فإن الكتاب أود أن أشكر البنك التنموي ورم هجين الدراسات في جامعة ولاية ايوا لارسال لنا الأجسام المضادة. وقد أيد هذا العمل عن طريق منحة (رقم 29/08) من مؤسسة العلوم اسرائيل. كما يدعم أيضا من خلال منحة بحثية من DFG (دويتشه Forschungsgemeinschaft).

قبل أن تبدأ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنمو الثقافات ذبابة المطلوب. الحفاظ على قارورة غير مزدحم (حوالي 30 الذباب في قارورة مل 50). السماح للذباب وضع البيض ليوم واحد فقط في كل قنينة. وسيوفر هذا العرض يرقات الغذاء الكافي، والسماح لهم للوصول إلى حجم القصوى قبل الزحف للخروج من المواد الغذائية. الحفاظ على قارورة في درجة حرارة مناسبة حتى 3 يرقات الطور تبدأ في التجول على جدار القارورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعد الأوراق المالية الجديدة من الفوسفات مخزنة المالحة (PBS) وPBT (0.1٪ توين في برنامج تلفزيوني). ابقاء 10 مل من برنامج تلفزيوني على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 1-5 مل من مثبت الطازجة (فورمالديهايد 4٪ في PBT) وابقائه على الجليد. نحن نستخدم المعبأة الفورمالديهايد 37-38٪ كحل الأوراق المالية. </li></ol> 1. تشريح والتثبيت من يرقات العمر الثالث <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختيار تجول يرقة الطور الثالث من جدار القارورة ووضعه في انخفاضا بنسبة 50 ميكرولتر من الجليد الباردة في برنامج تلفزيوني على طبق تشريح Sylgard (مصنوعة من 184 Sylgard سيليكون عدة الاستومر، شركة داو كورنينج فيالأنسجة صحن الثقافة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد يرقة، الجانب الظهري تصل بالقرب من فم السنانير، وذلك باستخدام ملقط غرامة (دومون # 5 ملقط)، وعصا 1 دبوس حشرة (minutien، 0.1 ملم، الفولاذ المقاوم للصدأ) من خلال الدماغ اليرقة و. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستيلاء على نهاية الخلفي لليرقة مع ملقط، برفق وتمتد اليرقة بالطول بلطف. عصا آخر دبوس حشرة بين spiracles 2 الخلفي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع مقص ربيع باستخدام اثنين من الشقوق الأفقية في جدار الجسم (عمودي على محور الأمامي، الخلفي)، على مقربة من المسامير الأمامية والخلفية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص ربيع قطع جدار الجسم اليرقات على طول خط الوسط ظهري من سابقة لشق الخلفي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الأعضاء الداخلية (الأمعاء الغليظة، والغدد اللعابية، مالبيغي الأنابيب وغيرها) والقصبة الهوائية واستخدام الملقط غرامة. غسل بلطف مرة أو مرتين مع برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستيلاء على حائط الجسم 2 اللوحات بالملقط، وتمتد بها وارجاعهم الى لوحة باستخدام اثنين من المسامير حشرة لكل جانب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة فBS وإضافة 50 ميكرولتر من محلول التثبيت (الفورمالديهايد 4٪ في PBT). احتضان 20 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مثبت. غسل مرتين مع برنامج تلفزيوني. سحب دبابيس للحشرات. قطع مقص ربيع باستخدام الرأس والذيل اليرقات ترك شرائح مستطيلة. نقل الأنسجة الثابتة لأنبوب إيبندورف المبردة مع برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم إصلاح عدد كاف من اليرقات، ويمكن للمرء أن يستمر مباشرة إلى تلطيخ الجسم المضاد. إذا لم يتم المطلوب تلطيخ فوري، يجب غسلها اليرقات ثابت 3 مرات، 5 دقائق لكل منهما، مع الايثانول 95٪ وتخزينها في الايثانول 95٪ عند درجة حرارة -20 درجة مئوية. </li></ol> 2. تشريح والتثبيت من شرانق الجزء الأول <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حضور لقوارير كما لتثبيت اليرقات، وحتى 3 يرقات الطور تبدأ pupariate. دراسة قارورة كل ساعة ويرقات علامة التي pupariated. السماح للعذارى ملحوظ لتطوير ساعات 30-40 درجة مئوية في 24، أو ساعات 24-27 في 29 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط غرامة اختيار 20-30 الشرانق من السن ه المناسبة ووضعها في صحن الظلام متعددة جيدا الخزف تشريح. يجب الحرص على عدم تلف الأنسجة من الاهتمام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخراج الشرانق من حالة العذراء. تبدأ تقشير قبالة الوصاد وتستمر حتى خادرة مجانا. وضع خادرة إلى تعبئة بئر مع PBT. تواصل استخراج كل الشرانق. وينبغي القيام بالخطوات 2،4-2،6 على دفعات صغيرة من خمسة الشرانق في وقت واحد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 5 وضع الشرانق على سطح مستو بين الآبار للطبق تشريح. باستخدام سكين تشريح قطع صغيرة غيض من الرأس والطرف الخلفي من البطن (بدلا من ذلك، فمن الممكن استخدام اثنين من أزواج من ملقط لتمزيق الثقوب في كلا طرفي عذارى). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد خادرة في مكان باستخدام ملقط غرامة واستخدام حقنة 1 مل لغسل الأعضاء الداخلية للخادرة، عن طريق حقن PBT من خلال فتح الأمامي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل لفترة وجيزة خادرة تشريح بواسطة غمس في ملأ بئر مع برنامج تلفزيوني ونقله إلى مثبت الباردة في أنبوب إيبندورف أبقى على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان بين عشية وضحاها (ON) في 4 درجات مئوية. </li></ol> الجزء الثاني <ol start="8" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجاهل تثبيتي، وغسل الشرانق ثلاث مرات، 5 دقائق لكل منهما، مع PBT. الحفاظ على الشرانق غسلها على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شغل بئرين للطبق تشريح مع PBT. باستخدام مادة البولي ايثيلين نقل ماصة باستير الشرانق عدة إلى واحدة من الآبار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل أحد خادرة في وقت واحد إلى البئر الثانية. باستخدام اثنين من أزواج من ملقط حاد مع نصائح المنحازة تماما، تقشر بشرة شفافة والعذراء من الجناح: تأمين خادرة إلى الجزء السفلي من زوج واحد باستخدام ملقط جيدا، وتمزيق بلطف بشرة باستخدام الزوج الثاني من الملقط. بمجرد مزقت إهاب، قشر تشغيله الجناح. يجب الحرص على عدم قطع الاتصال الجناح من خادرة. بعد تقشير قبالة إهاب من شفرة جناح، ما زالت تقشير للبشرة من العامل الحاسم في الجناح (حيث توجد ChOs جناح). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تقشير بشرة قبالة الجناح، يمكن للمرء أن يحاول تقشير بشرة قبالة المحطة بطريقة مماثلة.الساقين كثير من المرجح أن تضيع في هذه العملية، ولكن على الرغم من العائد المنخفض، ينصح بشدة هذه الخطوة نظرا لأنه يحسن كثيرا من تلطيخ من ChOs الساق. لا يمكن للChOs من haltere والبطن يمكن تصور دون تقشير مزيد قبالة بشرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع &quot;مقشرة&quot; خادرة في أنبوب إيبندورف مليئة الميثانول والحفاظ على درجة حرارة الغرفة. يواصل تقشير قبالة إهاب من الشرانق في كل شيء، وإضافتها إلى أنبوب واحد. وينبغي جمع ما لا يقل عن 10 الشرانق مقشر لطيف لكل تلطيخ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الميثانول ويغسل ثلاث مرات، 5 دقائق لكل منهما، مع الايثانول 95٪. يمكن أن تظل ثابتة لالشرانق فترات طويلة من الزمن في الايثانول 95٪ عند درجة حرارة -20 درجة مئوية. </li></ol> 3. المناعية من اليرقات والشرانق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يغسل النسيج ثابتة مع ثلاث مرات PBT، 30 دقيقة لكل منهما، في درجة حرارة الغرفة. يمكن غسلها اليرقات مع الهز لطيف على طبق من الدورية. تغسل الشرانق دون أن تهتز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبدال PBT مع عازلة تمنع (PBT + 5٪ نormal مصل الماعز)، واحتضان ON في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة المنطقة العازلة الحجب واحتضان مع الأجسام المضادة الأولية (المخفف في عرقلة العازلة) على درجة مئوية في تمام الساعة 4 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل أربع مرات مع PBT كما هو موضح في الخطوة 3.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة PBT واحتضان مع الأجسام المضادة الثانوية (المخفف في عرقلة العازلة) ON في 4 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل مرتين مع PBT ومرة ​​واحدة مع برنامج تلفزيوني كما هو موضح في الخطوة 3.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبدال برنامج تلفزيوني مع تصاعد المتوسطة (داكو نيون متوسطة تركيب (داكو Cytomation، ببلاغ الدنمارك)، واحتضان في 4 درجات مئوية ON. </li></ol> 4. تصاعد من يرقات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اليرقات هي التي شنت على شريحة المجهر في قطرة من وسائل الاعلام المتزايدة مع بشرة من أسفل الجسم وعضلات جدار مواجهة. وضع قطرة صغيرة من وسط تصاعد على زلة غطاء نظيف واستخدامه لتغطية إعداد. لا يتم تطبيق أي ضغط على اليرقات التي شنت. </li></ol> 5. تصاعد من الشرانق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الشرائح المجهر 2مع انخفاض بنسبة متوسطة متزايدة، واحدة للتشريح، والثانية للتركيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الشرانق عدة على واحد من الشرائح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقص ربيع باستخدام إزالة الرأس والجزء الخلفي من البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل في النصف الظهري للصدر من النصف البطني عن طريق قطع بين الجناحين والساقين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع أجزاء الجسم تشريح للخادرة على الشريحة الثانية في مجهر قطرة من حل في تصاعد مستمر. ضمان امتدت أجنحة وأرجل بها ومحاولة للتقليل من تتراكب من الأنسجة إلى أقصى حد ممكن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع قطرة من متوسطة متزايدة على زلة غطاء ووضعه على عينة. لا يتم تطبيق الضغط على العينة التي شنت. </li></ol> 6. ممثل النتائج ويظهر مثال المناعية الملون ChOs من يرقة الطور الثالث في الشكل 1. هذا المثال يوضح قطعة تمتد لطيف في البطن التي سبعة من ChOs الثمانية هي واضحة للعيان. الخلايا العصبية هي مختبرإليد مع MAb22C10 (1:20، تم الحصول عليها من البنك التنموي ورم هجين الدراسات في جامعة أيوا)، وصفت وكأب، والرباط، وكأب التعلق والارتباط الخلايا الرباط مع αTub85E المضادة (1:10، كلاين وآخرون،. 2010). وكانت الأجسام المضادة الثانوية لتلطيخ فلوري Cy3، أو Cy5 مترافق anti-mouse/rabbit (1:200، جاكسون Immunoresearch مختبرات). واعتبرت عينات من استخدام متحد البؤر المجهري (LSM 510، زييس). وترد مجموعة من ChOs جناح في الوريد الكعبري بطني من خادرة ساعة من العمر 35 في الشكل 2. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/3846/3846fig1.jpg" /> الشكل 1 (أ) توضيح تخطيطي لأنواع الخلايا الست التي تشكل جهازا الفصل واحد:. مرفق قبعة (CA)، وكأب (C)، scolopale (S)، الخلايا العصبية (N)، الرباط (L) والرباط المرفق (لوس انجليس ). ويمتد الجهاز LCh5، التي تتجمع في 5 ChOs، عبر مجموعة من العضلات عرضية جانبية (LT1-4). ويتضح أيضا في العضلات الجانبية الطولية (LL1)، عضلات بطني طولي (VL1-4) والعضلات المائلة الجانبية (LO1). ويوضح الخلايا وتر ومجالات البني (مأخوذة من كلاين وآخرون، 2010). (ب) جزء واحد في البطن من يرقة الطور 3 الاطلاع على التكبير 10x. سبعة من ChOs 8 الحالي في كل جزء من البطن واضحة: الأجهزة الجانبية الخمسة التي تشكل معا الجهاز pentascolopidial (LCh5)، وهو جهاز واحد جانبي (LCh1) واحد من اثنين من ChOs بطني (VChB). وصفت الخلايا العصبية (N) من ChOs مع 22C10 علامة ماب العصبية (الحمراء). تتم تسمية في الرباط (L)، وكأب (C) والخلايا المرفق (لوس انجليس، كاليفورنيا) مع المضادة للαTub-85E (الأزرق). وبالإضافة إلى ذلك وصفت الخلايا قبعة والرباط مع مراسل GFP تشو الخاصة بإيواء أحد العناصر التنظيمية من مكان دي (نحمان وآخرون، بيانات غير منشورة). <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/3846/3846fig2.jpg" /> الشكل 2. </sوينظر إلى ترونج&gt; الأجهزة جناح chordotonal في الوريد الكعبري بطني في تكبير 40X. وتتميز الخلايا العصبية (N) مع 22C10 علامة العصبية (الأحمر، B). يتم في الرباط (L) وقبعة (C) خلايا شارك في المسمى مع المضادة للαTub85E الأجسام المضادة (أزرق، C) ومراسل GFP تشو محددة التحوير (ناخمان وآخرون، بيانات غير منشورة).

<ol>
	<li>Brewster, R., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Origin+and+specification+of+type+II+sensory+neurons+in+Drosophila.">Origin and specification of type II sensory neurons in Drosophila.</a> Development. 121, 2923-2936 (1995).</li><li>Caldwell, J. C., Miller, M. M., Wing, S., Soll, D. R., Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+larval+locomotion+in+Drosophila+chordotonal+organ+mutants.">Dynamic analysis of larval locomotion in Drosophila chordotonal organ mutants.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 16053-16053 (2003).</li><li>Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeling+the+vibes:+chordotonal+mechanisms+in+insect+hearing.">Feeling the vibes: chordotonal mechanisms in insect hearing.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 9, 389-393 (1999).</li><li>Eberl, D. F., Boekhoff-Falk, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+Johnston's+organ+in+Drosophila.">Development of Johnston's organ in Drosophila.</a> Int. J. Dev. Biol. 51, 679-687 (2007).</li><li>Eberl, D. F., Hardy, R. W., Kernan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+similar+transduction+mechanisms+for+touch+and+hearing+in+Drosophila.">Genetically similar transduction mechanisms for touch and hearing in Drosophila.</a> J. Neurosci. 20, 5981-5988 (2000).</li><li>Egoz-Matia, N., Nachman, A., Halachmi, N., Toder, M., Klein, Y., Salzberg, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+regulation+of+cell+adhesion+in+the+Drosophila+wing+is+mediated+by+Delilah,+a+potent+activator+of+&#946;PS+integrin+expression.">Spatial regulation of cell adhesion in the Drosophila wing is mediated by Delilah, a potent activator of &#946;PS integrin expression.</a> Dev Biol. 351, 99-109 (2011).</li><li>Field, L. H., Matheson, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chordotonal+organs+of+insects.">Chordotonal organs of insects.</a> Advances in Insect Physiology. 27, 1-228 (1998).</li><li>Gong, Z., Son, W., Chung, Y. D., Kim, J., Shin, D. W., McClung, C. A., Lee, Y., Lee, H. W., Chang, D. J., Kaang, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+interdependent+TRPV+channel+subunits,+inactive+and+Nanchung,+mediate+hearing+in+Drosophila.">Two interdependent TRPV channel subunits, inactive and Nanchung, mediate hearing in Drosophila.</a> J. Neurosci. 24, 9059-9066 (2004).</li><li>Inbal, A., Volk, T., Salzberg, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recruitment+of+ectodermal+attachment+cells+via+an+EGFR-dependent+mechanism+during+the+organogenesis+of+Drosophila+proprioceptors.">Recruitment of ectodermal attachment cells via an EGFR-dependent mechanism during the organogenesis of Drosophila proprioceptors.</a> Dev. Cell. 7, 241-250 (2004).</li><li>Jarman, A. P., Grau, Y., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=atonal+is+a+proneural+gene+that+directs+chordotonal+organ+formation+in+the+Drosophila+peripheral+nervous+system.">atonal is a proneural gene that directs chordotonal organ formation in the Drosophila peripheral nervous system.</a> Cell. 73, 1307-1321 (1993).</li><li>Jarman, A. P., Sun, Y., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+proneural+gene,+atonal,+in+formation+of+Drosophila+chordotonal+organs+and+photoreceptors.">Role of the proneural gene, atonal, in formation of Drosophila chordotonal organs and photoreceptors.</a> Development. 121, 2019-2030 (1995).</li><li>Kim, J., Chung, Y. D., Park, D. Y., Choi, S., Shin, D. W., Soh, H., Lee, H. W., Son, W., Yim, J., Park, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+TRPV+family+ion+channel+required+for+hearing+in+Drosophila.">A TRPV family ion channel required for hearing in Drosophila.</a> Nature. 424, 81-84 (2003).</li><li>Klein, Y., Halachmi, N., Egoz-Matia, N., Toder, M., Salzberg, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+proprioceptive+and+contractile+systems+in+Drosophila+are+both+patterned+by+the+EGR+family+transcription+factor+Stripe.">The proprioceptive and contractile systems in Drosophila are both patterned by the EGR family transcription factor Stripe.</a> Dev. Biol. 337, 458-470 (2010).</li><li>Matthews, K. A., Miller, D. F., Kaufman, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+implications+of+the+unusual+spatial+distribution+of+a+minor+alpha-tubulin+isotype+in+Drosophila:+a+common+thread+among+chordotonal+ligaments,+developing+muscle,+and+testis+cyst+cells.">Functional implications of the unusual spatial distribution of a minor alpha-tubulin isotype in Drosophila: a common thread among chordotonal ligaments, developing muscle, and testis cyst cells.</a> Dev. Biol. 137, 171-183 (1990).</li><li>Okabe, M., Okano, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-step+induction+of+chordotonal+organ+precursors+in+Drosophila+embryogenesis.">Two-step induction of chordotonal organ precursors in Drosophila embryogenesis.</a> Development. 124, 1045-1053 (1997).</li><li>Rusten, T. E., Cantera, R., Urban, J., Technau, G., Kafatos, F. C., Barrio, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spalt+modifies+EGFR-mediated+induction+of+chordotonal+precursors+in+the+embryonic+PNS+of+Drosophila+promoting+the+development+of+oenocytes.">Spalt modifies EGFR-mediated induction of chordotonal precursors in the embryonic PNS of Drosophila promoting the development of oenocytes.</a> Development. 128, 711-722 (2001).</li><li>Todi, S. V., Sharma, Y., Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomical+and+molecular+design+of+the+Drosophila+antenna+as+a+flagellar+auditory+organ.">Anatomical and molecular design of the Drosophila antenna as a flagellar auditory organ.</a> Microsc. Res. Tech. 63, 388-399 (2004).</li><li>zur Lage, P., Jarman, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonism+of+EGFR+and+notch+signalling+in+the+reiterative+recruitment+of+Drosophila+adult+chordotonal+sense+organ+precursors.">Antagonism of EGFR and notch signalling in the reiterative recruitment of Drosophila adult chordotonal sense organ precursors.</a> Development. 126, 3149-3159 (1999).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

البروتوكول المذكور في هذا الفيديو يوفر وسيلة لتصور ChOs التحفيز خلال مراحل اليرقات والعذراء. وقد دراسات حول بنية وتطوير ChOs التحفيز حتى الآن تقتصر أساسا على مراحل الجنينية وعلى أقراص تخيلي اليرقات. وبالتالي، جوانب كثيرة من مراحل لاحقة من التطور، من ChOs على حد سواء اليرقات والكبار، لا تزال مجهولة إلى حد كبير. ويمكن استخدام بروتوكول صفها، جنبا إلى جنب مع أدوات الوراثية الشائعة في ذبابة الفاكهة، لتحديد ودراسة جينات جديدة والممرات التي تؤدي دورا في مراحل لاحقة من تطوير ChOs. وكان هذا البروتوكول الأمثل للتصور تشو، ولكن يمكن تكييفه لتلطيخ من الأنسجة الأخرى، مثل أجنحة العذراء 6.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم كاشف / أداة </td><td> شركة </td><td> فهرس العدد </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td> دومون # 5 (أو # 55) ملقط، البيولوجيا غيض </td><td> FST </td><td> 11252-20 أو 11252-10 (ملقط أو ما شابه) </td><td></td></tr><tr><td> أوسترليتز حشرة الفولاذ المقاوم للصدأ المسامير، minutiens 0.1mm </td><td> Roboz شركة أداة جراحية </td><td> RS-6083-10 </td><td></td></tr><tr><td> Sylgard الاستومر سيليكون 184 طقم </td><td> شركة داو كورنينج </td><td> 240.4019862 </td><td></td></tr><tr><td> Vannas الدقيقة المقص (مستقيم، 7.5 سم، شفرة 3mm) ل </td><td> AS Mdeizintechnik محدودة </td><td> 11-590-00 </td><td> ويمكن شراء مقص الربيع Vannas مع مواصفات مماثلة من الصك Roboz شركة الجراحية </td></tr><tr><td> المداري شاكر - Rotamax-120 </td><tد&gt; Heidolph </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> داكو نيون تركيب متوسطة </td><td> داكو Cytomation، ببلاغ الدنمارك </td><td> DK-5302392 </td><td></td></tr><tr><td> X10 صياغة برنامج تلفزيوني </td><td colspan="2"> 2 غرام / بوكل مضاءة، 2 غرام / مضاءة KH 2 PO 4، 80 غرام / مضاءة كلوريد الصوديوم، 21.7 غرام / مضاءة نا 2 HPO4.7H 2 O </td><td> جودة في برنامج تلفزيوني هو أمر حاسم لنجاح هذا البروتوكول </td></tr><tr><td> PBT </td><td colspan="2"> X1 PBS + 0.1٪ توين 20 </td><td></td></tr></tbody></table>

visualization of proprioceptors in drosophila larvae and pupae

استقبال الحس العميق هو القدرة على استشعار الحركة، أو موقف، من أجزاء الجسم من خلال الاستجابة للمحفزات التي تنشأ داخل الجسم. في fruitflies وغيرها من الحشرات وتقدم بوضع الجسم بواسطة الحواس المتخصصة ووصف الأجهزة chordotonal (ChOs) 2. مثل العديد من الأجهزة الأخرى في ذبابة الفاكهة، ChOs تطوير مرتين خلال دورة حياة الذبابة. أولا، تطوير ChOs اليرقات خلال مرحلة التطور الجنيني. ثم، وChOs الكبار تبدأ في تطوير أقراص وتخيلي اليرقات والاستمرار في التفريق خلال مسخ. وقد تمت دراسة وضع ChOs اليرقات على نطاق واسع خلال مرحلة التطور الجنيني 10،11،13،15،16. محور كل تشو هي وحدة حسية تتكون من الخلايا العصبية والخلايا scolopale. ويمتد وحدة حسية بين نوعين من الخلايا التبعي أن نعلق على بشرة عن طريق خلايا متخصصة مرفق البشرة 1،9،14. عندما يتحرك يرقة الذبابة، وتشريد النسبية للبريدخلايا مرفق pidermal يؤدي إلى تمتد من وحدة حسية والانفتاح يترتب على ذلك من إمكانات محددة مستقبلات عابر قنوات (TRPV) vanilloid في الجزء الخارجي من 8،12 التغصنات. ثم يتم نقل الإشارة إلى أثار الحركي المركزي نمط دائرة مولد في الجهاز العصبي المركزي. وقد وصفت ChOs متعددة في ذبابة الكبار 7. وتقع بالقرب من هذه المفاصل من الزوائد ذبابة الكبار (الساقين، وأجنحة والارسنه) وكذلك في الصدر والبطن. وبالإضافة إلى ذلك، عدة مئات من ChOs تشكل مجتمعة الجهاز جونستون في الهوائي الكبار أن transduce الصوتية إلى طاقة ميكانيكية 3،5،17،4. وعلى النقيض من معرفة واسعة عن تطور ChOs في مراحل جنينية، ولا يعرف سوى القليل جدا عن الشكل الظاهري لهذه الأجهزة خلال مراحل اليرقات. وعلاوة على ذلك، مع استثناء من ChOs الفخذ 18 و الجهاز جونستون، لدينا knowledشركة جنرال الكتريك عن تطور وهيكل ChOs في الذبابة الكبار مجزأة جدا. نحن هنا وصف طريقة لتلطيخ وتصور ChOs في يرقات العمر الثالث والشرانق. ويمكن تطبيق هذه الطريقة مع الأدوات الوراثية لتوصيف أفضل للمورفولوجيا وفهم تطور ChOs مختلف في الطيران.

Watch this Scientific Journal Video about Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae at JoVE.com

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

وهناك طريقة لimmunostain ووضع تصور لأجهزة chordotonal في يرقات وعذارى من<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</emيوصف&gt;.

تصور في Proprioceptors<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات وشرانق

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

visualization-of-proprioceptors-in-drosophila-larvae-and-pupae

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

11.9K Views.  Technion-Israel Institute of Technology. وهناك طريقة لimmunostain ووضع تصور لأجهزة chordotonal في يرقات وعذارى من ذبابة الفاكهة السوداء البطن.

Video: Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

تعيش خلية التصوير الحسي للخلايا السليمة في الجهاز السلائف ذبابة الفاكهة شرانق

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

المحلية والعالمية طرق تقييم Nociception الحرارية في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

مشهي التعلم النقابي في الشم<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer basic questions on how light information is processed and shared between rapid and circadian behaviors. Drosophila larvae display a stereotypical avoidance behavior when exposed to light. To investigate light dependent behaviors comparably simple light-dark preference tests can be applied. In vertebrates and arthropods the neural pathways involved in sensing and processing visual inputs partially overlap with those processing photic circadian information. The fascinating question of how the light sensing system and the circadian system interact to keep behavioral outputs coordinated remains largely unexplored. Drosophila is an impacting biological model to approach these questions, due to a small number of neurons in the brain and the availability of genetic tools for neuronal manipulation. The presented light-dark preference assay allows the investigation of a range of visual behaviors including circadian control of phototaxis.

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Here we describe a light-dark preference test for Drosophila larva. This assay provides information about innate and circadian regulation of light sensing and processing photobehavior.

ضوء الفحص ميول لدراسة الساعة البيولوجية الفطرية وPhotobehavior الخاضعة للرقابة في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetic اضطراب النشاط العصبي مع إضاءة الليزر في شبه سليمة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات في الحركة

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

تستخدم علفا بروتوكول مسار طول ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

رواية الفحص لالباردة حس الألم في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

القياس الكمي لمدون المغذيات الكبيرة في شاشة عصبية حرارية جينية باستخدام يرقات دروسوفيلا

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

Optimizing Sample Preparation Process for Transmission Electron Microscopy of Neuromuscular Junctions in Drosophila Larvae

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) has emerged as a valuable model system in the field of neuroscience. The application of confocal microscopy at the Drosophila NMJ enables researchers to acquire synaptic information, encompassing both quantitative data on synapse abundance and detailed insights into their morphology. However, the diffuse distribution and limited visual range of the TEM present challenges for the ultrastructural analysis. This study introduces an innovative and efficient sample preparation method that surpasses the conventional approach. The procedure begins by placing a metal mesh at the base of a flat-bottomed bottle or test tube, followed by positioning fixed larvae samples onto the mesh. An additional mesh is placed over the samples, ensuring that they are positioned between the two meshes. The fixed samples are thoroughly dehydrated and infiltrated before proceeding with the embedding procedure. Then embedding of the samples in epoxy resin is performed in a flat sheet manner, which allows for the preparation of muscles for positioning and sectioning. Benefiting from these steps, all the muscles of Drosophila larvae can be visualized under light microscopy, therey facilitating subsequent positioning and sectioning. Excess resin is removed after locating the 6th and 7th muscles of body segments A2 and A3. Serial ultra-thin sectioning of the 6th or 7th muscle is performed.

Optimizing Sample Preparation Process for Transmission Electron Microscopy of Neuromuscular Junctions in Drosophila Larvae

This report provides a new sample preparation procedure for visualizing neuromuscular junctions in Drosophila Larvae. This method is more effective in preventing the curling of the samples compared to the traditional method and is particularly useful for Drosophila neuromuscular junction ultrastructural analysis.

تحسين عملية تحضير العينة للفحص المجهري الإلكتروني النافذ للتقاطعات العصبية العضلية في يرقات ذبابة الفاكهة

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) has emerged as a valuable model system in the field of neuroscience. The application of confocal microscopy at ...

عرض شبكات الأنابيب الدقيقة في تقاطعات ذبابة الفاكهة العصبية العضلية وخلايا العضلات

Using Drosophila Larval Neuromuscular Junction and Muscle Cells to Visualize Microtubule Network

The microtubule network is an essential component of the nervous system. Mutations in many microtubules regulatory proteins are associated with neurodevelopmental disorders and neurological diseases, such as microtubule-associated protein Tau to neurodegenerative diseases, microtubule severing protein Spastin and Katanin 60 cause hereditary spastic paraplegia and neurodevelopmental abnormalities, respectively. Detection of microtubule networks in neurons is advantageous for elucidating the pathogenesis of neurological disorders. However, the small size of neurons and the dense arrangement of axonal microtubule bundles make visualizing the microtubule networks challenging. In this study, we describe a method for dissection of the larval neuromuscular junction and muscle cells, as well as immunostaining of &#945;-tubulin and microtubule-associated protein Futsch to visualize microtubule networks in Drosophila melanogaster. The neuromuscular junction permits us to observe both pre-and post-synaptic microtubules, and the large size of muscle cells in Drosophila larva allows for clear visualization of the microtubule network. Here, by mutating and overexpressing Katanin 60 in Drosophila melanogaster,&#160;and then examining the microtubule networks in the neuromuscular junction and muscle cells, we&#160;accurately reveal the regulatory role of Katanin 60 in neurodevelopment. Therefore, combined with the powerful genetic tools of Drosophila&#160;melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.

تسليط الضوء على المؤلف: فهم شبكة الأنابيب الدقيقة في تقاطعات ذبابة الفاكهة العصبية العضلية 

Here, we present a detailed protocol to visualize the microtubule networks in neuromuscular junctions and muscle cells. Combined with the powerful genetic tools of Drosophila melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule-dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.