted+laser+desorption/ionization,+nanoelectrospray,+and+LC/MS+sample+pretreatment+in+proteomics.">Stop and go extraction tips for matrix-assisted laser desorption/ionization, nanoelectrospray, and LC/MS sample pretreatment in proteomics.</a> Anal. Chem. 75 (3), 663-670 (2003).</li><li>Thompson, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+pre-analytical+factors+on+the+proteomic+analysis+of+formalin-fixed+paraffin-embedded+tissue.">Impact of pre-analytical factors on the proteomic analysis of formalin-fixed paraffin-embedded tissue.</a> Proteomics Clin. Appl. , (2012).</li></ol>

المؤلف ليس لديه ما يكشف.

القدرة على دراسة المواد FFPE من البروتين التكنولوجيا إلى عمق مقارنة مع تسلسل الحمض النووي وتقنيات ميكروأري يفتح آفاقا جديدة في العلامات البيولوجية واكتشاف الهدف المخدرات. بروتوكول صفها تمكن توصيف وتحديد الكميات من proteomes السكان من الخلايا microdissected على مقياس من 10،000 البروتينات. عند استخدام أقل للمواد microdissected يمكن إنشاء قواعد البيانات أصغر، ولكن ربما في كثير من الحالات يمكن أيضا أن توفر تلك البيانات السريرية قيمة. وبالتالي، إما العينات يمكن تحليلها مباشرة بعد العملية MED-FASP أو يمكن فصلها في أقل الكسور. منذ الإجراء FASP متوافق مع أي نوع من الأنزيم البروتيني، والانزيمات الأخرى أو الجمع بينهما يمكن استخدامها من الهضم من البروتين 6. نوعية المواد FFPE يبدو أن المسألة الأكثر أهمية من التحليل. وقد عانينا من أن الأنسجة الثابتة من نفس الأصل ولكن يأتي من تختلفكان عيادات الأنف والحنجرة خصائص متميزة. استخدام الأنسجة من مصدر واحد وكنا قادرين على توليد عوائد عالية في الببتيدات، في حين كانت مواد مماثلة من عيادة أخرى عديمة الفائدة تقريبا. فمن المحتمل أن تثبيت تطبيق وإجراءات تضمين فضلا عن ظروف التخزين هي العوامل الرئيسية التي تؤثر على خواص المادة 12 السريرية. وبالتالي فإنه من المستحسن لاختبار خصائص بعض العينات قبل البدء في مشروع أكبر. وذكرت العديد من المنشورات استخدام المواد FFPE في الماضي. ومع ذلك، فإن عدد من البروتينات التي تم تحديدها في هذه الدراسات لا تتعدى أكثر من 1،000-2،000 البروتينات 4. النظر في حجم proteomes محددة الخلية البشرية تضم أكثر من 10،000 والبروتينات، وكانت فقط قادرة على تقديم صورة سطحية للغاية، وتقتصر تقريبا على البروتينات وفيرة للغاية المشاركة في مهام التدبير المنزلي مثل هذه الدراسات. بروتوكول لدينا تمكن العزلة الفعالة من المواد البيولوجية أو السريرية ومدمج الحفاظ على الأنسجة ويتم تحسينه لتحلل، وتجهيز البروتين والببتيد prefractionation. ونتيجة لذلك لدينا عينة إعداد سير العمل، عندما يقترن إلى مطياف الكتلة الراقية، ويتيح نظرة ثاقبة على proteomes كاملة تقريبا. ملحوظة، وهذا ممكن في متطلبات كمية عينة دقيقة. والميزة الرئيسية لاستخدام الأنسجة المحفوظة هو توافرها واسعة نسبيا. عينات FFPE أرشفة لسنوات وعقود عديدة، وتعتبر في بعض الأحيان غير مجدية كما، والآن، وذلك بفضل التكنولوجيا البروتين، كما تظهر المواد ذات قيمة عالية للبحوث السريرية. في حين أن العديد من الأمراض يمكن دراستها باستخدام التحقيق المواد الطازجة أو المجمدة من المواد FFPE يبدو أن تكون ذات أهمية خاصة لدراسة الأمراض النادرة 12، وجمع مجموعة تمثيلية من العينة عادة ما يستغرق وقتا طويلا.

تحديد مع امتصاص العرق وتضمينها في البارافين (FFPE) هو الأسلوب القياسي لحفظ والتحقيق pathomorphologic المواد الأنسجة السريرية. المجهري للأنسجة المحفوظة يسمح تحديد المرض المرتبطة تغيرات شكلية، وكشف وسجل وقوع المرض مستضدات ذات الصلة. منذ يستخدم عادة سوى جزء صغير من العينة FFPE في هذه التحليلات، لا تزال كميات كبيرة من المواد السريرية أرشفة ويمكن استغلالها في أنواع أخرى من الدراسات. خلال العقد الأخير تم تعزيز البحوث في علوم الحياة عن طريق التكنولوجيا البروتين قوية. يسمح هذا تقنية التعرف على الهوية والكميات الآلاف من البروتينات في مخاليط معقدة البروتين. سمة هامة من التكنولوجيا هو أن هناك حاجة إلى كميات ضئيلة فقط من المواد ليحلل نطاق واسع. أظهرت دراسات حديثة أن البروتينات البروتين يمكن دراستها على مقياس من شركات تقريباوليته proteomes 1، 2. هذا النوع من التحقيقات تمكن نظام رؤى واسعة في تكوين الخلايا وتحديد مجموعات من البروتينات التي تحدث في مستويات الشاذة في الأمراض. في حين أن هذه الدراسات من القدرات اللازمة الطيفي كتلة كبيرة، وقد أثبتت أعمال حديثة أن مدى مماثلة لتحديد الهوية لا يمكن أن يتحقق في غضون يوم واحد من قياس 3. متطلبات منخفضة نسبيا كمية العينة، ومدى توافر واسعة من العينات السريرية الحفاظ إغراء لنا وللآخرين لتطوير أساليب تمكين استكشاف البروتين من المواد FFPE (لاستعراض رؤية 4). الاستفادة من عكس اتجاه التثبيت الفورمالين تحت المعالجة الحرارية وضعنا بروتوكولا يسمح استخراج كمية من البروتينات من الأنسجة الثابتة 5. لقد أظهرنا أن الإجراء تثبيت يحفظ البروتينات فحسب، ولكن أيضا على الأقل بعض التعديلات ما بعد النقل. Phosphorylation وN-ارتباط بالغليكوزيل يمكن دراستها باستخدام عينات FFPE 5، ومع ذلك شرطا أساسيا لأنها تسيطر تماما جمع الأنسجة وتخزين وتثبيت الأوضاع. المقبل، ونحن قد اشتركا في تطوير طريقة لالتقاط الليزر تسليخ مجهري للأنسجة الثابتة وللمفاعل على أساس عينة البروتين تجهيز 6، 7. دراسة على نطاق واسع على سرطان القولون والمستقيم يسمح التحليل الكمي من 7،500 البروتينات من microdissected من المواد السريرية 8. أخيرا، فقد قمنا بتحسين طريق استكشاف المواد microdissected من خلال تطبيق مرتين متتاليتين البروتين خطوة الهضم بروتوكول 9. في مقارنة لاستراتيجيات مشتركة باستخدام انزيم الهضم واحد، وهذا الإجراء يمكن توليد المزيد من الببتيدات تسلسل فريدة من نوعها، وبالتالي يؤدي إلى عمق أكبر من تحديد البروتين. تحليل microdissected غدي القولون الإنسان يسمح تحليل البروتين إلى عمق 9،500 البروتينات في عينة 3. في هذا عشيقذ نحن تعيينها 55،000 الببتيدات لكل عينة مما يتيح تحديد 88-89٪ بروتينات مع لا يقل عن 2 الببتيدات. هنا نقدم بروتوكول الأمثل لإعداد عينات من المواد لتحليلها FFPE LC-MS/MS. ويتألف هذا البروتوكول إعداد شرائح الأنسجة لتسليخ مجهري، تحلل الخلايا المعزولة، وتجهيز العينات في شكل مفاعل (FASP) 6. ثم نحن تصف تقرير spectrofluorometric من غلة الببتيد؛ مهمة ذات أهمية عالية لتحديد الببتيد الأمثل من قبل مطياف الكتلة. أخيرا، علينا أن نظهر مبادل أنيون قوية (ساكس) القائمة على تقنية فصل للتجزئة الببتيد. في هذه الطريقة يتم تنفيذ كل من الفصل الببتيد وتنظيف النهائي خارج باستخدام microcolumns ماصة طرف 10 و 11. هذه الخطوة اختيارية ولكن ينصح في الدراسات التي أكثر من عدد قليل ميكروجرام الببتيدات يمكن الحصول عليها من عينة واحدة. وSAX-تجزئة يمكن زيادة كبيرة في عدد ومجموعة ديناميكية من الايدنتifications وتوسيع نطاق تغطية تسلسل البروتين 3، 10.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of the reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MembraneSlide 1.0 PEN</td>
			<td>Carl-Zeiss Microscopy GmBH, Goettingen, Germany</td>
			<td>415190-9041-000</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Adhesive Cap 200 opaque</td>
			<td>Carl-Zeiss Microscopy GmBH, Goettingen, Germany</td>
			<td>415190-9181-000</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Mayer's hematoxylin solution </td>
			<td>Sigma-Aldrich St. Louis, MO</td>
			<td>MHS32</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Forensic 30k </td>
			<td>Merck Millipore Darmstadt, Germany</td>
			<td>MRCF0R030 </td>
			<td>(Previously sold as Microcon YM-30) </td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Empore Anion</td>
			<td>Bioanalytical technologies 3M Company ST. Paul, MN </td>
			<td>2252</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Empore C18</td>
			<td>Bioanalytical technologies 3M Company ST. Paul, MN</td>
			<td>2215</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Trypsin </td>
			<td>Promega </td>
			<td>2014-06-27</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Endoproteinase Lys-C</td>
			<td>Wako</td>
			<td>129-02541</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

proteomic sample preparation from formalin fixed and paraffin embedded tissue

المواد السريرية الحفاظ هو مصدرا فريدا للتحقيق البروتين من اضطرابات الإنسان. نحن هنا وصف بروتوكول الأمثل مما يسمح التحليل الكمي على نطاق واسع من الفورمالين الثابتة وجزءا لا يتجزأ من البارافين (FFPE) الأنسجة. ويتألف الإجراء أربع خطوات متميزة. أول واحد هو إعداد الأبواب من المواد FFPE وتسليخ مجهري للخلايا الفائدة. في الخطوة الثانية هي هي lysed الخلايا المعزولة ومعالجتها باستخدام &#39;تصفية بمساعدة عينة إعداد&#39; (FASP) التقنية. في هذه الخطوة، ونضبت البروتينات من الكواشف المستخدمة للتحلل العينة ويتم هضمها في يومين الخطوات باستخدام endoproteinase LysC والتربسين. بعد كل عملية الهضم، يتم جمع الببتيدات في كسور منفصلة ويتم تحديد محتواها باستخدام قياس مضان حساسة للغاية. أخيرا، ومجزأة الببتيدات على microcolumns &#39;ماصة طرف&#39;. يتم فصل LysC-الببتيدات إلى 4 كسور في حين أن المؤسسة العامة زيتيةيتم فصل ptides في 2 الكسور. بهذه الطريقة عينات أعدت تسمح تحليل proteomes من كميات ضئيلة من المواد إلى عمق 10،000 البروتينات. وبالتالي، فإن سير العمل وصفها هي تقنية قوية لدراسة الأمراض في نطاق المنظومة الموضة فضلا عن تحديد المؤشرات الحيوية المحتملة والأهداف المخدرات.

تحليل البروتين من المواد FFPE يتطلب أساليب قوية وقابلة للتكرار لإعداد العينة. في هذا المنشور علينا أن نبرهن على بروتوكول يسمح العزلة فعالة من السكان الخلية من المواد الثابتة والمعالجة الكيميائية مما يؤدي إلى كسور عالية النقاء الببتيد التي يمكن استخدامها مباشرة لتحليل LC-MS/MS. تتكون الإجراء من أربعة أجزاء منفصلة: (1) إعداد المقاطع من العينات FFPE وتسليخ مجهري لها، (2) تحلل العينة وتجهيز البروتينات باستخدام نهج MED FASP، و (3) تحديد الكميات و (4) من تجزئة الببتيدات (الشكل 1). في الخطوة الأولى من الإجراء يتم مقطوع العينات FFPE مع مشراح والتي شنت على غشاء تغطية الشرائح. لزيادة التصاق بين أقسام الأنسجة وسطح الغشاء الشريحة من الضروري أن أشرق على سطح الشريحة مع ضوء الأشعة فوق البنفسجية. لهذا الغرض نستخدم ضوء مصباح الأشعة فوق البنفسجيةمتكاملة في لمقعد ثقافة الخلية. بعد هذه الخطوة التي يتعرض لها الشرائح ليغسل السماح إزالة البارافين والإماهة من العينات. اتسخت المواد ممهى مع hematoxilin لفترة قصيرة. هذه النتائج في تلطيخ ضعيفة من العينة ولكن يكفي لتصور من مناطق العينة لتسليخ مجهري. عملية تلطيخ لابد من توقف بسرعة قبل الشطف الشرائح مع وجود فائض من المياه. وتلطيخ لفترات طويلة من نتائج العينة في غلة الببتيد الفقراء. في الخطوة التالية التي يتعرض لها أقسام المجففة لتسليخ مجهري. اختيار المناطق الأنسجة من الخلايا الفردية يعتمد على نوع من التحقيق ويتطلب دائما معرفة محددة في الأنسجة أو المورفولوجيا المرضية. يتم جمع المواد صدر الليزر على الأسطح لاصقة للأنابيب جمع العينات. منذ القدرات ملزم من المواد اللاصقة يقتصر فمن الضروري لنقل المواد microdissected من غطاء لروقال انه بعد تشريح أنبوب من كل 3-5 مم 2 العينة. وهذا يمكن أن يتم بسهولة من قبل pipetting بضع ميكرولتر من العازلة تحلل الأنسجة (LTB) على الغطاء والغزل قصيرة من الأنبوب في جهاز للطرد المركزي. بعد جمع العينة في الجزء السفلي من الأنبوب، ويمكن أن تستمر لتسليخ مجهري وجمع العينات على الغطاء. مرة واحدة ويتم جمع العينة كلها الأنابيب يجب أن تكون مقفول بالإضافة إلى ذلك مع parafilm وحضنت في حمام مائي عند حوالي 99 درجة مئوية مع الإثارة مستمرة لمدة 1 ساعة. منذ خلال المياه الحضانة يتكثف على الغطاء، كل 15 دقيقة الأنابيب يجب أن طرد قريبا لجمع الظهر الماء في أنبوب مخروط. للحصول على الببتيدات تتم معالجة الأنسجة لست] باستخدام نهج MED-FASP. في هذا الأسلوب يتم استنفاد البروتينات هي lysed من المنظفات وغيرها من المواد منخفضة الوزن الجزيئي، carboamidomethylated في بقايا cysteinyl، ومن ثم هضمها على التوالي مع اثنين من الانزيمات المتنوعةfering في خصوصيات تفككها: endoproteinase LysC والتربسين. بعد كل خطوة الهضم يتم جمع الببتيدات إلى كسور منفصلة. في هذا الجزء من إعداد العينات من المهم أن تواصل كل خطوة من الخطوات الطرد المركزي حتى أكثر من 95٪ من الحل تحميلها في البداية إلى وحدة الترشيح مرت الغشاء. تحليل الأنسجة وسرطان القولون لاحظنا أن هذا الإجراء غلة 3-6 ميكروغرام من الببتيد في 100 NL (100 ميكروغرام الأنسجة أو 10 مم 2 من المادة 10 ميكرون) من المادة microdissected (الجدول 1). منذ البروتين الكلي استخراجها من أنسجة حوالي 10٪ من وزن النسيج إجراءات استخراج والهضم تؤدي معا في العائد 30-60٪ في يتعلق الأنسجة الطازجة الأصلي. هذه القيم تعكس الخسائر من البروتين خلال الجفاف وتلطيخ، تسليخ مجهري، والإبقاء على جزء من العينة غير مهضوم في وحدات الترشيح الفائق. لأن الاستخراج ومعالجة أيأسفرت الأنسجة FFPE ن microdissected في العائد البروتين إلى الببتيد تحويل 75٪ 5 فمن المرجح أن تحدث خسائر الحرجة عينة خلال الخطوات قبل MED-FASP. سمة مهمة من الخلائط الببتيد التي حصل عليها هذا الإجراء هو النقاء العالية مما يسهل مزيد من تجزئة الببتيد عملية تجزئة وتحديد الطيف الكتلي. وقد تم مؤخرا أظهرت ذلك من خلال تحليل عينات من الورم الحميد القولون والمستقيم 3. في تلك الدراسة بقيادة حوالي 40٪ من الأحداث MS / MS لتحديد الببتيدات من الأنسجة FFPE وأسفرت عن تعيين ما يصل إلى 17،000 الببتيدات في واحدة المدى LC-MS/MS. وقد تم تحقيق معدلات أعلى تحديد فقط في تحليل المجمدة في المختبر الخلايا المستزرعة 3. في اثنين من الأجزاء الأخيرة من الإجراء بأكمله وكميا الببتيدات المعزولة ومجزأة على microcolumns ماصة طرف. منذ كميات من الببتيد معزولة عن الأنسجة microdissected هي أن يكونانخفاض 10 ميكروغرام أنها لا يمكن قياسها كميا باستخدام استخداما قائم على الأصباغ المقايسات البروتين. أيضا القياسات الطيفية للأشعة فوق البنفسجية A 280 في هذه التركيزات ليست مفيدة نظرا لتأثير تشتت الضوء. في المقابل، قياسات مضان من بقايا التربتوفان توفر وسيلة يمكن الاعتماد عليها لتحديد محتوى الببتيد. في الآونة الأخيرة أظهرت لنا أن ما يصل إلى 5،000 البروتينات من الخلايا المستزرعة يمكن تحديدها في &quot;طلقة واحدة&quot; 4 تحليل ساعة LC-MS/MS 7. ولكن هذا النوع من التحليل تطبق على أنسجة الأم نادرا ما يسمح بتحديد أكثر من 3،000 آلاف البروتينات. لزيادة عمق تحليل الببتيدات ولدت في MED FASP يجب أن تكون مجزأة مسبقا قبل LC-MS/MS. في عمود فصل الجزئي ساكس تستند هي طريقة بسيطة وفعالة تجزئة 10. وقد تم بالفعل تطبيقه في العديد من الدراسات البروتين بما في ذلك تحليل الأنسجة الثابتة 5 و 8 و 9. للساكس &quot;ماصة طرف &#39;microcoluMNS، وC 18 - الأعمدة تحلية &#39;StageTip&#39; 9 هي سهلة التحضير. ويتم تجميع الأعمدة بواسطة التراص من المقابس، وقطع من SAX أو C 18 الأغشية، في 200 ميكرولتر ماصة 11. وترد أمثلة لتحليل العينات FFPE-مجزأة ساكس في الجدول 1. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/50589/50589fig1.jpg" /> الشكل 1. نظرة عامة الإجراء. تتكون الإجراء من أربعة أجزاء منفصلة: (1) إعداد المقاطع من العينات FFPE وتسليخ مجهري لها، (2) تحلل العينة وتجهيز البروتينات باستخدام نهج MED FASP، و (3) تحديد الكميات و (4) من تجزئة الببتيدات. <table border="1" class="jove_content_small" fo:keep-together.within-page="always" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td fo:width="1.4in"> عينة </td><td fo:width="1in"> عينة ما قبل تجزئة / الهضم </strأونج&gt; </td><td fo:width="1in"> استخدام مطياف الكتلة </td><td fo:width="1.25in"> العائد الببتيد نانوغرام / عينة NL (± SD) </td><td fo:width="1.25in"> تعريفات البروتين فريدة من نوعها لكل عينة واحدة </td><td fo:width=".75in"> مرجع </td></tr><tr><td> • Adenonocarcinoma • الغشاء المخاطي للقولون عادي </td><td> SAX / انزيم واحد </td><td> Orbitrap-VELOS </td><td> 36 ± 11 (ن = 8) 30 ± 8 (ن = 8) </td><td> 5،985 ± 54 5،868 ± 110 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> • الورم الحميد القولون </td><td> SAX / اثنين من الانزيمات </td><td> س Exactive </td><td> 56 ± 6.1 (ن = 3) </td><td> 9،501 ± 28 </td><td> 3 </td></tr></tbody></table> الجدول 1. نتائج الممثل التحليلات البروتين في الأنسجة microdissected FFPE.

Watch this Scientific Journal Video about Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue at JoVE.com

Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

الفورمالين الأرشيفية ثابتة وجزءا لا يتجزأ من البارافين (FFPE) العينات السريرية هي مادة قيمة للتحقيق من الأمراض. نحن هنا يبرهن على وجود إعداد سير العمل عينة مما يتيح تحليل متعمق البروتين من الأنسجة FFPE microdissected.

إعداد نموذج البروتين من الفورمالين الثابتة والبارافين جزءا لا يتجزأ من نسيج

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

proteomic-sample-preparation-from-formalin-fixed-paraffin-embedded

Research

JoVE Journal

Biology

27.5K Views.  Max Planck Institute of Biochemistry.  الفورمالين الأرشيفية ثابتة وجزءا لا يتجزأ من البارافين (FFPE) العينات السريرية هي مادة قيمة للتحقيق من الأمراض. نحن هنا يبرهن على وجود إعداد سير العمل عينة مما يتيح تحليل متعمق البروتين من الأنسجة FFPE microdissected. 

Video: Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

MALDI Sample Preparation: the Ultra Thin Layer Method

This video demonstrates the preparation of an ultra-thin matrix/analyte layer for analyzing peptides and proteins by Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization Mass Spectrometry (MALDI-MS) 1,2. The ultra-thin layer method involves the production of a substrate layer of matrix crystals (alpha-cyano-4-hydroxycinnamic acid) on the sample plate, which serves as a seeding ground for subsequent crystallization of a matrix/analyte mixture. Advantages of the ultra-thin layer method over other sample deposition approaches (e.g. dried droplet) are that it provides (i) greater tolerance to impurities such as salts and detergents, (ii) better resolution, and (iii) higher spatial uniformity. This method is especially useful for the accurate mass determination of proteins. The protocol was initially developed and optimized for the analysis of membrane proteins and used to successfully analyze ion channels, metabolite transporters, and receptors, containing between 2 and 12 transmembrane domains 2. Since the original publication, it has also shown to be equally useful for the analysis of soluble proteins. Indeed, we have used it for a large number of proteins having a wide range of properties, including those with molecular masses as high as 380 kDa 3. It is currently our method of choice for the molecular mass analysis of all proteins. The described procedure consistently produces high-quality spectra, and it is sensitive, robust, and easy to implement.

This video demonstrates the preparation of an ultra-thin matrix/analyte layer for analyzing peptides and proteins by Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization Mass Spectrometry (MALDI-MS).

MALDI تحضير العينة : الترا أسلوب طبقة رقيقة

This video demonstrates the preparation of an ultra-thin matrix/analyte layer for analyzing peptides and proteins by Matrix-Assisted Laser Desorption ...

Toxin Induction and Protein Extraction from Fusarium spp. Cultures for Proteomic Studies

Fusaria are filamentous fungi able to produce different toxins. Fusarium mycotoxins such as deoxynivalenol, nivalenol, T2, zearelenone, fusaric acid, moniliformin, etc... have adverse effects on both human and animal health and some are considered as pathogenicity factors. Proteomic studies showed to be effective for deciphering toxin production mechanisms (Taylor et al., 2008) as well as for identifying potential pathogenic factors (Paper et al., 2007, Houterman et al., 2007) in Fusaria. It becomes therefore fundamental to establish reliable methods for comparing between proteomic studies in order to rely on true differences found in protein expression among experiments, strains and laboratories. The procedure that will be described should contribute to an increased level of standardization of proteomic procedures by two ways. The filmed protocol is used to increase the level of details that can be described precisely. Moreover, the availability of standardized procedures to process biological replicates should guarantee a higher robustness of data, taking into account also the human factor within the technical reproducibility of the extraction procedure.
The protocol described requires 16 days for its completion: fourteen days for cultures and two days for protein extraction (figure 1). 
Briefly, Fusarium strains are grown on solid media for 4 days; they are then manually fragmented and transferred into a modified toxin inducing media (Jiao et al., 2008) for 10 days. Mycelium is collected by filtration through a Miracloth layer. Grinding is performed in a cold chamber. Different operators performed extraction replicates (n=3) in order to take into account the bias due to technical variations (figure 2). Extraction was based on a SDS/DTT buffer as described in Taylor et al. (2008) with slight modifications. Total protein extraction required a precipitation process of the proteins using Aceton/TCA/DTT buffer overnight and Acetone /DTT washing (figure 3a,3b). Proteins were finally resolubilized in the protein-labelling buffer and quantified. Results of the extraction were visualized on a 1D gel (Figure 4, SDS-PAGE), before proceeding to 2D gels (IEF/SDS-PAGE). The same procedure can be applied for proteomic analyses on other growing media and other filamentous fungi (Miles et al., 2007).

Toxin Induction and Protein Extraction from Fusarium spp. Cultures for Proteomic Studies

Protein extraction for proteomic analyses in fungal species requires high levels of standardization to be accomplished according with the minimum information about a proteomic experiment (MIAPE) guidelines. We present a video-protocol that includes a procedure for minimizing experimental bias during toxin induction and protein extraction from Fusarium spp.

التعريفي واستخراج السم من البروتين فيوزاريوم النيابة. الثقافات للدراسات البروتين

Fusaria are filamentous fungi able to produce different toxins. Fusarium mycotoxins such as deoxynivalenol, nivalenol, T2, zearelenone, fusaric acid, ...

Western Blotting: Sample Preparation to Detection

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel electrophoresis to separate native or denatured proteins by the length of the polypeptide (denaturing conditions) or by the 3-D structure of the protein (native/ non-denaturing conditions). The proteins are then transferred to a membrane (typically nitrocellulose or PVDF), where they are probed (detected) using antibodies specific to the target protein.

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract.

الغربية التنشيف : إعداد نموذج لكشف

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel ...

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of muscle specification, formation and function in model systems has provided valuable insight into muscle physiology. Therefore, identifying and characterizing molecular mechanisms that underlie muscle damage is critical. The structure of adult Drosophila multi-fiber muscles resemble vertebrate striated muscles 1 and the genetic tractability of Drosophila has made it a great system to analyze dystrophic muscle morphology and characterize the processes affecting muscular function in ageing adult flies 2. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. These preparations allow for the tissue to be stained with classical histological stains and labeled with protein detecting dyes, and specifically cryosections are ideal for immunohistochemical detection of proteins in intact muscles. This allows for analysis of muscle tissue structure, identification of morphological defects, and detection of the expression pattern for muscle/neuron-specific proteins in Drosophila adult muscles. These techniques can also be slightly modified for sectioning of other body parts.

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Identification of mechanisms underlying muscle damage is crucial. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. This allows analysis of muscle morphology and localization of protein and other muscle cell components.

البارافين ، جزءا لا يتجزأ من والمجمدة أقسام ذبابة الفاكهة</emالعضلات الكبار>

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of ...

DNA Extraction from Paraffin Embedded Material for Genetic and Epigenetic Analyses

Disease development and progression are characterized by frequent genetic and epigenetic aberrations including chromosomal rearrangements, copy number gains and losses and DNA methylation. Advances in high-throughput, genome-wide profiling technologies, such as microarrays, have significantly improved our ability to identify and detect these specific alterations. However as technology continues to improve, a limiting factor remains sample quality and availability. Furthermore, follow-up clinical information and disease outcome are often collected years after the initial specimen collection. Specimens, typically formalin-fixed and paraffin embedded (FFPE), are stored in hospital archives for years to decades. DNA can be efficiently and effectively recovered from paraffin-embedded specimens if the appropriate method of extraction is applied. High quality DNA extracted from properly preserved and stored specimens can support quantitative assays for comparisons of normal and diseased tissues and generation of genetic and epigenetic signatures 1. To extract DNA from paraffin-embedded samples, tissue cores or microdissected tissue are subjected to xylene treatment, which dissolves the paraffin from the tissue, and then rehydrated using a series of ethanol washes. Proteins and harmful enzymes such as nucleases are subsequently digested by proteinase K. The addition of lysis buffer, which contains denaturing agents such as sodium dodecyl sulfate (SDS), facilitates digestion 2. Nucleic acids are purified from the tissue lysate using buffer-saturated phenol and high speed centrifugation which generates a biphasic solution. DNA and RNA remain in the upper aqueous phase, while proteins, lipids and polysaccharides are sequestered in the inter- and organic-phases respectively. Retention of the aqueous phase and repeated phenol extractions generates a clean sample. Following phenol extractions, RNase A is added to eliminate contaminating RNA. Additional phenol extractions following incubation with RNase A are used to remove any remaining enzyme. The addition of sodium acetate and isopropanol precipitates DNA, and high speed centrifugation is used to pellet the DNA and facilitate isopropanol removal. Excess salts carried over from precipitation can interfere with subsequent enzymatic assays, but can be removed from the DNA by washing with 70% ethanol, followed by centrifugation to re-pellet the DNA 3. DNA is re-suspended in distilled water or the buffer of choice, quantified and stored at -20&deg;C. Purified DNA can subsequently be used in downstream applications which include, but are not limited to, PCR, array comparative genomic hybridization 4 (array CGH), methylated DNA Immunoprecipitation (MeDIP) and sequencing, allowing for an integrative analysis of tissue/tumor samples.

This video demonstrates the protocol for DNA extraction from formalin-fixed paraffin-embedded material. This is a multi-day procedure in which tissue sections are deparaffinized with xylene, rehydrated with ethanol and treated with proteinase K to purify and isolate DNA for subsequent gene-specific or genome-wide analysis.

استخراج الحمض النووي من مادة البارافين جزءا لا يتجزأ من التحليلات الجينية واللا جيني

Disease development and progression are characterized by frequent genetic and epigenetic aberrations including chromosomal rearrangements, copy number ...

MicroRNA In situ Hybridization for Formalin Fixed Kidney Tissues

In this article we describe a method for colorimetric detection of miRNA in the kidney through in situ hybridization with digoxigenin tagged microRNA probes. This protocol, originally developed by Kloosterman and colleagues for broad use with Exiqon miRNA probes1, has been modified to overcome challenges inherent in miRNA analysis in kidney tissues. These include issues such as structure identification and hard to remove residual probe and antibody. Use of relatively thin, 5 mm thick, tissue sections allowed for clear visualization of kidney structures, while a strong probe signal was retained in cells. Additionally, probe concentration and incubation conditions were optimized to facilitate visualization of microRNA expression with low background and nonspecific signal. Here, the optimized protocol is described, covering the initial tissue collection and preparation through the mounting of slides at the end of the procedure. The basic components of this protocol can be altered for application to other tissues and cell culture models.

MicroRNA In situ Hybridization for Formalin Fixed Kidney Tissues

This article describes an in situ hybridization protocol optimized for colormetric detection of microRNA expression in formalin fixed kidney sections.

الرنا الميكروي<em&gt; في الوضع الطبيعي</em&gt; التهجين للأنسجة الكلى الفورمالين الثابتة

In this article we describe a method for colorimetric detection of miRNA in the kidney through in situ hybridization with digoxigenin tagged microRNA ...

qPCR Is a Sensitive and Rapid Method for Detection of Cytomegaloviral DNA in Formalin-fixed, Paraffin-embedded Biopsy Tissue

It is crucial to identify cytomegalovirus (CMV) infection in the gastrointestinal (GI) tract of immunosuppressed patients, given their greater risk for developing severe infection. Many laboratory methods for the detection of CMV infection have been developed, including serology, viral culture, and molecular methods. Often, these methods reflect systemic involvement with CMV and do not specifically identify local tissue involvement. Therefore, detection of CMV infection in the GI tract is frequently done by traditional histology of biopsy tissue. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining in conjunction with immunohistochemistry (IHC) have remained the mainstays of examining these biopsies. H&#38;E and IHC sometimes result in atypical (equivocal) staining patterns, making interpretation difficult. It was shown that quantitative polymerase chain reaction (qPCR) for CMV can successfully be performed on formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) biopsy tissue for very high sensitivity and specificity. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform qPCR testing for the detection of CMV in FFPE biopsy tissue in a clinical laboratory setting. This method is likely to be of great benefit for patients in cases of equivocal staining for CMV in GI biopsies.

This protocol describes qPCR detection of cytomegalovirus in formalin-fixed, paraffin-embedded biopsy tissue, which is rapid, sensitive, specific, and useful for interpreting equivocal hematoxylin and eosin or immunohistochemical staining patterns.

QPCR هو أسلوب حساس وسريع للكشف عن الحمض النووي من Cytomegaloviral في الفورمالين الثابتة، جزءا لا يتجزأ من البارافين-الأنسجة خزعة

It is crucial to identify cytomegalovirus (CMV) infection in the gastrointestinal (GI) tract of immunosuppressed patients, given their greater risk for ...

Employing Digital Droplet PCR to Detect BRAF V600E Mutations in Formalin-fixed Paraffin-embedded Reference Standard Cell Lines

ddPCR is a highly sensitive PCR method that utilizes a water-oil emulsion system. Using a droplet generator, an extracted nucleic acid sample is partitioned into ~20,000 nano-sized, water-in-oil droplets, and PCR amplification occurs in individual droplets. The ddPCR approach is in identifying sequence mutations, copy number alterations, and select structural rearrangements involving targeted genes. Here, we demonstrate the use of ddPCR as a powerful technique for precisely quantitating rare BRAF V600E mutations in FFPE reference standard cell lines, which is helpful in identifying individuals with cancer. In conclusion, ddPCR technique offers the potential to precisely profile the specific rare mutations in different genes in various types of FFPE samples.

The goal of this video is to demonstrate how to perform&#160;automated DNA extraction from formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) reference standard cell lines and digital droplet PCR&#160;(ddPCR) analysis to detect rare mutations in a clinical setting. Detecting mutations in FFPE samples demonstrates the clinical utility of ddPCR in FFPE samples.

توظيف الرقمية القطرة PCR لكشف الطفرات BRAF V600E في البارافين جزءا لا يتجزأ من خطوط الخلايا المعيار المرجعي الفورمالين الثابتة

ddPCR is a highly sensitive PCR method that utilizes a water-oil emulsion system. Using a droplet generator, an extracted nucleic acid sample is ...

Preparation of Formalin-fixed Paraffin-embedded Tissue Cores for both RNA and DNA Extraction

Formalin-fixed paraffin embedded tissue (FFPET) represents a valuable, well-annotated substrate for molecular investigations. The utility of FFPET in molecular analysis is complicated both by heterogeneous tissue composition and low yields when extracting nucleic acids. A literature search revealed a paucity of protocols addressing these issues, and none that showed a validated method for simultaneous extraction of RNA and DNA from regions of interest in FFPET. This method addresses both issues. Tissue specificity was achieved by mapping cancer areas of interest on microscope slides and transferring annotations onto FFPET blocks. Tissue cores were harvested from areas of interest using 0.6 mm microarray punches. Nucleic acid extraction was performed using a commercial FFPET extraction system, with modifications to homogenization, deparaffinization, and Proteinase K digestion steps to improve tissue digestion and increase nucleic acid yields. The modified protocol yields sufficient quantity and quality of nucleic acids for use in a number of downstream analyses, including a multi-analyte gene expression platform, as well as reverse transcriptase coupled real time PCR analysis of mRNA expression, and methylation-specific PCR (MSP) analysis of DNA methylation.

This modified extraction protocol improves RNA and DNA yields from more precisely targeted regions of interest in histopathologic tissue blocks.

إعداد النوى الأنسجة الثابتة الفورمالين جزءا لا يتجزأ من البارافين لكلا RNA واستخراج الحمض النووي

Formalin-fixed paraffin embedded tissue (FFPET) represents a valuable, well-annotated substrate for molecular investigations. The utility of FFPET in ...

Sample Preparation for Mass Cytometry Analysis

Mass cytometry utilizes antibodies conjugated with heavy metal labels, an approach that has greatly increased the number of parameters and opportunities for deep analysis well beyond what is possible with conventional fluorescence-based flow cytometry. As with any new technology, there are critical steps that help ensure the reliable generation of high-quality data. Presented here is an optimized protocol that incorporates multiple techniques for the processing of cell samples for mass cytometry analysis. The methods described here will help the user avoid common pitfalls and achieve consistent results by minimizing variability, which can lead to inaccurate data. To inform experimental design, the rationale behind optional or alternative steps in the protocol and their efficacy in uncovering new findings in the biology of the system being investigated is covered. Lastly, representative data is presented to illustrate expected results from the techniques presented here.

This article describes the collection and processing of samples for mass cytometry analysis.

إعداد نموذج لتحليل قداس الخلوي

Mass cytometry utilizes antibodies conjugated with heavy metal labels, an approach that has greatly increased the number of parameters and opportunities ...

إعداد نموذج البروتين من الفورمالين الثابتة والبارافين جزءا لا يتجزأ من نسيج

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video