저자 방법을 시연에 대한 지속적인 지원과 부인 카타리나 Zettl은 주셔서 감사합니다 박사 마티아스 맨. 이 작품은 과학의 발전을위한 막스 플랑크 협회에 의해 지원되었다.

1. 계측 필수 <ol><li> 미세 절제 및 샘플 용해를위한 조직 조각의 준비 <ol><li> Thermoblock 99 ° C 또는 끓는 물에 목욕을 설정합니다. </li><li> 레이저 운영 microdissector (예 : PALM, 혈구, 괴팅겐, 독일). </li><li> 온도 조절 벤치 탑 원심 분리기, 온도는 20 ℃로 설정 </li><li> 에펜 도르프 형 처리 튜브 랙 젖은 챔버 (상자). </li><li> 창업 보육 센터는 37 ° C로 설정 </li><li> 마이크로 규모의 석영 큐벳 (0.1 ~ 0.2 ㎖)으로 자외선 근처에 여기 형광의 측정을 가능하게 분광. </li></ol></li></ol> 2. 솔루션 <ol><li> &#39;조직 용해 버퍼&#39;(TLB) : 0.1 M 트리스 - 염산, pH를 8.0, 0.1 M DTT, 0.5 % (w / v)의 폴리에틸렌 글리콜 2 만 4 % SDS의. </li><li> UA 솔루션 : 0.1 M 트리스 - 염산의 pH 8.5에서 8 M 요소. 1 샘플 당 1 ㎖를 준비합니다. UA와 IAA 솔루션 갓 준비하고 하루 내에서 사용되어야한다. </li><li> IAA 솔루션 : 0.05 M 전UA에 odoacetamide. 1 샘플 당 0.1 ML를 준비합니다. </li><li> 엔도리스 - C, 원액. </li><li> 트립신, 원액. </li><li> &#39;소화의 버퍼 (DB) : 0.05 M 트리스-HCl을 pH가 8.5. 1 샘플 당 0.25 ML을 준비합니다. </li><li> &#39;트립토판 표준 용액&#39;1 ㎖ 탈 이온수에 0.1 μg 트립토판. </li><li> &#39;분석 버퍼 B&#39;(ABB) : 10 mM 트리스 - 염산, pH가 7.6. </li><li> 브리튼 &amp; 로빈슨 보편적 인 버퍼 (BRUB)의 원액. 0.1 M CH 3 COOH, 0.1 MH 3 PO 4, 0.1 MH 3 BO 3를 함유하는 용액을 준비하고 필요에 pH를 1 M NaOH로 조정 (2, 4, 5, 6, 11). 사용하기 전에 탈 이온수로 5 배 희석. </li><li> 탈 이온수 1 % (V / V) CH 3 COOH : 버퍼. </li><li> 버퍼 B : 60 % (V / V) CH 3 CN, 1 % 탈 이온수 (V / V) CH3COOH. </li></ol> 3. 피펫 팁 및 &#39;StageTip&#39;열 <ol><li> 콜로라도에있는 Empore - 음이온 막 6 층을 적층하여 SAX 팁 열 준비MMON 0.2 ML 피펫 팁. 샘플 당 두 SAX 팁 열을 확인합니다. </li><li> 0.2 ML 피펫 팁에 Empore-C (18)의 3 층을 적층하여 &#39;StageTip&#39;을 준비합니다. 각 샘플에 대한 6 단계의 팁을 확인합니다. </li></ol> 4. 미세 절제를위한 조직 조각의 준비 및 샘플 용해 <ol><li> 마이크로톰와 섹션 잘라 (슬라이스의 두께가 샘플에 따라 달라. 보통 미세 절제가 7 ~ 10 μm의 조각을 잘 작동합니다). </li><li> 45 분 동안 UV 빛으로 막 슬라이드 (MembraneSlide 1.0 PEN)을 조사. </li><li> 2 시간 동안 37 ° C에서 조사하는 막 슬라이드 및 건조에 섹션을 탑재합니다. </li><li> 2.5 분, 1.5 분 동안 크실렌에서 두 개의 연속 배양하여 장착 섹션을 Deparaffinize. 연속 배양에 무수 에탄올, 70 % 에탄올, 물, 1 분 동안 각각에 의해 섹션 재수. </li><li> 20 초 동안 메이어의 헤 마톡 실린과 섹션을 얼룩 1 분, 공기 건조 물로 헹군다. </li><li> 셀 populati 수집레이저 캡처 미세 절제 시스템을 사용하여 관심에. PALM 악기 (혈구)를 사용하는 경우 접착제 모자의 샘플 (접착 CAP 200)를 수집합니다. </li><li> 모자에 microdissected 자료에 TLB의 나누어지는 피펫. 튜브를 닫고 짧은 원심 분리하여 현탁액을 수집합니다. 를 Lyse 1 시간 동안 교반 (600 RPM)와 가열 블록에서 99 ° C에서 microdissected 조직. microdissected 조직의 10 NL에 대한 버퍼의 3 μl를 사용합니다. </li><li> 10 분 동안 18 ° C에서 16,000 XG에서 원심 분리하여 조 추출물을 명확히. 용해 액은 -20 ℃에서 냉동 저장 될 수있다 </li></ol> 5. 샘플 처리 <ol><li> 솔루션의 10 μL가 필터에 남아 때까지 200 한외 여과 단위 UA의 μL (법의학 30K) 14,000 XG에 원심 분리기로 명확히 용해 액 50 μL까지 섞는다. 보통이 단계는 10 ~ 15 분 원심 분리가 필요합니다. </li><li> 한외 여과 장치에 UA 200 μl를 피펫5.1에서와 같이 원심 분리기. 포집 관을 비 웁니다. </li><li> 피펫 50 IAA 솔루션의 μL와 5.1로 1 분간 원심 분리를위한 열 혼합기에서 600 rpm으로 혼합한다. </li><li> 5.1과 한외 여과 장치와 원심 분리기에 UA 100 μl를 피펫. 두 번이 단계를 반복합니다 </li><li> 5.1에서 한외 여과 장치와 원심 분리기에 대한 DB의 피펫 100 μL. 두 번이 단계를 반복합니다. </li><li> 새 컬렉션 튜브에 여과 장치를 전송합니다. 피펫 40 μL의 엔도리스-C (1:100의 총 단백질 비율을 단백질 분해 효소)와 DB 및 1 분 동안 열 믹서에서 600 rpm으로 혼합한다. 18 시간 동안 37 ° C에서 젖은 실의 단위를 품어. </li><li> 같은 5.1로 14,000 XG에서 필터 유닛을 원심 분리기. </li><li> 5.1에서와 같이 탈 이온수와 원심 분리기 필터 유닛의 피펫 160 μL. 풀링 흐름을 통해 (5.7 및 5.8 단계) 엔도리스 C. 발표 한 펩티드를 포함 </li><li> 새 컬렉션 튜브에 한외 여과 장치를 전송합니다. 40 μl를 추가합니다트립신 (단백질 비율 1:100 효소)와 DB 및 1 분 동안 열 - 혼합기에서 600 rpm으로 혼합한다. 4 시간 동안 37 ° C에서 젖은 실의 단위를 품어. 반복 트립신 펩티드를 수집하기 위해 5.7 및 5.8 단계를 반복합니다. </li></ol> 6. 펩티드의 정량 <ol><li> 트립토판 잔기는 용매에 잘 접근하기 때문에 단백질 다이제스트의 펩티드 함량의 측정은 희석 완충액에서 수행 될 수있다. </li><li> 석영 큐벳에 ABB의 0.2 ML을 피펫과 &#39;빈&#39;의 발광 스펙트럼을 기록합니다. </li><li> ABB와 큐벳 부드러운 믹스에 TSS의 1 μL 씩 분주을 추가하여 0.1 μg 단계를 사용하여 검량선을 작성. </li><li> 큐벳을 청소합니다. </li><li> 샘플을 피펫 스펙트럼 (샘플)을 기록. </li><li> 단백질과 펩타이드 농도의 계산 0.1 μg 트립토판 B를 수득 단백질 혼합물의 트립토판 함량의 평균 1.1 %에 대하여 약 15 μg 단백질 (에 대응하는시기Y)는 인간의 세포를 용균의 단백질 함량은 다이제스트에서 샘플이나 펩티드 함량 같다 : <img alt="식 (1)" fo:content-width="2.787in" fo:src="/files/ftp_upload/50589/50589eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50589/50589eq1.jpg" /> F (표준 1)은 0.1 μg 트립토판 표준의 형광입니다. 펩티드 함량은 소화 과정의 수율을 계산할 수 있으며 펩티드 분획 및 질량 분광 분석을 위해 다음과 같은 중요한 정보를 제공한다. </li></ol> 7. 리스-C 및 트립 틱 펩티드의 분류 <ol><li> 각각 BRUB의 pH (11)의 pH 5의 0.2 ML로리스 - C와 트립신 digestions에 의해 얻어진 펩타이드 솔루션을 희석. </li><li> 원심 튜브 어댑터 뚜껑 SAX 팁 열을 조립합니다. </li><li> BRUB,리스 - C pepti의 분리 pH를 11 0.1 ㎖의 메탄올 0.1 ㎖로 연속적으로 1 M의 NaOH 0.1 ㎖, 3 번 SAX 팁 열을 씻고 평형데와 BRUB, 트립신 펩티드의 pH 5. 컬럼 재료를 통한 용액의 흐름은 4000 X g에서 원심 분리에 의해 용이하게된다. </li><li> 의리스 - 분리를위한 4; &#39;StageTips&#39;- 세척 및 C 18 평형 - 다음 이후로 &#39;StageTips&#39;, 메탄올 0.05 ㎖, 버퍼 B 0.05 mL를하고 버퍼 A. 0.05 ㎖의 여섯 C (18) 준비와를 C 펩타이드 및 트립신 펩티드의 분리를위한이. </li><li> &#39;StageTip&#39;- C (18)의 SAX 팁 열을 조립합니다. 평형 SAX 팁 - 열에 샘플 솔루션을로드하고 3 분 5,000 XG에서 열을 원심 분리기. </li><li> 0.1 각각 LYC-C에 BRUB ml의 pH를 11 또는 pH를 5 및 트립신 샘플 &#39;피펫 팁&#39;열 평형. 5,000 X g에서 원심 분리하여 흐름을 촉진. </li><li> 다음 C (18)에 SAX 팁 열 이동 - &#39;StageTip&#39;. </li><li> 리스 C 샘플과 BRU와 BRUB pH를 6, 4, 2 펩타이드의 용출 계속트립신 펩티드와 샘플 B의 pH를 2. &#39;StageTip&#39;- 각 용출 단계는 별도의 C (18)을 사용하십시오. </li><li> 버퍼 A. 0.05 ㎖로 &#39;StageTips&#39;- C (18)를 세척 </li><li> 질량 분석기로 조립 LC 시스템에 시료 주입 바이알에 직접 사용할 버퍼 B 0.05 ㎖의 분획을 용출. </li></ol>

<ol>
	<li>Nagaraj, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+proteome+and+transcriptome+mapping+of+a+human+cancer+cell+line.">Deep proteome and transcriptome mapping of a human cancer cell line.</a> Molecular systems biology. 7, 548 (2011).</li><li>Beck, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+quantitative+proteome+of+a+human+cell+line.">The quantitative proteome of a human cell line.</a> Molecular systems biology. 7, 549 (2011).</li><li>Wisniewski, J. R., Dus, K., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proteomic+workflow+for+analysis+of+archival+formalin-fixed+and+paraffin-embedded+clinical+samples+to+a+depth+of+10+000+proteins.+Proteomics.">Proteomic workflow for analysis of archival formalin-fixed and paraffin-embedded clinical samples to a depth of 10 000 proteins. Proteomics.</a> Clin. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Universal+sample+preparation+method+for+proteome+analysis.">Universal sample preparation method for proteome analysis.</a> Nature. 6 (5), 359-362 (2009).</li><li>Wisniewski, J. R., Ostasiewicz, P., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+recovery+FASP+applied+to+the+proteomic+analysis+of+microdissected+formalin+fixed+paraffin+embedded+cancer+tissues+retrieves+known+colon+cancer+markers.">High recovery FASP applied to the proteomic analysis of microdissected formalin fixed paraffin embedded cancer tissues retrieves known colon cancer markers.</a> Journal of proteome research. 10 (7), 3040-3049 (2011).</li><li>Wisniewski, J. 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R., Zougman, A., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+FASP+and+StageTip-based+fractionation+allows+in-depth+analysis+of+the+hippocampal+membrane+proteome.">Combination of FASP and StageTip-based fractionation allows in-depth analysis of the hippocampal membrane proteome.</a> J. Proteome Res. 8 (12), 5674-5678 (2009).</li><li>Rappsilber, J., Ishihama, Y., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stop+and+go+extraction+tips+for+matrix-assisted+laser+desorption/ionization,+nanoelectrospray,+and+LC/MS+sample+pretreatment+in+proteomics.">Stop and go extraction tips for matrix-assisted laser desorption/ionization, nanoelectrospray, and LC/MS sample pretreatment in proteomics.</a> Anal. Chem. 75 (3), 663-670 (2003).</li><li>Thompson, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+pre-analytical+factors+on+the+proteomic+analysis+of+formalin-fixed+paraffin-embedded+tissue.">Impact of pre-analytical factors on the proteomic analysis of formalin-fixed paraffin-embedded tissue.</a> Proteomics Clin. Appl. , (2012).</li></ol>

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핵산 시퀀싱 및 마이크로 어레이 기술과 비교 깊이 프로테오믹스 기술에 의해 FFPE 물질을 연구 할 수있는 능력은 바이오 마커 및 약물 표적의 발견에 새로운 관점을 엽니 다. 설명 프로토콜은 특성화 및 10,000 단백질의 규모에 microdissected 세포 인구의 프로테옴 정량 할 수 있습니다. microdissected 물질을 덜 사용하는 경우보다 작은 데이터 세트가 생성 될 수 있지만, 아마도, 대부분의 경우 이들 또한 귀중한 임상 데이터를 제공 할 수있다. 따라서, 하나의 샘플은 MED-FASP 절차 후에 직접 분석 할 수있다 이하 분획으로 분리 될 수있다. FASP 절차는 단백질 분해 효소의 유형과 호환되기 때문에, 다른 효소 또는 결합 단백질 digestions 6에서 사용할 수 있습니다. FFPE 소재의 품질은 분석에서 가장 중요한 문제가 될 것으로 보인다. 우리는 수정 같은 기원의 조직 만에서 오는이 다르다는 것을 경험ENT 클리닉 독특한 특성을 가지고 있었다. 다른 병원에서 유사한 물질이 거의 쓸모없는 반면, 우리는 높은 수율에 펩타이드를 생성 할 수 있었던 하나의 소스에서 조직을 사용. 그것은인가 고정 및 매립 절차뿐만 아니라 보관 조건은 임상 물질 (12)의 특성에 영향을 미치는 주요 요인임을 보인다. 따라서 더 큰 프로젝트를 시작하기 전에 몇 가지 샘플의 특성을 테스트하는 것이 좋습니다. 많은 출판물 과거 FFPE 소재의 사용을보고 하였다. 그러나, 이들 연구에서 확인 된 단백질의 개수 이상 1,000-2,000 단백질 4를 초과하지 않았다. 10,000 개 이상의 단백질을 포함하는 인간의 세포 특정 프로테옴의 크기를 고려할 때, 이러한 연구는 거의 하우스 키핑 기능에 관련된 매우 풍부한 단백질에 제한은 매우 피상적​​ 인 그림을 제공 할 만 할 수 있었다. 우리 프로토콜은 임상 또는 생물학적 재료 (F)의 효과적인 분리를 가능하게ROM은 조직을 보존하고 용해 단백질 처리 및 펩티드 예비 분별에 최적화되어있다. 결과적으로 우리의 샘플 준비 워크 플로우는, 하이 엔드 질량 분석에 결합 할 때, 거의 완전한 프로테옴에 대한 통찰력을 할 수 있습니다. 주목할만한,이 분 샘플 양을 요구 가능합니다. 보존 된 조직을 사용하는 주요 장점은 자신의 상대적인 폭 넓은 가용성이다. FFPE 샘플 몇 년 수십 년 동안 보관하고, 때로는 쓸모없는 것으로 간주, 지금, 프로테오믹스 기술 덕분에, 임상 연구 등의 가치가 높은 자료를 나타납니다. 많은 질병이 FFPE 소재의 신선 또는 냉동 자료 조사를하여 연구 할 수있는 반면 것은 드문 질환 (12)을 공부에 특히 중요 할 것 같다, 샘플의 대표 세트는 일반적으로 시간이 오래 걸립니다의 컬렉션이었다.

파라 포름 알데히드로 고정하고 파라핀 (FFPE)에 포함하면 보존 및 임상 조직 재료의 pathomorphologic 조사를 위해 표준 방법입니다. 보존 된 조직의 현미경은 질병과 관련된 형태 학적 변화의 식별 및 질병 관련 항원의 발생 감지 및 채점을 할 수 있습니다. FFPE 시료 전형적 일부만이 이러한 분석에서 사용되기 때문에, 임상 재료의 많은 양이 보관 유지 및 연구의 다른 유형에 이용 될 수있다. 최근 년 동안 생명 과학 분야의 연구는 강력한 프로테오믹스 기술에 의해 강화되었다. 이 기술은 수있는 복잡한 단백질 혼합물에있는 단백질의 수천의 식별 및 정량. 기술의 중요한 특징은 대규모 분석을위한 물질의 미량 만이 필요하다는 것이다. 최근 프로테오믹스 연구 단백질이 거의 샘플의 규모에 연구 될 수 있다는 입증LETE는 1, 2, 프로테옴. 조사의이 유형은 세포의 구성과 질병에 비정상적인 수준에서 발생하는 단백질의 그룹의 식별에 시스템 전체 통찰력을 가능하게한다. 이 연구는 큰 질량 분석 능력을 요구하는 반면, 최근의 작업은 식별 비슷한 정도 측정 3의 하나 일 이내에 달성 할 수 있다는 것을 보여 주었다. 상대적으로 낮은 샘플 양의 요구 사항 및 보존 임상 시료의 폭 넓은 가용성은 FFPE 소재의 프로테오믹스 탐구 (리뷰 4 참조) 활성화 방법을 개발하기 위해 우리와 다른 사람을 유혹. 우리는 고정 된 조직을 5에서 단백질의 정량 추출을 허용하는 프로토콜을 개발 한 열처리에서 포르말린 고정의 가역성을 활용. 우리는 고정 절차는 단백질뿐만 아니라, 적어도 일부의 번역 후 변형뿐만 아니라 유지하는 것으로 나타났습니다. Phosphorylation 및 N-글리코 실화 그러나 FFPE 샘플 5, 그것은 철저하게 통제 조직의 수집, 저장 및 고정 상태입니다을위한 전제 조건을 사용하여 공부하실 수 있습니다. 다음으로, 우리는 고정 된 조직의 레이저 캡처 미세 절제 및 단백체 원자로 기반의 샘플 처리 6, 7에 대한 방법을 최적화했다. 대장 암에 대한 대규모 연구는 임상 자료 8에서 microdissected에서 7,500 단백질의 정량 분석을 허용했다. 마지막으로, 우리는 연속 - 두 단계의 단백질 소화 프로토콜 9를 적용하여 microdissected 재료의 탐구의 방법을 개선했습니다. 하나의 효소를 사용하는 일반적인 소화 전략에 비해,이 절차는 더 시퀀스 고유 펩티드의 생성을 가능하게하고, 그 결과, 단백질 동정 높은 깊이 초래한다. microdissected 사람의 대장 선종의 분석은 샘플 3 당 9,500 단백질의 깊이 단백체 분석을 허용했다. 이 스터드우리는 적어도 2 펩티드와 88-89% 단백질을 식별 할 수 있도록 샘플 당 55,000 펩티드를 매핑 예. 여기에서 우리는 LC-MS/MS 분석을위한 FFPE 재료에서 시료 준비를 위해 최적화 된 프로토콜을 제시한다. 이 프로토콜은 반응기 형식 (FASP)에 대한 미세 절제 조직 조각의 제조, 절연 세포의 용해 및 시료 처리를 포함 6. 그 다음 우리는 펩타이드 수율의 spectrofluorometric 결정을 설명하는, 최적의 펩티드 식별을 위해 중요도가 높은 작업을 질량 분석기에 의해. 마지막으로, 우리는 강한 음이온 교환 (SAX) 기반의 펩티드 분획에 대한 분리 기술을 보여줍니다. 이 방법에서 펩티드의 분리 및 최종 정리 둘 피펫 팁 마이크로 컬럼 (10), (11)를 이용하여 수행된다. 이 단계는 선택적이지만 더 몇 마이크로 그램 이상의 펩티드가 단일 샘플로부터 획득 될 수있는 연구에 추천된다. SAX-분류는 실질적으로 답하라의 수와 동적 범위를 증가시킬 수있다명시된 내용 및 단백질 서열 범위 3, 10를 확장합니다.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of the reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MembraneSlide 1.0 PEN</td>
			<td>Carl-Zeiss Microscopy GmBH, Goettingen, Germany</td>
			<td>415190-9041-000</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Adhesive Cap 200 opaque</td>
			<td>Carl-Zeiss Microscopy GmBH, Goettingen, Germany</td>
			<td>415190-9181-000</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Mayer's hematoxylin solution </td>
			<td>Sigma-Aldrich St. Louis, MO</td>
			<td>MHS32</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Forensic 30k </td>
			<td>Merck Millipore Darmstadt, Germany</td>
			<td>MRCF0R030 </td>
			<td>(Previously sold as Microcon YM-30) </td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Empore Anion</td>
			<td>Bioanalytical technologies 3M Company ST. Paul, MN </td>
			<td>2252</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Empore C18</td>
			<td>Bioanalytical technologies 3M Company ST. Paul, MN</td>
			<td>2215</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Trypsin </td>
			<td>Promega </td>
			<td>2014-06-27</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Endoproteinase Lys-C</td>
			<td>Wako</td>
			<td>129-02541</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

proteomic sample preparation from formalin fixed and paraffin embedded tissue

보존 임상 물질은 인간의 질환의 프로테오믹스 연구를위한 유일한 소스입니다. 여기에서 우리는 포르말린의 대규모 정량 분석​​이 고정 파라핀 (FFPE) 조직 수 있도록 최적화 된 프로토콜을 설명합니다. 절차는 네 가지 단계를 포함한다. 첫번째는 FFPE 재료 및 그 세포의 미세 절제로부터 섹션들의 준비이다. 두 번째 단계에서는 절연 세포 용균 및 &#39;필터 주었 샘플 준비&#39;(FASP) 기법을 사용하여 처리된다. 이 단계에서, 단백질 시료의 용해에 사용되는 시약의 고갈 및 엔도의 lysC 및 트립신을 사용하여 두 단계로 분해된다. 각 소화 후에, 펩티드는 별도의 분획에 수집하고 자신의 콘텐츠는 매우 민감한 형광 측정을 사용하여 결정된다. 마지막으로, 펩타이드 &#39;피펫 팁&#39;마이크로 컬럼에 분획됩니다. 의 lysC-펩티드 반면 4 분획으로 분리하는 트립신 PEptides 2 분획으로 분리된다. 이러한 방식으로 제조 된 샘플은 10000 단백질의 깊이까지 재료의 분 양에서 프로테옴의 분석을 허용한다. 따라서, 설명 워크 플로우는 잠재적 인 바이오 마커 및 약물 표적의 식별뿐만 아니라 시스템 전체의 패션에 질병을 연구하는 강력한 기술이다.

FFPE 재료의 단백체 분석 샘플 준비를위한 강력하고 재현 할 방법이 필요합니다. 이 출판물에서 우리는 효율적인 고정 물질로부터 세포 집단의 단리 직접 LC-MS/MS 분석에 사용할 수있는 고순도의 펩티드 분획 결과 그들의 화학적 처리를 가능하게하는 프로토콜을 보여준다. FFPE 샘플 및 그것의 microdissection, MED FASP 접근 방식을 사용하여 단백질의 샘플 및 처리 (2) 용해하고, (3) 정량 및 (4) 분획의 섹션 (1)의 제조 : 절차는 네 가지 부분으로 구성 펩티드 (그림 1). 절차의 제 1 단계에서 FFPE 시료를 마이크로톰으로 단면 것으로 멤브레인 덮여 슬라이드에 장착. 조직 섹션 및 슬라이드 막의 표면 사이의 밀착성을 증가하는 것은 UV 광으로 슬라이드면을 조사 할 필요가있다. 이러한 목적을 위해 우리는 UV 램프의 광을 사용세포 배양 벤치에 통합. 이 단계 후 슬라이드는 샘플 파라핀과 재수의 제거를 허용 세척을 실시한다. 재수 화 물질을 단시간 hematoxilin 염색 하였다. 이는 샘플의 약한 얼룩을 초래하지만, 미세 절제를위한 샘플 영역의 시각화에 충분하다. 염색 공정은 과량의 물과 함께 슬라이드 린스하여 급속 정지되어야한다. 가난한 펩타이드 수율의 샘플 결과의 연장 염색. 다음 단계에서 건조 된 부분은 미세 절제을 실시한다. 개별 셀의 조직 영역의 선택은 조사의 유형에 따라 항상 조직학 또는 pathomorphology의 특정 지식이 필요합니다. 레이저 방출 된 물질은 시료 채취 관의 접착 표면 상에 수집된다. 접착 재료의 결합능이 한정되어 있기 때문에 그것은 t에 뚜껑으로부터 microdissected 재료를 전송하는 것이 필요하다샘플의 모든 3-5밀리미터 2의 절개 후 그는 관. 이것은 쉽게 뚜껑과 원심 분리기에서 튜브의 짧은 회전 상 조직을 용해 완충액 (LTB)의 몇 ㎕를 피펫 팅에 의해 수행 될 수있다. 샘플 튜브의 저부에 수집 된 후, 뚜껑의 microdissection 및 시료 수집이 계속 될 수있다. 전체 샘플을 수집되면 튜브 추가적으로 1 시간 동안 계속 교반하면서 약 99 ° C에서 파​​라 필름으로 마개를하고 수욕에서 배양해야한다. 배양 물 중 뚜껑에 응축되어 있기 때문에, 매 15 분 튜브는 곧 관 콘에 물을 다시 수집하기 위해 원심 분리해야합니다. 펩티드를 얻기 위해 조직 해물는 MED-FASP 방식을 사용하여 처리됩니다. 이 방법에서는 용해 단백질은 시스 테이 닐 잔기에서 carboamidomethylated 세제 및 다른 저 분자량 물질로부터 고갈 된 후 연속적으로 두 효소로 분해 DIF그들의 분열의 특이성에서 3.3101는 :의 lysC 트립신을 엔도. 각 소화 단계 후 펩티드는 별도의 분수에 수집됩니다. 샘플 준비의이 부분에서 초기에 멤브레인을 통과 여과 유닛에 로딩 용액의 95 % 이상이 될 때까지 원심 분리 각 단계를 계속하는 것이 중요하다. 대장 조직과 암을 분석 우리는 관찰이 절차 수익률 100 NL microdissected 자료 (표 1) (100 μg 조직 또는 10 ㎛ 부분의 10mm 2) 당 펩타이드의 3-6 μg. 조직으로부터 추출 가능한 총 단백질 추출 및 소화 절차 함께 일본어 신선한 조직에 관하여 30-60 % 수율 발생 조직의 중량의 약 10 %이기 때문이다. 이러한 값은 탈수 및 염색, 미세 절제하고, 한외 여과 장치에서 소화되지 않은 샘플의 부분의 보존 중에 단백질의 손실을 반영한다. 기 때문에 추출 및 처리N-microdissected FFPE 조직은 중요한 샘플 손실은 MED-FASP 이전 단계에서 발생할 가능성이 높습니다 75 % 할인, 5 단백질에 펩티드 전환 수율의 결과. 이 절차에 의해 얻어진 펩티드 혼합물의 중요한 특징은 상기 분별 펩티드 분획 공정 및 질량 분석 식별을 용이하게 높은 순도이다. 이것은 최근에 대장 선종 샘플 3의 분석에 의해 밝혀졌다. 그 연구에서 MS / MS 사건의 약 40 %가 FFPE 조직에서 펩티드의 식별을 주도하고 하나의 LC-MS/MS 실행 당 최대 17,000 펩티드의 매핑 결과. 높은 식별 요금은 동결 체외 배양 된 세포 3의 분석에 달성되었다. 전체 절차의 마지막 두 부분으로 고립 된 펩티드 정량화 및 피펫 팁 마이크로 컬럼에 대한 분별. microdissected 조직에서 분리 된 펩티드의 양이 될 수 있기 때문에낮은 10 μg 이들은 일반적으로 사용되는 염료 계 단백질 분석법을 이용하여 정량화 될 수 없다. 이러한 농도에서 280 UV 스펙트럼 측정에 의한 빛의 산란 효과에 유용하지 않다. 대조적으로, 트립토판 잔기의 형광의 측정은 펩티드 함량의 측정을위한 신뢰할 수있는 방법을 제안한다. 최근에 우리는 배양 된 세포에서 최대 5,000 단백질 &#39;단발&#39;4 시간의 LC-MS/MS 분석 7에서 식별 할 수있는 것으로 나타났습니다. 그러나 이러한 유형의 분석은 거의 3,000 개 이상의 천 단백질 식별 할 수없는 기본 조직에 적용됩니다. MED FASP에서 생성 된 펩타이드는 LC-MS/MS 전에 미리 분별해야 분석의 깊이가 증가합니다. SAX 기반 마이크로 컬럼 분리는 간단하고 효율적인 분별 방법 10. 이미 고정 된 조직을 5, 8, 9의 분석을 포함하여 여러 가지 단백체 연구에 적용되어왔다. SAX- &#39;피펫 팁&#39;microcoluMNS 및 C 18 - &#39;StageTip&#39;탈염 열 아홉 준비하기 쉽습니다. 열은, 플러그의 적층하여 조립 SAX에서 절단 또는 C (18) 막, 200 μL 피펫 팁 (11)에 있습니다. SAX-분획 FFPE 시료 분석의 예를 표 1에 나타낸다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/50589/50589fig1.jpg" /> 그림 1. 절차 개요. FFPE 샘플 및 그것의 microdissection, MED FASP 접근 방식을 사용하여 단백질의 샘플 및 처리 (2) 용해하고, (3) 정량 및 (4) 분획의 섹션 (1)의 제조 : 절차는 네 가지 부분으로 구성 펩티드. <table border="1" class="jove_content_small" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td fo:width="1.4in"> 견본 </td><td fo:width="1in"> 샘플 사전 분별 / 소화 </str사연&gt; </td><td fo:width="1in"> 사용되는 질량 분석기 </td><td fo:width="1.25in"> 펩타이드 수익률 NG / nL이 샘플 (SD ±) </td><td fo:width="1.25in"> 하나의 샘플 당 고유 한 단백질 동정 </td><td fo:width=".75in"> 참고 </td></tr><tr><td> • Adenonocarcinoma • 정상 대장 점막 </td><td> SAX / 하나의 효소 </td><td> Orbitrap-VELOS </td><td> 36 ± 11 (N = 8) 30 ± 8 (N = 8) </td><td> 5,985 ± 54 5,868 ± 110 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> • 대장 선종 </td><td> SAX / 두 효소 </td><td> Q Exactive </td><td> 56 ± 6.1 (N = 3) </td><td> 9,501 ± 28 </td><td> 3 </td></tr></tbody></table> 표 1. FFPE microdissected 조직의 단백체 분석의 대표 결과.

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Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

기록 포르말린 고정 및 (FFPE) 포함 된 파라핀은 임상 시료는 질병의 조사를 위해 가치있는 소재입니다. 여기에서 우리는 microdissected FFPE 조직의 깊이있는 단백체 분석을 허용하는 샘플 준비 워크 플로를 보여줍니다.

포르말린에서 프로테오믹스 샘플 준비 파라핀 조직에게 고정 및

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

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Research

JoVE Journal

Biology

27.5K 조회수.  Max Planck Institute of Biochemistry.  기록 포르말린 고정 및 (FFPE) 포함 된 파라핀은 임상 시료는 질병의 조사를 위해 가치있는 소재입니다. 여기에서 우리는 microdissected FFPE 조직의 깊이있는 단백체 분석을 허용하는 샘플 준비 워크 플로를 보여줍니다. 

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Electrophoretic Separation of Proteins

Electrophoresis is used to separate complex mixtures of proteins (e.g., from cells, subcellular fractions, column fractions, or immunoprecipitates), to investigate subunit compositions, and to verify homogeneity of protein samples. It can also serve to purify proteins for use in further applications. In polyacrylamide gel electrophoresis, proteins migrate in response to an electrical field through pores in a polyacrylamide gel matrix; pore size decreases with increasing acrylamide concentration. The combination of pore size and protein charge, size, and shape determines the migration rate of the protein. In this unit, the standard Laemmli method is described for discontinuous gel electrophoresis under denaturing conditions, i.e., in the presence of sodium dodecyl sulfate (SDS). 

In this video, we demonstrate a method for electrophoretic separation of proteins using poly-acrylimide gel electrophoresis (PAGE).

단백질의 전기 영동 분리

Electrophoresis is used to separate complex mixtures of proteins (e.g., from cells, subcellular fractions, column fractions, or immunoprecipitates), to ...

연구

생물학

Toxin Induction and Protein Extraction from Fusarium spp. Cultures for Proteomic Studies

Fusaria are filamentous fungi able to produce different toxins. Fusarium mycotoxins such as deoxynivalenol, nivalenol, T2, zearelenone, fusaric acid, moniliformin, etc... have adverse effects on both human and animal health and some are considered as pathogenicity factors. Proteomic studies showed to be effective for deciphering toxin production mechanisms (Taylor et al., 2008) as well as for identifying potential pathogenic factors (Paper et al., 2007, Houterman et al., 2007) in Fusaria. It becomes therefore fundamental to establish reliable methods for comparing between proteomic studies in order to rely on true differences found in protein expression among experiments, strains and laboratories. The procedure that will be described should contribute to an increased level of standardization of proteomic procedures by two ways. The filmed protocol is used to increase the level of details that can be described precisely. Moreover, the availability of standardized procedures to process biological replicates should guarantee a higher robustness of data, taking into account also the human factor within the technical reproducibility of the extraction procedure.
The protocol described requires 16 days for its completion: fourteen days for cultures and two days for protein extraction (figure 1). 
Briefly, Fusarium strains are grown on solid media for 4 days; they are then manually fragmented and transferred into a modified toxin inducing media (Jiao et al., 2008) for 10 days. Mycelium is collected by filtration through a Miracloth layer. Grinding is performed in a cold chamber. Different operators performed extraction replicates (n=3) in order to take into account the bias due to technical variations (figure 2). Extraction was based on a SDS/DTT buffer as described in Taylor et al. (2008) with slight modifications. Total protein extraction required a precipitation process of the proteins using Aceton/TCA/DTT buffer overnight and Acetone /DTT washing (figure 3a,3b). Proteins were finally resolubilized in the protein-labelling buffer and quantified. Results of the extraction were visualized on a 1D gel (Figure 4, SDS-PAGE), before proceeding to 2D gels (IEF/SDS-PAGE). The same procedure can be applied for proteomic analyses on other growing media and other filamentous fungi (Miles et al., 2007).

Toxin Induction and Protein Extraction from Fusarium spp. Cultures for Proteomic Studies

Protein extraction for proteomic analyses in fungal species requires high levels of standardization to be accomplished according with the minimum information about a proteomic experiment (MIAPE) guidelines. We present a video-protocol that includes a procedure for minimizing experimental bias during toxin induction and protein extraction from Fusarium spp.

에서 독소 유도와 단백질 추출 Fusarium 종.</emProteomic 연구> 문화

Fusaria are filamentous fungi able to produce different toxins. Fusarium mycotoxins such as deoxynivalenol, nivalenol, T2, zearelenone, fusaric acid, ...

Western Blotting: Sample Preparation to Detection

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel electrophoresis to separate native or denatured proteins by the length of the polypeptide (denaturing conditions) or by the 3-D structure of the protein (native/ non-denaturing conditions). The proteins are then transferred to a membrane (typically nitrocellulose or PVDF), where they are probed (detected) using antibodies specific to the target protein.

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract.

웨스턴 모래 바닥 : 샘플 준비를 탐지하기 위해

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel ...

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of muscle specification, formation and function in model systems has provided valuable insight into muscle physiology. Therefore, identifying and characterizing molecular mechanisms that underlie muscle damage is critical. The structure of adult Drosophila multi-fiber muscles resemble vertebrate striated muscles 1 and the genetic tractability of Drosophila has made it a great system to analyze dystrophic muscle morphology and characterize the processes affecting muscular function in ageing adult flies 2. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. These preparations allow for the tissue to be stained with classical histological stains and labeled with protein detecting dyes, and specifically cryosections are ideal for immunohistochemical detection of proteins in intact muscles. This allows for analysis of muscle tissue structure, identification of morphological defects, and detection of the expression pattern for muscle/neuron-specific proteins in Drosophila adult muscles. These techniques can also be slightly modified for sectioning of other body parts.

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Identification of mechanisms underlying muscle damage is crucial. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. This allows analysis of muscle morphology and localization of protein and other muscle cell components.

의 파라핀 - 임베디드 및 냉동 섹션 Drosophila 성인 근육

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of ...

DNA Extraction from Paraffin Embedded Material for Genetic and Epigenetic Analyses

Disease development and progression are characterized by frequent genetic and epigenetic aberrations including chromosomal rearrangements, copy number gains and losses and DNA methylation. Advances in high-throughput, genome-wide profiling technologies, such as microarrays, have significantly improved our ability to identify and detect these specific alterations. However as technology continues to improve, a limiting factor remains sample quality and availability. Furthermore, follow-up clinical information and disease outcome are often collected years after the initial specimen collection. Specimens, typically formalin-fixed and paraffin embedded (FFPE), are stored in hospital archives for years to decades. DNA can be efficiently and effectively recovered from paraffin-embedded specimens if the appropriate method of extraction is applied. High quality DNA extracted from properly preserved and stored specimens can support quantitative assays for comparisons of normal and diseased tissues and generation of genetic and epigenetic signatures 1. To extract DNA from paraffin-embedded samples, tissue cores or microdissected tissue are subjected to xylene treatment, which dissolves the paraffin from the tissue, and then rehydrated using a series of ethanol washes. Proteins and harmful enzymes such as nucleases are subsequently digested by proteinase K. The addition of lysis buffer, which contains denaturing agents such as sodium dodecyl sulfate (SDS), facilitates digestion 2. Nucleic acids are purified from the tissue lysate using buffer-saturated phenol and high speed centrifugation which generates a biphasic solution. DNA and RNA remain in the upper aqueous phase, while proteins, lipids and polysaccharides are sequestered in the inter- and organic-phases respectively. Retention of the aqueous phase and repeated phenol extractions generates a clean sample. Following phenol extractions, RNase A is added to eliminate contaminating RNA. Additional phenol extractions following incubation with RNase A are used to remove any remaining enzyme. The addition of sodium acetate and isopropanol precipitates DNA, and high speed centrifugation is used to pellet the DNA and facilitate isopropanol removal. Excess salts carried over from precipitation can interfere with subsequent enzymatic assays, but can be removed from the DNA by washing with 70% ethanol, followed by centrifugation to re-pellet the DNA 3. DNA is re-suspended in distilled water or the buffer of choice, quantified and stored at -20&deg;C. Purified DNA can subsequently be used in downstream applications which include, but are not limited to, PCR, array comparative genomic hybridization 4 (array CGH), methylated DNA Immunoprecipitation (MeDIP) and sequencing, allowing for an integrative analysis of tissue/tumor samples.

This video demonstrates the protocol for DNA extraction from formalin-fixed paraffin-embedded material. This is a multi-day procedure in which tissue sections are deparaffinized with xylene, rehydrated with ethanol and treated with proteinase K to purify and isolate DNA for subsequent gene-specific or genome-wide analysis.

유전과 Epigenetic 분석을위한 파라핀 임베디드 재료에서 DNA 추출

Disease development and progression are characterized by frequent genetic and epigenetic aberrations including chromosomal rearrangements, copy number ...

MicroRNA In situ Hybridization for Formalin Fixed Kidney Tissues

In this article we describe a method for colorimetric detection of miRNA in the kidney through in situ hybridization with digoxigenin tagged microRNA probes. This protocol, originally developed by Kloosterman and colleagues for broad use with Exiqon miRNA probes1, has been modified to overcome challenges inherent in miRNA analysis in kidney tissues. These include issues such as structure identification and hard to remove residual probe and antibody. Use of relatively thin, 5 mm thick, tissue sections allowed for clear visualization of kidney structures, while a strong probe signal was retained in cells. Additionally, probe concentration and incubation conditions were optimized to facilitate visualization of microRNA expression with low background and nonspecific signal. Here, the optimized protocol is described, covering the initial tissue collection and preparation through the mounting of slides at the end of the procedure. The basic components of this protocol can be altered for application to other tissues and cell culture models.

MicroRNA In situ Hybridization for Formalin Fixed Kidney Tissues

This article describes an in situ hybridization protocol optimized for colormetric detection of microRNA expression in formalin fixed kidney sections.

마이크로 RNA<em&gt; 현장에서</em&gt; 포르말린 고정 신장 조직에 대한 하이브리드

In this article we describe a method for colorimetric detection of miRNA in the kidney through in situ hybridization with digoxigenin tagged microRNA ...

qPCR Is a Sensitive and Rapid Method for Detection of Cytomegaloviral DNA in Formalin-fixed, Paraffin-embedded Biopsy Tissue

It is crucial to identify cytomegalovirus (CMV) infection in the gastrointestinal (GI) tract of immunosuppressed patients, given their greater risk for developing severe infection. Many laboratory methods for the detection of CMV infection have been developed, including serology, viral culture, and molecular methods. Often, these methods reflect systemic involvement with CMV and do not specifically identify local tissue involvement. Therefore, detection of CMV infection in the GI tract is frequently done by traditional histology of biopsy tissue. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining in conjunction with immunohistochemistry (IHC) have remained the mainstays of examining these biopsies. H&#38;E and IHC sometimes result in atypical (equivocal) staining patterns, making interpretation difficult. It was shown that quantitative polymerase chain reaction (qPCR) for CMV can successfully be performed on formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) biopsy tissue for very high sensitivity and specificity. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform qPCR testing for the detection of CMV in FFPE biopsy tissue in a clinical laboratory setting. This method is likely to be of great benefit for patients in cases of equivocal staining for CMV in GI biopsies.

This protocol describes qPCR detection of cytomegalovirus in formalin-fixed, paraffin-embedded biopsy tissue, which is rapid, sensitive, specific, and useful for interpreting equivocal hematoxylin and eosin or immunohistochemical staining patterns.

qPCR에 포르말린 고정, 파라핀 - 임베디드 생검 조직에서 Cytomegaloviral DNA의 검출에 대한 민감하고 빠른 방법입니다

It is crucial to identify cytomegalovirus (CMV) infection in the gastrointestinal (GI) tract of immunosuppressed patients, given their greater risk for ...

Employing Digital Droplet PCR to Detect BRAF V600E Mutations in Formalin-fixed Paraffin-embedded Reference Standard Cell Lines

ddPCR is a highly sensitive PCR method that utilizes a water-oil emulsion system. Using a droplet generator, an extracted nucleic acid sample is partitioned into ~20,000 nano-sized, water-in-oil droplets, and PCR amplification occurs in individual droplets. The ddPCR approach is in identifying sequence mutations, copy number alterations, and select structural rearrangements involving targeted genes. Here, we demonstrate the use of ddPCR as a powerful technique for precisely quantitating rare BRAF V600E mutations in FFPE reference standard cell lines, which is helpful in identifying individuals with cancer. In conclusion, ddPCR technique offers the potential to precisely profile the specific rare mutations in different genes in various types of FFPE samples.

The goal of this video is to demonstrate how to perform&#160;automated DNA extraction from formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) reference standard cell lines and digital droplet PCR&#160;(ddPCR) analysis to detect rare mutations in a clinical setting. Detecting mutations in FFPE samples demonstrates the clinical utility of ddPCR in FFPE samples.

디지털 물방울 PCR은 포르말린 고정 파라핀 포함 된 참조 표준 세포주에서 BRAF의 V600E 돌연변이를 검출하기 위해 채용

ddPCR is a highly sensitive PCR method that utilizes a water-oil emulsion system. Using a droplet generator, an extracted nucleic acid sample is ...

Preparation of Formalin-fixed Paraffin-embedded Tissue Cores for both RNA and DNA Extraction

Formalin-fixed paraffin embedded tissue (FFPET) represents a valuable, well-annotated substrate for molecular investigations. The utility of FFPET in molecular analysis is complicated both by heterogeneous tissue composition and low yields when extracting nucleic acids. A literature search revealed a paucity of protocols addressing these issues, and none that showed a validated method for simultaneous extraction of RNA and DNA from regions of interest in FFPET. This method addresses both issues. Tissue specificity was achieved by mapping cancer areas of interest on microscope slides and transferring annotations onto FFPET blocks. Tissue cores were harvested from areas of interest using 0.6 mm microarray punches. Nucleic acid extraction was performed using a commercial FFPET extraction system, with modifications to homogenization, deparaffinization, and Proteinase K digestion steps to improve tissue digestion and increase nucleic acid yields. The modified protocol yields sufficient quantity and quality of nucleic acids for use in a number of downstream analyses, including a multi-analyte gene expression platform, as well as reverse transcriptase coupled real time PCR analysis of mRNA expression, and methylation-specific PCR (MSP) analysis of DNA methylation.

This modified extraction protocol improves RNA and DNA yields from more precisely targeted regions of interest in histopathologic tissue blocks.

RNA 및 DNA 추출 모두 포르말린 고정 파라핀 - 임베디드 조직 코어의 제조

Formalin-fixed paraffin embedded tissue (FFPET) represents a valuable, well-annotated substrate for molecular investigations. The utility of FFPET in ...

Sample Preparation for Mass Cytometry Analysis

Mass cytometry utilizes antibodies conjugated with heavy metal labels, an approach that has greatly increased the number of parameters and opportunities for deep analysis well beyond what is possible with conventional fluorescence-based flow cytometry. As with any new technology, there are critical steps that help ensure the reliable generation of high-quality data. Presented here is an optimized protocol that incorporates multiple techniques for the processing of cell samples for mass cytometry analysis. The methods described here will help the user avoid common pitfalls and achieve consistent results by minimizing variability, which can lead to inaccurate data. To inform experimental design, the rationale behind optional or alternative steps in the protocol and their efficacy in uncovering new findings in the biology of the system being investigated is covered. Lastly, representative data is presented to illustrate expected results from the techniques presented here.

This article describes the collection and processing of samples for mass cytometry analysis.

대량 세포 계측법 분석을위한 샘플 준비

Mass cytometry utilizes antibodies conjugated with heavy metal labels, an approach that has greatly increased the number of parameters and opportunities ...