فإن الكتاب أود أن أنوه صندوق أبحاث الرئيس من جامعة سانت لويس منحت لWSN

1. صيانة أقفاص السكان <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على أقفاص السكان عند 25 درجة مئوية على دورة ضوء الظلام 12 ساعة. طالما تتعرض مجموعات المراقبة والتجريبية لظروف الإضاءة نفسه، ثم هذا الأسلوب لا يمكن أن يؤديها في إعداد مختبر القياسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمح الإناث لوضع البيض بين عشية وضحاها على التفاح عصير لوحات أجار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع اليرقات حديثة الفقس من خلال الحفاظ على لوحات مع البيض المودعة حديثا في 25 درجة مئوية لمدة 24 ساعة. وضع الكمشه صغيرة من الخميرة في وسط لوحة لجذب اليرقات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 1 شارع الطور جمع اليرقات التي هاجرت إلى عجينة الخميرة في وسط لوحة عصير التفاح. استخدام ملعقة معدنية لتحويلها إلى لوحة عصير التفاح الطازج. ويمكن أن يضاف معجون الخميرة إضافية لضمان وجود الغذاء الكافي حتى يتم تنفيذ المقايسات. ويمكن أيضا لوحات عصير العنب أن تستخدم بدلا من لوحات عصير التفاح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول الراحل الثانية 2 في وقت مبكر طور مرحلي الثالثة 3 لترarvae من خلال السماح 1 شارع الطور للسن 40-48 ساعة. ضمن هذا النطاق معدلات التغذية ثابتة 13. ويمكن التأكد عن طريق الفحص من سن السنانير الفم كما أن هناك تغييرات واضحة في هذا الهيكل مع كل تساقط اليرقات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم جمع الراحل الثانية 2 في وقت مبكر 3 اليرقات طور مرحلي الثالثة لفحوصات السلوك حسب بلطف وعلى نطاق واسع غسل لوحات عصير التفاح مع الماء وجمع اليرقات على تصفية شبكة. ثم يتم نقل اليرقات إلى لوحة آغار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم تنفيذ كافة التحليلات بالتوازي باستخدام السيطرة وحيوانات التجارب. </li></ol> 2. بارادايم السلوكية - تحرك <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع واحد 3 يرقة طور مرحلي الثالثة على 2٪ أجار الركيزة في 100 ملم الأنسجة طبق الثقافة وتسمح لليرقة حتى يتأقلم لمدة 30 ثانية. اليرقات استخدام sclerites cephalopharyngeal بهم (الفم السنانير) لدفع أجسادهم عبر سطح الركيزة أجار. يتم ذلك على لوحة منفصلة لأننير هو أكثر صعوبة لتصور تقلصات الجسم في حل الخميرة كما الحيوان هو تقريبا نفس لون الخميرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة وتسجيل كل حركة الأمامي الخلفي لأكثر من الركيزة لمدة 1 دقيقة. ن = 20 لكل الوراثي. يجب أن يعاير لا يزيد عن 10 لوحة في الحيوانات. </li></ol> 3. سلوك النموذج - تغذية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام حادة اينوكس # 5 ملاقط، ونقل بعناية 3 يرقة طور مرحلي الثالثة من لوحة الحركي أجار إلى مركز لوحة أجار شغل مضافين مع 5 مل من محلول الخميرة 2٪ الخباز تفعيلها لل. تأكد من أن الحل هو متجانسة مثل الخميرة سوف يستقر مع مرور الوقت. عندما تكون في حل الخميرة، وسوف تظل اليرقات إلى حد كبير في المكان والأعلاف، وتسهيل مراقبة السلوك. معدل الفم تقلصات هوك يرتبط بشكل مباشر مع كمية من المواد الغذائية بلعها 14. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمح اليرقة حتى يتأقلم لمدة 30 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة وتسجيل عددالفم تقلصات هوك لمدة 1 دقيقة. ن = 20 لكل الوراثي. </li></ol> 4. التشريح غوت اليرقات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 4٪ EM-الصف حل الفورمالديهايد التثبيت في الفوسفات مخزنة المالحة 1X (PBS) ووضعه في كوب بقعة 3 جيدا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح بعناية يتجول في وقت متأخر 3 طور مرحلي الثالثة الشجاعة اليرقات في طبق زجاج 3 جيدا باستخدام الحل برنامج تلفزيوني 1X، والتأكد في كل مرة أن يتم ترك مقدم المعدة سليمة. مع forcep واحدة، وعقد نهاية الخلفي، ومع الآخر، مع الاستمرار على السنانير الفم. في حين عقد ثابت نهاية الخلفي، وسحب بلطف على السنانير الفم للوصول إلى الشجاعة. إزالة أي أنسجة المرتبطة (الغدد اللعابية والدماغ والجسم من الدهون، الخ)، ثم نقل كل الأمعاء إلى الطبق 3 جيدا يحتوي على الفورمالديهايد الإصلاح. يتجول 3 الثالثة طور مرحلي اليرقات تستخدم لأنه في هذه المرحلة من التنمية، ووقف تغذية اليرقة تمهيدا لpupariation، ويتم مسح مقدم المعدة من الخميرة. </li> &lt;لى&gt; احتضان الشجاعة في 4 درجات مئوية خلال الليل في مربع مبهمة زراعة الأنسجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل إزالة الحل الفورمالديهايد التثبيت من الآبار، وإزالة الجبل في المعدة والمعي المتوسط ​​كليب ~ 150 ميكرون 2 من مقدم المعدة بحيث يمكن بوضوح أن ينظر التوقعات دون عائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الإصلاح الفورمالديهايد من الآبار واستبدال PBT 1X (1X PBS، 0.1٪ خالية من ألبومين المصل البروتيني الأبقار، 0.1٪ تريتون X-100) حل العازلة. اغسل الشجاعة 6X لمدة 10 دقيقة في PBT 1X. وضع عينات الأنسجة على محور دوار الميكانيكية أثناء القيام يغسل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان عند 4 درجة مئوية لمدة 1 ساعة في 10 -6 M 5-HT لتعزيز السيروتونين الإشارة. اغسل الشجاعة 6X لمدة 10 دقيقة في PBT 1X. وقد أظهرت الدراسات السابقة أن هذا تركيز الخارجية 5-HT لا يؤثر العمارة العصبية أو الكثافة دوالي في التحليلات المناعى وببساطة يعزز إشارة إلى نسبة الضوضاء 15-16. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان عند 4 و# 176؛ مئوية خلال الليل في الأجسام المضادة الأولية مكافحة السيروتونين (وحيدة النسيلة التي أثيرت في الماوس أو بولكلونل أثيرت في الأرنب). اغسل الشجاعة 6X لمدة 10 دقيقة في PBT 1X. وضع عينات الأنسجة على محور دوار الميكانيكية أثناء القيام يغسل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان عند 4 درجة مئوية لمدة 90 دقيقة في الضد الثانوية (اليكسا فلور 568 الماعز المضادة للماوس أو المضادة للأرنب مفتش؛ 1:400 تمييع). اغسل الشجاعة 6X لمدة 10 دقيقة في PBT 1X. وضع عينات الأنسجة على محور دوار الميكانيكية أثناء القيام يغسل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان في 4 ملي كربونات الصوديوم لمدة 10 دقيقة على محور دوار الميكانيكية، ثم جبل في 4٪ ن ن gallate/20 ملي كربونات الصوديوم، وعرض تحت مضان. ويستخدم كربونات الصوديوم لتحويل العينات إلى المخزن المؤقت ودرجة الحموضة المستخدمة في وسائل الإعلام مرس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التقاط الصور من عينات الأنسجة immunostained في التكبير 400X لتحليلها. </li></ol> 5. تحليل الدارات العصبية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتم قياس كمية الألياف محوار (عدد وحجم دواليودرجة التفرع) باستخدام Neuroleucida وNeuroexplorer. ومع ذلك، وهذا يمكن أيضا أن يتحقق يدويا أو باستخدام بسيطة محوار الراسم (تطبيق الحرة التي يمكن تحميلها عبر الإنترنت). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تتبع التوقعات الألياف الفردية من الدماغ إلى مقدم المعدة وتحديد عدد دوالي والفروع وعدد من دوالي كبيرة لكل وحدة طول. هي واحدة من الألياف محور عصبي إسقاط من المخ إلى الأعصاب والراجع لا يمكن الوصول إليها لتحليلها حتى تصل إلى مقدم المعدة حيث فصل وfasciculate. </li></ol>

<ol>
	<li>Weiss, E., Maness, P., Lauder, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Why+do+neurotransmitters+act+like+growth+factors?.">Why do neurotransmitters act like growth factors?.</a> Perspect Dev Neurobiol. 5, 323-335 .</li><li>Herlenius, E., Lagercrantz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotransmitters+and+neuromodulators+during+early+human+development.">Neurotransmitters and neuromodulators during early human development.</a> Early Hum. Dev. 65, 21-37 .</li><li>Budnik, V., Wu, C., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+branching+of+serotonin-containing+neurons+in+Drosophila+mutants+unable+to+synthesize+serotonin+and+dopamine.">Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine.</a> J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).</li><li>Sodhi, M., Sanders-Bush, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+and+brain+development.">Serotonin and brain development.</a> International Review of Neurobiol. 59, 111-174 (2004).</li><li>Goldberg, J., Kater, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+and+function+of+the+neurotransmitter+serotonin+during+development+of+the+Helisoma+nervous+system.">Expression and function of the neurotransmitter serotonin during development of the Helisoma nervous system.</a> Dev. Biol. 131, 483-495 (1989).</li><li>Goldberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+regulation+of+neurite+outgrowth+in+identified+neurons+from+mature+and+embryonic+Helisoma+triyolvis.">Serotonin regulation of neurite outgrowth in identified neurons from mature and embryonic Helisoma triyolvis.</a> Perspect Dev Neurobiol. 5, 373-387 (1998).</li><li>Haydon, P., McCobb, P., Kater, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+selectively+inhibits+growth+cone+motility+and+synaptogenesis+of+specific+identified+neurons.">Serotonin selectively inhibits growth cone motility and synaptogenesis of specific identified neurons.</a> Sci. 226, 561-564 (1984).</li><li>Neckameyer, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+trophic+role+for+serotonin+in+the+development+of+a+simple+feeding+circuit.">A trophic role for serotonin in the development of a simple feeding circuit.</a> Dev. Neurosci. 32, 217-237 .</li><li>De Vry, J., Schreiber, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+selected+serotonin+5-HT+1+and+5-HT+2+receptor+agonists+on+feeding+behavior:+possible+mechanisms+of+action.">Effects of selected serotonin 5-HT 1 and 5-HT 2 receptor agonists on feeding behavior: possible mechanisms of action.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 24, 341-353 (2000).</li><li>Schoofs, A., Niederegger, S., van Ooyen, A., Heinzel, H., Spie&#223;, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+brain+can+eat:+Establishing+the+existence+of+a+central+pattern+generator+for+feeding+in+third+instar+larvae+of+Drosophila+virilis+and+Drosophila+melanogaster.">The brain can eat: Establishing the existence of a central pattern generator for feeding in third instar larvae of Drosophila virilis and Drosophila melanogaster.</a> J. Insect Physiol. 56, 695-705 (2010).</li><li>Spie&#223;, R., Schoofs, A., Heinzel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+stomatogastric+nervous+system+associated+with+the+foregut+in+Drosophila+melanogaster+and+Calliphora+vicin+third+instar+larvae.">Anatomy of the stomatogastric nervous system associated with the foregut in Drosophila melanogaster and Calliphora vicin third instar larvae.</a> J. Morphol. 269, 272-282 (2008).</li><li>Neckameyer, W. S., Bhatt, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotrophic+actions+of+dopamine+on+the+development+of+a+serotonergic+feeding+circuit+in+Drosophila+melanogaster.">Neurotrophic actions of dopamine on the development of a serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster.</a> Biomed Cent NeuroSci. 13, 26 (2012).</li><li>Sewall, D., Burnet, B., Connolly, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+larval+feeding+behavior+in+Drosophila+melanogaste.">Genetic analysis of larval feeding behavior in Drosophila melanogaste.</a> Genet. Res. 24, 163-173 (1975).</li><li>Joshi, A., Mueller, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+higher+feeding+rate+in+Drosophila+due+to+density-dependent+natural+selection.">Evolution of higher feeding rate in Drosophila due to density-dependent natural selection.</a> Evolution. 42, 1090-1093 (1988).</li><li>Budnik, V., Wu, C., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+branching+of+serotonin-containing+neurons+in+Drosophila+mutants+unable+to+synthesize+serotonin+and+dopamine.">Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine.</a> J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).</li><li>Sykes, P., Condron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+sensitivity+to+serotonin+of+Drosophila+varicosities+in+the+central+nervous+system.">Development and sensitivity to serotonin of Drosophila varicosities in the central nervous system.</a> Dev. Biol. 286, 207-216 (2005).</li><li>Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Running+hot+and+cold:+behavioral+strategies,+neural+circuits,+and+the+molecular+machinery+for+thermotaxis+inC.+elegansand+Drosophila.">Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis inC. elegansand Drosophila.</a> Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).</li><li>McKemy, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+sensing+across+species.">Temperature sensing across species.</a> Pflugers Archives. 454, 777-791 (2007).</li></ol>

ليس لدينا شيء في الكشف عنها.

التنمية الشاذة من الدائرة فموي معدي هرمون السيروتونين، والذي يحدث خلال مرحلة التطور الجنيني في وقت متأخر، وسوف يؤثر على وظيفتها ناضجة. التغييرات في بنية محوار التعصيب يمكن ربط الأمعاء مع الإخراج الفنية التابعة للدائرة، وهي إطعام معدل (تقاس عن طريق الفم تقلصات هوك في محلول الخميرة) (الشكل 1). استخدام النظام الثنائي UAS-GAL4 في ذبابة الفاكهة يجعل من الممكن خصيصا لاستهداف أعلى أو أسفل التنظيم تعبيرا عن نص معين إلى الأنسجة محددة، والتغيرات في التعبير عن بروتين معين يمكن quantitated على وجه التحديد نظرا للأدوات المناسبة. هذه التقنية يمكن استخدامها لتوضيح مناطق الدماغ، وحتى مجموعات فرعية العصبية اللازمة لتطوير الدوائر العصبية محددة. يستخدم الفحص الحركي للتأكد من أن اليرقات لا خلاف للخطر من الناحية الفسيولوجية، وبالتالي، اليرقات مع تقلصات جدار الجسم 40 أو أقل شويونيتبول أن تستبعد من التحليلات (الشكل 2A). قد يحدث هذا إما بسبب وراثى يسبب تشوهات جسدية، أو لأن الحيوانات الفردية قد أصيبوا أثناء المناولة. بالإضافة إلى ذلك، درجة حرارة الغرفة التي يتم تنفيذ الفحص يحتاج إلى رقابة، منذ انخفاض درجات الحرارة أكثر دفئا أو يمكن أن تؤثر على البيانات. فمن المستحسن لإجراء هذا الاختبار السلوك بين 24-26 درجة مئوية. في أيام عندما تكون درجة الحرارة من غرفة الاختبار هو برودة، أجار لديه ميل لتتصلب، وبالتالي، سوف تكون هناك حاجة rewetting من لوحة آغار بعد اكتمال كل مقايسة قاطرة لضمان أجار لينة بما فيه الكفاية. فمن المهم للحفاظ على لوحة أجار لرطبة تنقل (وليس الرطب) من أجل السماح لليرقات أن يسافر عبر السطح ومنعهم من تختبئ. انخفاض درجات الحرارة أيضا تؤثر على أداء اليرقات على الركيزة أجار، كما اليرقات تميل إلى السفر نحو درجات الحرارة التفضيلية (24-26 درجة مئوية) 17-18. Nس يجب أن يعاير أكثر من 10 حيوانات في لوحة، وتجاهل أي لوحة مع ثقوب في الركيزة أجار. عند تنفيذ فحص التغذية، من المهم أن ندرك أن تعليق الخميرة سوف يستقر مع مرور الوقت، الإلتفاف من الخميرة على لوحة يضمن الخميرة يبقى متجانسة في جميع أنحاء الفحص. يمكن أن يحدث انخفاض مدى الرؤية من السنانير الفم إذا كان هذا الحل الخميرة تصبح مركزة جدا. اليرقات صحية وضعت في العقد وسائل الإعلام الخميرة السنانير أفواههم حوالي 150-170 مرة في الدقيقة، وخفض التغذية يمكن أن تكون منخفضة مثل 120، والحد النطاق العلوي هو 210. عند تنفيذ بروتوكول المناعى، فمن الحكمة أن immunostain كل من السيطرة وعينات الأنسجة التجريبية بالتوازي لضمان نوعية مماثلة لعينات الأنسجة. ويمكن تعزيز المناعي للبنية التعصيب محوار القناة الهضمية التي يحتضنها عينات الأنسجة في الأجسام المضادة الأولية بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية. س الحضانةو الأجسام المضادة في 4 درجات مئوية يحسن إشارة إلى نسبة الضوضاء (الشكل 5). جودة الصور مهم جدا، لأن هذا أمر بالغ الأهمية لتحديد الكميات الدقيقة لبنية الألياف (الشكل 3) للكشف عن تغيرات في المتفرعة وعدد دوالي وحجم (الشكل 4). جودة عينات الأنسجة يمكن تدميرها إذا كان المدورة المستخدمة أثناء فترات الغسيل مع ارتفاع درجات الحرارة في أي نقطة من الاستعمال المستمر. بينما تصوير عينات الأنسجة تأكد من عدم ترك العينات تحت ضوء المجهر لفترة طويلة جدا حيث سيؤدي ذلك إلى تقليل المناعي من العينات، وليس فقط واحد في إطار التركيز حاليا ولكن العينات المحيطة أيضا. تحليل بنية الألياف يمكن أن تكتمل بسهولة مع مساعدة من البرمجيات، ولكن لا يزال يمكن أيضا أن يتحقق يدويا. تصنيف دوالي الصغيرة والكبيرة تشير إلى منطقة دوالي، دوالي قياس أكبر من 1 ميكرون 2 تصنف على أنها دوالي كبيرة.

ذبابة الفاكهة هو نظام نموذجي قوية للغاية لدراسة تطوير الدوائر العصبية بسبب الوقت جيل السريع والتكلفة المنخفضة التجريبية، والقدرة على التعامل والتحكم في العوامل الوراثية والبيئية. يتم حفظها تكوين الخلايا العصبية، وتقصي مسار الخلايا العصبية وsynaptogenesis بين البشر وذبابة الفاكهة، وبالتالي يتم حفظها الآليات في إنشاء وصيانة وتعديل الدوائر العصبية أيضا. يمكن الناقلات العصبية الكلاسيكية، مثل السيروتونين (5 هيدروكسي، أو 5-HT) بمثابة عوامل النمو قبل اعتماد أدوارهم كما يشير الجزيئات في الدائرة العصبية الناضجة 1-3 وقد أظهرت دراسات سابقة أن المستويات منزعجة من 5-HT خلال مرحلة التطور الجنيني تغيير التواصل بين الخلايا العصبية الناضجة 4. وقد أظهرت آخرون أن تطبيق خارج الرحم من 5-HT إلى الخلايا العصبية مثقف Helisoma قمع ثمرة neurite وكذلك synaptogenesis 5-7. في Drosophila والتنموية مستويات 5-HT ترتبط عكسيا مع عدد دوالي والحجم، وكذلك درجة aborization، على طول neurites التي توقع على المعى الأمامي من الجهاز العصبي المركزي 8. وقد تبين العصبي السيروتونين لتعديل السلوكيات التغذية في الأنواع المختلفة، بما في ذلك ذبابة الفاكهة 8-9. دائرة التغذية في ذبابة الفاكهة هو دائرة بسيطة نسبيا والتي يمكن استخدامها كنموذج لربط المخرجات الوظيفية (التغذية) مع بعض التعديلات في تطوير التوقعات محور عصبي من الدماغ إلى المعى الأمامي. Schoofs وآخرون. وقد أظهرت أن التغذية اليرقات ذبابة الفاكهة والتي تنظمها مولدات نمط المركزية التي تؤثر على الجهاز العضلي 10. في حين أن التشريح العضلي محددة ليست مفهومة تماما، فقد تبين أن العصب antennal، العصب الفكي، والعصبية التبعي prothoracic هي المسؤولة عن أهداف العضلات المشاركة فيتغذية السلوك. معظم البيانات التي تنطوي على العضلات والأعصاب وعلم التشريح التغذية اللافقارية يقتصر على خوتع اليرقات. يمكن تقييم معدل تغذية يرقات العمر الثاني من قبل التراجع من sclerites cephalopharyngeal (الفم السنانير)، واستنساخه وعالية الإنتاجية. ومعصب لوحات cephalopharyngeal بواسطة ألياف من الخلايا العصبية المركزية 5-HT عبر العصب الجبهي. على مقدم المعدة أو المعى الأمامي، ومعصب ألياف هرمون السيروتونين (الراجع العصبية) التي fasciculate في المعي المتوسط، ومسؤولة عن تقلصات في المعى الأمامي (الشكل 1) 11-12. التغييرات في المتفرعة محور عصبي، وعدد وحجم دوالي على طول محوار، يمكن quantitated باستخدام تقنيات المناعى. يمكن التلاعب العصبية 5-HT خلال التنمية، سواء بشكل مباشر أو غير مباشر، تغيير الانتاج وظيفية من هذه الدائرة التغذية، والتي يمكن تقييمها وترتبط مع التغيرات في morpholoغراي من العمارة محوار.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="758">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:217px;">Eclipse E-800 Microscope</td>
			<td style="width:175px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:217px;">Neuroleucida</td>
			<td style="width:175px;">MBF Biosciences</td>
			<td style="width:115px;">NL-15</td>
			<td style="width:251px;">Used to analyze gut fiber architecture, not necessary to have</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:217px;">Northern Eclipse</td>
			<td style="width:175px;">Empix Inc</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:251px;">Imaging software</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:217px;">G-2E/C TRITC EX 528-553</td>
			<td style="width:175px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:115px;">96312</td>
			<td style="width:251px;">Filter for specific secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:217px;">N.A. 0.75; W.D. 0.72 mm; DIC Prism: 40xI, 40x I-C; Spring loaded</td>
			<td style="width:175px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:115px;">MRH00400</td>
			<td style="width:251px;">Objective used for imaging</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:217px;">Simple Neurite Tracer</td>
			<td style="width:175px;">NIH Image J</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:251px;"><a href="http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer">http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer</a></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

functional analysis of the larval feeding circuit in drosophila

دائرة التغذية هرمون السيروتونين في يرقات ذبابة الفاكهة السوداء البطن يمكن استخدامها لتحقيق ركائز العصبية ذات أهمية حاسمة خلال تطوير الدائرة. باستخدام الانتاج الفنية التابعة للدائرة، والتغذية، ويمكن تصور التغييرات في البنية العصبية للنظام فموي معدي. يمكن تسجيل سلوك التغذية من خلال مراقبة معدل التراجع من السنانير الفم، والتي تلقي تعصيب من الدماغ. يستخدم السلوك الحركي كوسيلة لمراقبة الفسيولوجية للتغذية، منذ اليرقات استخدام خطاطيف أفواههم لاجتياز عبر الركيزة أجار. يمكن ربط التغيرات في سلوك التغذية مع بنية محور عصبي من neurites التي التعصيب القناة الهضمية. باستخدام المناعية فمن الممكن تصور وquantitate هذه التغييرات. سوء التعامل من اليرقات خلال نماذج السلوك يمكن أن يغير البيانات لأنها حساسة جدا للتلاعب. التصوير السليم للالتعصيب العمارة محوارالأمعاء هو أمر حاسم لتحديد الكميات دقيقة من رقم وحجم دوالي وكذلك مدى العقد الفرع. تحليل معظم الدوائر تسمح فقط لرؤية العمارة محوار أو الآثار السلوكية، ولكن هذا النموذج يسمح احد لربط الانتاج الفنية التابعة للدائرة مع ضعف في بنية الخلايا العصبية.

دائرة التغذية هرمون السيروتونين في يرقة ذبابة الفاكهة يمكن أن تكون بمثابة نموذج فعال للغاية لمراقبة تأثير العوامل بشكل خاص على تطوير النظام العصبي. بواسطة quantitating معدل التغذية، فمن الممكن لربط العمارة محور عصبي من الدائرة التغذية مع الانتاج الفنية للمجلس (الشكل 1). يستخدم الفحص الحركي كوسيلة لمراقبة الفسيولوجية للالتراجع عنها من السنانير الفم، لأن يرقات استخدام خطاطيف أفواههم لدفع أنفسهم عبر السطح من أجار. ينبغي أن يكون هناك أي اختلاف في الردود الحركي بين السيطرة والمورثات الطافرة إذا كانت الطفرات تؤثر فقط على دائرة التغذية 8 (الشكل 2A). إذا فروق ذات دلالة إحصائية القيام تحدث، فمن الممكن تعرض للخطر سلوك اليرقات التي كتبها سوء التعامل. إذا توقف اليرقات خلال الفحص في محاولة لتحفر من خلال الركيزة أجار، فإنها قد تكون قديمة جدا، ويرجح الانتقال إلى الطور تجول.فمن الممكن أيضا قد تكون الركيزة أجار من الصعب جدا، مما يجعل من الصعب على اليرقات السنانير الفم للاستيلاء على الركيزة أجار، وهذا يمكن أن تعالج عن طريق تبليل سطح أجار. هذا الاختبار يمكن استخدامها لتقييم ما إذا كانت سلالات ذبابة الفاكهة مع العيوب التشريحية العصبية تؤثر على التنمية من دائرة التغذية هرمون السيروتونين. الجسم الإهليلجي متحولة المفتوحة (ايبو 3) لديه الخلل الهيكلي في الجسم الإهليلجي للمجمع المركزية. مقارنة مع البرية من نوع السلالة الأبوية كانتون-S، CS وو، يكشف عن أن هذه العيوب التشريحية خلال نتيجة نمو المخ في التغذية الاكتئاب بينما تنقل تتأثر (الشكل 2B). العيوب التشريحية في ايبو تظهر 3 المسوخ لتغيير وتطوير البنية محوار للامعاء. الشكل 3 يبين التغيرات في بنية الألياف في اليرقات المقارنة ايبو 3أحمر مع CS وو، وهذه اليرقات عرض زيادة في المتفرعة وكذلك زيادة في عدد كل من دوالي الصغيرة والكبيرة على طول محوار. ملاحظة يمثل العقد فرع (الأسهم)، دوالي (السهام)، ودوالي كبيرة (النجمة). الشكل 4 الكميات من هذه الصور. الكميات المناسبة من بنية محور عصبي يتطلب أن الصور تكون واضحة للغاية. يمثل الشكل 5A صورة مناسبة للتحليل. وسوف صور أقل جودة تجعل من الصعب التمييز بين الألياف ودوالي (الشكل 5B). عند تصوير العمارة الألياف، وتجنب أخذ الصور التي تشمل التوقعات في الجزء الأمامي من مقدم المعدة، لأن الألياف هي واحدة بإحكام ويتم فصل من بعضها البعض ويمكن أن تظهر كما لو أنها تشعبت و. وأكثر تشعبت أكثر ألياف الخلفي داخل المعي المتوسط ​​لأنها fasciculate مرة واحدة لديهم<html> إعادة في داخل هذا النسيج. الكميات من الفروع وعدد دوالي، وحجم دوالي، يمكن تحليلها يدويا أو عن طريق برنامج مصمم لغرض دراسة مورفولوجيا محوار، مثل Neuroleucida. طالما لا تلف مقدم المعدة خلال بروتوكول المناعى، والصورة هو في التركيز، فإن الاستعدادات تكون مقبولة للتصوير والتحليل. فإذا كانت بنية الألياف بشكل واضح يمكن تمييزها عن الخلفية، وإذا كان من الممكن تحديد دوالي الفردية على طول محوار، وإعداد مناسب للتحليل. أيضا، إذا يمكن تحديد دوالي الفردية عن بقية الألياف، وهذا هو أيضا مؤشر آخر على جودة الصورة للتحليل. ويتم تحليل جميع الألياف باستثناء تلك التي خارج نطاق التركيز (في بعض الحالات الألياف سوف منحنى بين الطائرات متعددة من التركيز). es/ftp_upload/51062/51062fig1.jpg &quot;العرض =&quot; 500px &quot;/&gt; الشكل 1. دائرة التغذية اليرقات. فيليه من 3 يرقة طور مرحلي الثالثة تبين أنسجة المخ والقناة الهضمية (A). و immunostained أنسجة القناة الهضمية من تشريح 3 اليرقات طور مرحلي الثالثة مع الأجسام المضادة التي أثيرت ضد ذبابة الفاكهة هيدروكسيلاز التربتوفان العصبية (DTRH، B) أو 5-HT ( C). A، B. E والمريء؛ متولى حسن والفم السنانير؛ العلاقات العامة، ومقدم المعدة؛ برازيلي والدماغ (لاحظ نمط من الخلايا العصبية 5-HT). رأس السهم يعين العصب الجبهي؛ سهم، العصب الراجع C. مقدم المعدة تظهر الألياف محور عصبي (السهام). مقياس بار = 20 ميكرومتر. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51062/51062fig1highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر</a> . <img alt="الرقم 2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51062/51062fig2.jpg" width="500px" /> &lt;ر /&gt; الشكل 2. العيوب التشريحية خلال النتائج نمو الدماغ في سلوك التغذية الاكتئاب. ويعاير الحيوانات لالحركي (A) والسلوكيات التغذية (B). وكان تحرك تتأثر. ن = 20 لكل فحص السلوكية، 2-3 تجارب مستقلة. **** ع &lt;0.0001، المفردة اختبار t. خطوط فوق الرسم البياني تصور الخطأ المعياري للمتوسط. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51062/51062fig2highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر</a> . <img alt="الرقم 3" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51062/51062fig3.jpg" width="500px" /> الرقم 3. العيوب التشريحية خلال تطوير نتائج CNS في انحراف في العمارة الألياف الأمعاء. الأنسجة تشريح الأمعاء من 3 طور مرحلي الثالثة اليرقات وimmunostained مع anti-5-HT. السهم يدل على عقدة الفرع. رأس السهم يدل على دوالي الصغيرة. النجمة ديتلاحظ دوالي كبيرة. مقياس بار = 40 ميكرومتر. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51062/51062fig3highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر</a> . <img alt="الرقم 4" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51062/51062fig4.jpg" width="500px" /> الشكل 4. العيوب التشريحية خلال نتيجة نمو الدماغ الشاذة في العمارة الألياف الأمعاء. تحليل الأنسجة proventricular من 3 اليرقات طور مرحلي الثالثة تشريح وحضنت مع مكافحة-5-HT. محوار المتفرعة (A)، وعدد من الكل دوالي في 0.1 ملم طول محوار (B) وعدد من دوالي كبيرة (&gt; 1μm 2) لكل 0.1 ملم طول (C). CS وو، 20 ألياف من 17 الشجاعة من 2 تجارب مستقلة؛ ايبو 3، 20 ألياف من 18 الشجاعة من 3 تجارب مستقلة. **** ع &lt;0.0001، ** ع &lt;0.01، * ع &lt;0.05، TT المفردةخطوط الرسم البياني أعلاه طبقا لتقديرات عام تصور الخطأ المعياري للمتوسط. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51062/51062fig4highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر</a> . <img alt="الرقم 5" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51062/51062fig5.jpg" width="500px" /> الرقم 5. جودة الصور مهم لتحديد الكميات المناسبة من بنية الألياف الأمعاء. أنسجة الأمعاء تشريح من CS وو 3 طور مرحلي اليرقات وimmunostained مع anti-5-HT. (A). صورة ذات نوعية جيدة. (B). ضعيف جودة الصورة. مقياس بار = 40 ميكرومتر. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51062/51062fig5highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر</a> .

Watch this Scientific Journal Video about Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila at JoVE.com

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

دائرة التغذية في يرقات ذبابة الفاكهة السوداء البطن يخدم نموذج بسيط لكنها قوية تسمح التغيرات في معدل التغذية لتكون مرتبطة مع بعض التعديلات في الدوائر العصبية فموي معدي. وتتألف هذه الدائرة من الخلايا العصبية هرمون السيروتونين المركزية التي ترسل التوقعات إلى السنانير الفم وكذلك المعى الأمامي.

التحليل الوظيفي للتغذية اليرقات الدائرة في ذبابة الفاكهة</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

functional-analysis-of-the-larval-feeding-circuit-in-drosophila

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

10.2K Views.  Saint Louis University School of Medicine.  دائرة التغذية في يرقات ذبابة الفاكهة السوداء البطن يخدم نموذج بسيط لكنها قوية تسمح التغيرات في معدل التغذية لتكون مرتبطة مع بعض التعديلات في الدوائر العصبية فموي معدي. وتتألف هذه الدائرة من الخلايا العصبية هرمون السيروتونين المركزي?...

Video: Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

تحليل الصرفي ذبابة الفاكهة اليرقات المحيطية الانشعابيات عصبون حسي والمحاوير استخدام الفسيفساء الوراثية

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

تصور في Proprioceptors<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات وشرانق

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including lens-secreting cone cells, pigment cells, a bristle cell and eight photoreceptors (PRs) R1-R8 2. The PRs have specialized microvillar structures, the rhabdomeres, which contain light-sensitive pigments, the Rhodopsins (Rhs). The rhabdomeres of six PRs (R1-R6) form a trapezoid and contain Rh1 3 4. The rhabdomeres of R7 and R8 are positioned in tandem in the center of the trapezoid and share the same path of light. R7 and R8 PRs stochastically express different combinations of Rhs in two main subtypes5: In the 'p' subtype, Rh3 in pR7s is coupled with Rh5 in pR8s, whereas in the 'y' subtype, Rh4 in yR7s is associated with Rh6 in yR8s 6 7 8.
Early specification of PRs and development of ommatidia begins in the larval eye-antennal imaginal disc, a monolayer of epithelial cells. A wave of differentiation sweeps across the disc9 and initiates the assembly of undifferentiated cells into ommatidia10-11. The 'founder cell' R8 is specified first and recruits R1-6 and then R7 12-14. Subsequently, during pupal development, PR differentiation leads to extensive morphological changes 15, including rhabdomere formation, synaptogenesis and eventually rh expression.
In this protocol, we describe methods for retinal dissections and immunohistochemistry at three defined periods of retina development, which can be applied to address a variety of questions concerning retinal formation and developmental pathways. Here, we use these methods to visualize the stepwise PR differentiation at the single-cell level in whole mount larval, midpupal and adult retinas (Figure 1).

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The Drosophila retina is a crystal-like lattice composed of a small number of cell types that are generated in a stereotyped manner 1. Its amenability to sophisticated genetic analysis allows the study of complex developmental programs. This protocol describes dissections and immunohistochemistry of retinas at three discrete developmental stages, with a focus on photoreceptor differentiation.

تشريح والمناعية من اليرقات، العذراء وتعليم الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; شبكية العين

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

كله من جبل Immunolabeling الشم مستقبلات الخلايا العصبية في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; الهوائي

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

التصوير المباشر ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Why Quantification Matters: Characterization of Phenotypes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Most studies on morphogenesis rely on qualitative descriptions of how anatomical traits are affected by the disruption of specific genes and genetic pathways. Quantitative descriptions are rarely performed, although genetic manipulations produce a range of phenotypic effects and variations are observed even among individuals within control groups.&#160;Emerging evidence shows that morphology, size and location of organelles play a previously underappreciated, yet fundamental role in cell function and survival. Here we provide step-by-step instructions for performing quantitative analyses of phenotypes at the Drosophila larval neuromuscular junction (NMJ). We use several reliable immuno-histochemical markers combined with bio-imaging techniques and morphometric analyses to examine the effects of genetic mutations on specific cellular processes. In particular, we focus on the quantitative analysis of phenotypes affecting morphology, size and position of nuclei within the striated muscles of Drosophila larvae. The Drosophila larval NMJ is a valuable experimental model to investigate the molecular mechanisms underlying the structure and the function of the neuromuscular system, both in health and disease. However, the methodologies we describe here can be extended to other systems as well.

Why Quantification Matters: Characterization of Phenotypes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Morphology, size and location of intracellular organelles are evolutionarily conserved and appear to directly affect their function. Understanding the molecular mechanisms underlying these processes has become an important goal of modern biology. Here we show how these studies can be facilitated by the application of quantitative techniques.

لماذا الكمي المسائل: توصيف الظواهر في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات عصبي عضلي مفرق

Most studies on morphogenesis rely on qualitative descriptions of how anatomical traits are affected by the disruption of specific genes and genetic ...

Removal of Drosophila Muscle Tissue from Larval Fillets for Immunofluorescence Analysis of Sensory Neurons and Epidermal Cells

Drosophila larval dendritic arborization (da) neurons are a popular model for investigating mechanisms of neuronal morphogenesis. Da neurons develop in communication with the epidermal cells they innervate and thus their analysis benefits from in situ visualization of both neuronally and epidermally expressed proteins by immunofluorescence. Traditional methods of preparing larval fillets for immunofluorescence experiments leave intact the muscle tissue that covers most of the body wall, presenting several challenges to imaging neuronal and epidermal proteins. Here we describe a method for removing muscle tissue from Drosophila larval fillets. This protocol enables imaging of proteins that are otherwise obscured by muscle tissue, improves signal to noise ratio, and facilitates the use of super-resolution microscopy to study da neuron development.

Removal of Drosophila Muscle Tissue from Larval Fillets for Immunofluorescence Analysis of Sensory Neurons and Epidermal Cells

Studies of neuronal morphogenesis using Drosophila larval dendritic arborization (da) neurons benefit from in situ visualization of neuronal and epidermal proteins by immunofluorescence. We describe a procedure that improves immunofluorescence analysis of da neurons and surrounding epidermal cells by removing muscle tissue from the larval body wall.

إزالة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; الأنسجة العضلية من اليرقات شرائح التحليل المناعي من العصبونات الحسية وخلايا البشرة

Drosophila larval dendritic arborization (da) neurons are a popular model for investigating mechanisms of neuronal morphogenesis. Da neurons develop in ...

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

عن طريق القنوات الخطي الاغاروز لدراسة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات الزحف السلوك

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal macropatch recordings of synaptic currents from visualized boutons at the Drosophila larval NMJ. This technique requires customized fabrication of recording micropipettes, as well as a compound microscope equipped with a high magnification, long-distance water immersion objective, differential interference contrast (DIC) optics, and a fluorescent attachment. The recording electrode is positioned on the top of a selected synaptic bouton visualized with DIC optics, epi-fluorescence, or both. The advantage of this technique is that it allows monitoring the synaptic activity of a limited number of sites of release. The recording electrode has&#160;a diameter of several microns, and the release sites positioned outside of the electrode rim do&#160;not significantly affect the recorded currents. The recorded synaptic currents have fast kinetics and can be readily resolved. These advantages are especially important for the studies of mutant fly lines with enhanced spontaneous or asynchronous synaptic activity.

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Synaptic currents can be recorded focally from visualized synaptic boutons at the Drosophila third instar larvae neuromuscular junction. This technique enables monitoring the activity of a single synaptic bouton.

تسجيلات ماكروباتش المحورية للتيارات متشابك من الوصلات العصبية العضلية اليرقات المورفولوجية

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.