This work is funded by NIH RO1 NS 40433 (K.J.J.).

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التي تنفذها مدرسة جامعة إنديانا للطب المؤسسي رعاية الحيوان واستخدام اللجنة ومتابعة المعهد الوطني للصحة المبادئ التوجيهية. 1. تقنية جراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على تقنية العقيم أثناء هذا الإجراء باستخدام القفازات المعقمة، والصكوك، وحقل جراحي معقم وفقا للمبادئ التوجيهية NIH 25. تعقيم الأدوات قبل البدء في عملية جراحية قبل التعقيم لهم (انظر الجدول من الكواشف محددة / معدات لائحة كاملة). استخدام التعقيم الزجاج حبة لتعقيم الأدوات خلال العملية. </li></ol> 2. التخدير والتحضير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس في مربع التخدير مع خليط من 0.9 لتر / دقيقة الأكسجين و 2.5٪ الأيزوفلورين باستخدام نظام المرذاذ isoflurane البيطرية. تأكد من أن الماوس لا يستجيب للتغيرات في وضع الجسم قبل إزالته من مربع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مرهم للعين لمذكرة التفاهمعيون حد ذاتها لحمايتها من الجفاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التبديل تدفق الغاز من مربع إلى مخروط الأنف. ضع الماوس بشكل مباشر على جانبها الأيسر على وسادة ساخنة مغطاة سادة الجراحية ورقة ماصة مقاعد البدلاء مع أنفها والفم داخل مخروط. باستمرار مراقبة التنفس إيقاع الماوس، ومعدل وضبط مستويات الأيزوفلورين حسب الحاجة (مابين 2.5 - 3٪ الأيزوفلورين) للحفاظ على مستوى كاف من التخدير، واستخدام إصبع القدم قرصة رد الفعل لتأكيد الكلي التخدير. </li></ol> 3. المنهج الجراحي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> محاذاة والتركيز على المجسام مع الجراحي الميداني. ضبط مخروط الأنف والشريط عليه بحيث يتم وضعه على طول حافة المجال البصري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الماوس ملقاة على جانبها الأيسر، والشريط حافة الأذن اليمنى إلى مخروط الأنف، وتعريض منطقة خلف الأذن حيث سيتم إجراء شق. ضمان الوريد الأذني الخلفي يسافر أفقيا عبر الأذن. لاحظ أن الموضع الصحيح للرانه حيوان وتسجيل اللقطات من الأذن حاسمة من أجل العثور بسرعة على العصب الوجهي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الرطب الفراء على وخلف الأذن مع 70٪ من الإيثانول ويحلق موقع الجراحية باستخدام شفرة حلاقة أو مشرط شفرة. قبل ترطيب الفراء يجعل حلق أسهل في هذا الموقع التشريحي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف البشرة مع محلول اليود، مثل بتدين فرك الجراحية (7.5٪ بوفيدون اليود)، تليها 70٪ من الإيثانول. كرر هذه التنظيف مرتين أخريين لتطهير شاملة للمنطقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحديد مكان لجعل شق، وتتبع الوريد الأذني الخلفي من الأذن نحو caudally إلى المنطقة الخلفية للالناشزة الأذن. باستخدام مقص الربيع، وجعل شق 4 مم 2-3 ملم الخلفي إلى الناشزة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح من خلال الدهون تحت الجلد واللفافة باستخدام تشريح حادة. تجنب القطع المباشر مع مقص لأن الأوعية الدموية أو الأنسجة العضلية يمكن أن تتلف بسهولة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كان النزيف يحدث، والضغط لموقع الجراحية مع مسحة القطن المعقمةلا يقل عن 30 ثانية. إذا كان يحدث فقدان السوائل كبيرة، وضخ الماوس البريتونى مع ما يصل إلى 0.5 مل من معقم 0.9٪ محلول ملحي باستخدام 25 أو 27 G الإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام العديد من المعالم الرئيسية، العصب الشوكي التبعي، قناة الأذن، والأمامي عضلة ذات البطنين (موضح أدناه)، لتحديد موقع العصب الوجهي. تشريح حول هذه المعالم حتى يتم تصور فروع العصب الوجهي. ستظهر العصب كهيكل الأبيض الصلبة كبير عندما تبين وطبقة من اللفافة تلتزم إلى الهياكل الأساسية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البحث عن العصب الشوكي التبعي، الذي يسافر من الجزء الذيلية من الجمجمة إلى يعصب العضلة شبه المنحرفة، مرة واحدة وقد تم تشريح الدهون تحت الجلد واللفافة. العصب الوجهي هو عميق في العصب الشوكي الإكسسوارات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البحث عن قناة الأذن الغضروفية التي تبدو بيضاء لؤلؤية ويمكن أن ينظر إليه منقاري إلى العصب الوجهي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العثور على بطن عضلة عضلة ذات البطنين الأمامية التي تقع على رأس وجaudal إلى العصب الوجهي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يتم تصور الفروع الرئيسية من العصب الوجهي، وتتبع لهم ظهريا للعثور على أصلهم من الثقبة الإبرية الخشائية. باستخدام يميل غرامة دومون ملقط # 5/45 لعقد موقع الجراحية المفتوحة، تقدم النصائح الربيع مقص التالية مسار العصب، ثم نقل ملقط ظهريا للحفاظ على المنطقة المتقدمة حديثا مفتوحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصور جذع العصب الوجهي مع الوجني، الشدق، وفروع الفك السفلي هامشية في هذه المرحلة. ملاحظة: سيتم العثور فرع الزمني أقرب إلى الثقبة. فروع العصب الفك السفلي الهامشية إلى أجزائه العلوية والسفلية أقرب إلى الفك، وبالتالي هذه الفروع العصبية لن تكون مرئية على هذا المستوى. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا يؤدون transection العصب، وتثبيت العصب بلطف مع ملقط غيض غرامة وقطع العصب مع مقص الربيع. تجنب تطبيق الكثير من الجر في العصب مع ملقط لمنع avulsing العصب من الدماغ. إدفعجذوعها بعيدا عن بعضها البعض، أو قطع وإزالة جزء من العصب البعيدة للتأكد من أن يمكن أن يحدث أي إعادة الاتصال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كان أداء اصابة في سحق، استخدم دومون # 5/45 ملقط لضغط العصب لمدة 30 ثانية باستخدام الضغط المستمر لقطع جميع المحاور، ثم كرر هذا الزحام على زاوية الثانية عمودي على الموقع سحق الأول. تجنب استخدام كميات متفاوتة من الضغوط خلال سحق 30 ثانية، وإلا فإن الإصابة سوف تكون غير متناسقة بين الحيوانات. </li></ol></li></ol> 4. الإنتهاء والإنعاش <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعادة الدهون والعضلات على الهياكل الأساسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقريب حواف الجرح وإغلاق الجرح باستخدام 7.5 ملم الجرح كليب. الغرز أو الغراء هي أيضا مقبولة لإغلاق الجرح. ويمكن تقديم المسكنات بعد الجراحة في هذا الوقت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الشريط من الأذن الفأر. إيقاف تدفق الأيزوفلورين والسماح الماوس لتنفس الأكسجين النقي لمدة 30 ثانية إلى 1 دقيقة. ررالآس الماوس في قفص فارغ مع أي الفراش للتعافي من التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يتم استرداد الماوس، ودراسة سلوكها عن علامات مؤكدة من شلل في الوجه. ستصاب بالشلل شعيرات والزاوية مرة أخرى نحو الخد، سيتم انحرف الأنف، وسوف العين لا وميض ردا على نفخة من الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حيوانات المنزل معا بعد الجراحة إذا كانت الإناث. تجنب تأوي الفئران الذكور معا لأنها أكثر عدوانية وتميل إلى إزالة قسرا مقاطع الجرح cagemate الخاصة بهم، الأمر الذي يؤدي إلى العدوى. تقديم المسكنات بعد الجراحة في هذا الوقت، إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الفئران مرة واحدة يوميا لعدة أيام بعد العملية لضمان عدم وجود عدوى أو مضاعفات أخرى يحدث بعد العمل الجراحي. إزالة مقاطع الجرح 7 - 10 أيام بعد الجراحة إن لم تكن قد سقطت من تلقاء نفسها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق التشحيم مرهم العين إلى العين المصابة يوميا لمنع مضاعفات القرنية، سواء حتى لا ارادي طرفة العين هو إعادةمغطاة أو حتى القتل الرحيم. </li></ol>

<ol>
	<li>Kaufman, M., Bard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Anatomical Basis of Mouse Development. , (1999).</li><li>Ashwell, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+adult+mouse+facial+nerve+nucleus:+morphology+and+musculotopic+organization.">The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization.</a> Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).</li><li>Sunderland, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+classification+of+peripheral+nerve+injuries+producing+loss+of+function.">A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function.</a> Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).</li><li>Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+recovery+and+facial+motoneuron+survival+are+influenced+by+immunodeficiency+in+crush-axotomized+mice.">Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice.</a> Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).</li><li>Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+functional+recovery+in+presymptomatic+mSOD1G93A+mice+following+facial+nerve+crush+axotomy.">Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy.</a> Journal of Neurodegeneration &amp; Regeneration. 4, 21-25 (2013).</li><li>Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Somatotopic+representation+of+facial+muscles+within+the+facial+nucleus+of+the+mouse.+A+study+using+the+retrograde+horseradish+peroxidase+and+cell+degeneration+techniques.">Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques.</a> Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).</li><li>Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD4(+)+T+cell-mediated+facial+motoneuron+survival+after+injury:+Distribution+pattern+of+cell+death+and+rescue+throughout+the+extent+of+the+facial+motor+nucleus.">CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus.</a> Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).</li><li>Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Difference+in+projections+to+the+lateral+and+medial+facial+nucleus:+anatomically+separate+pathways+for+rhythmical+vibrissa+movement+in+rats.">Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats.</a> Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).</li><li>Streit, W., Kreutzberg, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Response+of+endogenous+glial+cells+to+motor+neuron+degeneration+induced+by+toxic+ricin.">Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin.</a> The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).</li><li>Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+recovery+after+facial+nerve+crush+is+delayed+in+severe+combined+immunodeficient+mice.">Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice.</a> Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).</li><li>Lal, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+facilitates+rat+facial+nerve+recovery+from+a+crush+injury.+Otolaryngology--Head+And+Neck+Surgery.">Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery.</a> Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).</li><li>Tomov, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Example+of+Neural+Plasticity+Evoked+by+Putative+Behavioral+Demand+and+Early+Use+of+Vibrissal+Hairs+after+Facial+Nerve+Transection.">An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection.</a> Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).</li><li>Skouras, E., Angelov, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+studies+on+post-transectional+facial+nerve+regrowth+and+functional+recovery+of+paralyzed+muscles+of+the+face+in+rats+and+mice.">Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice.</a> Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).</li><li>Xin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IL-10+within+the+CNS+is+necessary+for+CD4++T+cells+to+mediate+neuroprotection).">IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection).</a> Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).</li><li>Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+gene+expression+in+the+axotomized+facial+motor+nucleus+of+presymptomatic+SOD1+mice.">Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice.</a> The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).</li><li>Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+laser+microdissection+in+the+investigation+of+facial+motoneuron+and+neuropil+molecular+phenotypes+after+peripheral+axotomy.">Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy.</a> Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).</li><li>Franchi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+motor+representation+related+to+facial+nerve+damage+and+regeneration+in+adult+rats.">Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats.</a> Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).</li><li>Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+facial+nerve+lesions+induce+changes+in+the+firing+properties+of+primary+motor+cortex+layer+5+pyramidal+cells.">Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells.</a> Neuroscience. 223, 140-151 (2012).</li><li>Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hereditary+absence+of+complement+C5+in+adult+mice+influences+Wallerian+degeneration,+but+not+retrograde+responses,+following+injury+to+peripheral+nerve.">Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve.</a> Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).</li><li>Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+facial+nerve+injury+on+mouse+motoneurons+lacking+the+p75+low-affinity+neurotrophin+receptor.">Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor.</a> Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).</li><li>Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+in+sensitivity+to+rocuronium+among+orbicularis+oris+muscles+innervated+by+normal+or+damaged+facial+nerves+and+gastrocnemius+muscle+innervated+by+somatic+nerve+in+rats:+combined+morphological+and+functional+analyses.">Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses.</a> The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).</li><li>Jinno, S., Yamada, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+comparative+anatomy+in+the+axotomy+model+to+identify+distinct+roles+for+microglia+and+astrocytes+in+synaptic+stripping.">Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping.</a> Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).</li><li>Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+immune+system+in+the+maintenance+of+mouse+facial+motoneuron+viability+after+nerve+injury.">Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury.</a> Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).</li><li>Moran, L. B., Graeber, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+facial+nerve+axotomy+model.">The facial nerve axotomy model.</a> Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).</li><li>Council, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exacerbation+of+Facial+Motoneuron+Loss+after+facial+nerve+transection+in+severe+combined+immunodeficient+(scid)+mice.">Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice.</a> Neuroscience. 19, (1999).</li><li>Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SOD1(G93A)+transgenic+mouse+CD4(+)+T+cells+mediate+neuroprotection+after+facial+nerve+axotomy+when+removed+from+a+suppressive+peripheral+microenvironment.">SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment.</a> Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).</li><li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+and+assessment+of+the+perinatal+mouse+facial+nerve+axotomy+model+via+a+subauricular+incision+approach.">Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach.</a> Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).</li><li>Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combinatorial+treatments+enhance+recovery+following+facial+nerve+crush.">Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush.</a> The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).</li><li>Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+corticosteroids+on+functional+recovery+and+neuron+survival+after+facial+nerve+injury+in+mice.">Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice.</a> Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).</li><li>Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD4++T,+but+not+CD8++or+B,+lymphocytes+mediate+facial+motoneuron+survival+after+facial+nerve+transection.">CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection.</a> Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).</li><li>Haulcomb, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axotomy-induced+target+disconnection+promotes+an+additional+death+mechanism+involved+in+motoneuron+degeneration+in+ALS+transgenic+mice.">Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice.</a> The Journal of Comparative Neurology. , (2014).</li><li>Bauder, A. R., Ferguson, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproducible+mouse+sciatic+nerve+crush+and+subsequent+assessment+of+regeneration+by+whole+mount+muscle+analysis.">Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).</li><li>Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spared+nerve+injury+(SNI)+model+of+induced+mechanical+allodynia+in+mice.">The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

The critical step for this protocol is positioning the mouse properly before surgery is begun. If the mouse is not lying flat on its side, the ear is not taped at the correct angle, or the incision is made in an incorrect location, then finding the facial nerve becomes much more difficult. When this technique is mastered, surgeries will take only minutes per mouse. 
Either sutures, glue, or wound clips can be used to close the wound. Wound clips are preferred because of the small size of incis...

العديد من النماذج إصابة الأعصاب الطرفية موجودة، ولكن واحدة أن تبرز لدراسة العصبونات الحركية هو الوجه نموذج axotomy العصبية. العصب الوجهي، والمعروف أيضا باسم العصب القحفي السابع، ينشأ في بونس ويعصب عضلات تعبيرات الوجه 1،2. في هذا البروتوكول الجراحي، يتعرض العصب الوجهي في خروجها من الثقبة الإبرية الخشائية وإما خفض أو سحقهم. شدة إصابة العصب يمكن تصنيفها في أعقاب التصنيفات سندرلاند 3، والذي يميز الإصابة على أساس intactness من محاور عصبية، endoneurium، perineurium، وغلاف، والتي هي طبقات النسيج الضام الذي التفاف بالتتابع حول حزم محور عصبي. في إصابة سحق (انهتاك المحوار)، وقطعت محاور عصبية، ولكن يتم الاحتفاظ perineurium وغلاف. الانتعاش وظيفية كاملة من الوجه سحق العصب يحدث في حوالي 11 يوما لأن غمد العصب سليما يخدم كقناة ضمن المحاور التي تنمو 4،5. علىومن ناحية أخرى، إلى إصابة قطع (تهتك العصب)، وقطعت محاور وجميع 3 طبقات النسيج الضام، والعصب القاصي بأكمله يجب أن تنمو لاستعادة الجهاز العضلي تعصيب. وغالبا ما تتم إعادة الاتصال الجراحي للغلاف في المرضى من البشر يعانون من إصابات transection العصب، ولكن النتائج الانتعاش ونادرا ما تكون مثالية. مطلوب مزيد من الدراسة أن نفهم لماذا فشل العصب لتنمو إلى هدفه ويمكن استخدام ما العلاجات لتحسين وتسريع عملية التجدد. هناك العديد من المزايا لدراسة إصابة العصب باستخدام الوجه نموذج axotomy العصبية. أولا، إجراء axotomy العصب الوجهي هو سريعة وسهلة، وتكرار للغاية. والشلل الناتج من عضلات الوجه لا يؤثر الوظائف الحيوية وجيد التحمل من قبل الحيوان. لأن هذا هو نموذج إصابة العصب القحفي، ودراسة أجسام الخلايا العصبون الحركي هو تبسيط لأن العصبونات الحركية يقيمون في السكان متجانسة نسبيا في عشرالبريد نواة المحرك الوجه في بونس. لا تختلف السكان استنادا إلى نمط النووية الدقيقة داخل النواة الحركية الوجه، كما أن هناك سبع subnuclei كل محددة لالتعصيب مجموعة معينة من العضلات، لذلك الخلافات النووية الدقيقة ردا على axotomy قد تؤثر النتائج 2،6،7. وهناك فائدة كبرى من الوجه نموذج إصابة العصب هو أن الجانب unaxotomized يمكن أن تكون بمثابة الرقابة الداخلية يقترن لأن تعصيب العصبية هو متناظرة للغاية وليس هناك أي الحديث المتبادل بين نواة المحرك الوجه 8. ميزة أخرى لاستخدام هذا الأسلوب الجراحي هو عدم وجود صدمة مباشرة إلى الجهاز العصبي المركزي أو تعطيل حاجز الدم في الدماغ 9. مضاعفات مثل النزيف والعدوى نادرة مع هذا الإجراء. مجموعة متنوعة من التحليلات يمكن القيام بها لتقييم الاستجابة الفسيولوجية للإصابة العصب. استعادة منعكس طرفة عين والنشاط الطولي يمكن أن تستخدم السلوكيةمقياس وظيفي الانتعاش 10،11. تسجيل الفيديو من النشاط vibrissae هو حاليا أقوى وسيلة للكشف عن انتعاش العصب الوجهي تعصيب 12،13. بعد القتل الرحيم، التحليل النسيجي من الدماغ يمكن أن يؤديها على أجسام الخلايا العصبون الحركي داخل النواة الحركية الوجه. تنقسم نواة المحرك الوجه إلى سبعة subnuclei، كل محددة لبعض عضلات الوجه، مما يسمح للفحص التفاضلي للردود على إصابة 2،6. العصبونات الحركية الوجه يمكن عدها لتحديد بقاء الخلية، أو يمكن أن تستخدم المناعية لتحديد المؤشرات الحيوية والسكان خلية معينة 14. نواة المحرك الوجه يمكن microdissected بدقة باستخدام القبض على الليزر لتحليل الجزيئي للاستجابة الخلوية لإصابة العصب 15،16. ويمكن تحليل آثار axotomy العصب الوجهي في القشرة الحركية 17،18. أيضا، العصب يمكن تشريح لدراسة ولري انحطاط 19 أومحور عصبي تجديد 20، والعضلات يمكن إزالتها لدراسة التقاطعات العصبية والعضلية 21. ويمكن أيضا أن axotomy العصب الوجهي أن تستخدم لدراسة الخلايا المركزية والطرفية المرفقة الدبقية 22، استهداف الجهاز العضلي 21، والجهاز المناعي استجابة 23. على الرغم من أن الكثير قد تم إنجازه في دراسة نموذج axotomy العصب الوجهي 24، مطلوب مزيد من الدراسة من إصابة الأعصاب الطرفية بسبب تلف الأعصاب هي مشكلة كبيرة للمرضى وتفشل العلاجات الحالية لإنتاج أفضل النتائج. هذا النموذج هو أداة قوية لفحص الاستجابة الفسيولوجية للإصابة الأعصاب وتحليل فعالية من العلاجات تجديد الأعصاب.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="980">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:167px;">Company</td>
			<td style="width:176px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:256px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Stereo Microscope</td>
			<td style="width:167px;">Leica</td>
			<td style="width:176px;">M60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Labeling tape</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:176px;">15-952</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:381px;">Vannas-T&#252;bingen Spring Scissors - Straight/Sharp/8.5cm/5mm cutting edge</td>
			<td style="width:167px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:176px;">15003-08</td>
			<td>Sterilize before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:381px;">Dumont #5/45 Forceps - Standard tips/Angled 45&#176;/Dumoxel/11cm</td>
			<td style="width:167px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:176px;">11251-35</td>
			<td>Sterilize before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Michel Suture Clips - 7.5mm x 1.75 mm</td>
			<td style="width:167px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:176px;">12040-01</td>
			<td>Described as &#34;wound clip&#34; in protocol, sterilize before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Hagenbarth Cross Action Wound Clip Applier 5&#34;</td>
			<td style="width:167px;">George Tiemann &#38; Co</td>
			<td style="width:176px;">160-910</td>
			<td>Used to apply wound clip, sterilize before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:381px;">Michel Suture Clip Applicator &#38; Remover - For 7.5 mm Clips</td>
			<td style="width:167px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:176px;">12029-12</td>
			<td>Used to remove wound clip</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">0.9% Sodium Chloride Injection, USP</td>
			<td style="width:167px;">Hospira</td>
			<td style="width:176px;">0409-4888-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Betadine, 16 oz, with dispenser</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:176px;">19-027132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">70% Ethanol</td>
			<td style="width:167px;"></td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Glass Bead Sterilizer</td>
			<td style="width:167px;"></td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

facial nerve axotomy in mice: a model to study motoneuron response to injury

والهدف من هذا البروتوكول الجراحي هو لفضح العصب الوجهي، والتي يعصب عضلات الوجه، في خروجها من الثقبة الإبرية الخشائية وإما قطع أو التضييق عليه للحث على إصابة الأعصاب الطرفية. مزايا هذه الجراحة هي بساطته، استنساخ عالية، وعدم وجود تأثير على الوظائف الحيوية أو التنقل من شلل في الوجه لاحقة، مما أدى إلى نتائج جراحية خفيفة نسبيا بالمقارنة مع غيرها من نماذج إصابة العصب. والميزة الرئيسية لاستخدام نموذج إصابة العصب القحفي هي أن العصبونات الحركية يقيمون في السكان متجانسة نسبيا في نواة المحرك الوجه في بونس، وتبسيط دراسة أجسام الخلايا العصبون الحركي. بسبب طبيعة متناظرة من الوجه تعصيب العصبية وعدم الحديث المتبادل بين نواة المحرك الوجه، وهذه العملية لا يمكن أن يؤديها من جانب واحد مع الجانب unaxotomized أصبحت بمثابة الرقابة الداخلية المقترنة. مجموعة متنوعة من التحليلات يمكن أن يؤديها بعد العمل الجراحي لتقويمليالي الاستجابة الفسيولوجية وتفاصيل منها خارج نطاق هذا المقال. على سبيل المثال، يمكن استعادة وظيفة العضلات بمثابة علامة السلوكية للعودة التعصيب، أو العصبونات الحركية يمكن كميا لقياس بقاء الخلية. بالإضافة إلى ذلك، العصبونات الحركية يمكن التقاط بدقة باستخدام تسليخ مجهري ليزر لتحليل الجزيئي. لأن axotomy العصب الوجهي هو الغازية الحد الأدنى وجيد التحمل، ويمكن استخدامها على مجموعة واسعة من الفئران المعدلة وراثيا. أيضا، وهذا النموذج الجراحة يمكن استخدامها لتحليل فعالية من العلاجات الطرفية إصابة العصب. تقدم إصابة العصب الوجهي وسيلة للتحقيق في العصبونات الحركية فحسب، ولكن أيضا ردود المكروية المركزية والطرفية الدبقية، والجهاز المناعي، والجهاز العضلي الهدف. نموذج إصابة العصب الوجهي هو الأعصاب الطرفية نموذج إصابة مقبولة على نطاق واسع التي هي بمثابة أداة قوية لدراسة إصابة العصب والتجدد.

بعد إجراء axotomy العصب الوجهي، وفقدان العصبون الحركي يحدث نتيجة للإصابة. البقاء على قيد الحياة بعد إصابة العصبون الحركي يعتمد على العديد من المتغيرات، مثل الجنس والعمر الحيوان في وقت الجراحة، وtimepoint التي تتم التهم العصبون الحركي، وموران ومراجعة Graeber 24 و Jinno ومراج...

Watch this Scientific Journal Video about Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury at JoVE.com

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

الوجه Axotomy العصب في الفئران: نموذج لدراسة الاستجابة العصبون الحركي للإصابة

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

facial-nerve-axotomy-mice-model-to-study-motoneuron-response-to

Research

JoVE Journal

Medicine

12.7K Views.  Indiana University School of Medicine. We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques. 

Video: Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

التهوية الضغط الشواهد للحث على إصابة الرئة الحادة في الفئران

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared nerve injury (SNI) model induces symptoms of neuropathic pain such as mechanical allodynia i.e. pain due to tactile stimuli that do not normally provoke a painful response [1]. 
The SNI mouse model involves ligation of two of the three branches of the sciatic nerve (the tibial nerve and the common peroneal nerve), while the sural nerve is left intact [2]. The lesion results in marked hypersensitivity in the lateral area of the paw, which is innervated by the spared sural nerve. The non-operated side of the mouse can be used as a control. The advantages of the SNI model are the robustness of the response and that it doesn&#x2019;t require expert microsurgical skills.
The threshold for mechanical pain response is determined by testing with von Frey filaments of increasing bending force, which are repetitively pressed against the lateral area of the paw [3], [4]. A positive pain reaction is defined as sudden paw withdrawal, flinching and/or paw licking induced by the filament. A positive response in three out of five repetitive stimuli is defined as the pain threshold. 
As demonstrated in the video protocol, C57BL/6 mice experience profound allodynia as early as the day following surgery and maintain this for several weeks.

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

The Spared Nerve Injury animal model is described here as a mouse model of peripheral neuropathic pain following partial denervation of the sciatic nerve by lesioning the tibial and common peroneal nerve branches, leaving the remaining sural nerve intact. Behavioral modification resulting from mechanical allodynia is quantified by von Frey filaments.

وإصابة العصب تنج (SNI) موديل Allodynia الميكانيكية المستحثة في الفئران

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

A نموذج من الفئران اصابات الحبل الشوكي عنق الرحم لدراسة مرحلة ما بعد التقرحي الجهاز التنفسي المرونة العصبية

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve (IoN-CCI) to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Animal models are important tools to study the pathophysiology and pharmacology of neuropathic pain. This manuscript describes the surgical and behavioral procedures to study trigeminal neuropathic pain in rats. To meet the specificity of trigeminal neuropathic pain syndromes, the infraorbital nerve (IoN) is subjected to a chronic constriction injury (CCI) by loosely ligating the nerve. An intra-orbital approach is presented here to expose and ligate the IoN in the orbital cavity. After IoN ligation, rats exhibit changes in spontaneous behavior and in response to von Frey hair stimulation that are indicative of persistent pain and mechanical allodynia. Two phases can be defined in the development of the behavioral changes. During the first week following IoN-CCI (phase 1), rats show an increased and asymmetric face grooming activity, i.e., with face wash strokes primarily directed to the nerve-injured IoN territory. A distinction is made between face grooming behavior that is part of a more general body grooming behavior, which remains largely unaffected by IoN-CCI, and face grooming that is neither preceded nor followed by body grooming, which is significantly increased after IoN-CCI. During this period, responsiveness to mechanical stimulation of the IoN territory is reduced. This hyporesponsiveness is abruptly replaced by an extreme hyperresponsiveness whereby even very weak stimulus intensities provoke nocifensive behavior (phase 2). The phenomenological similarities between these behavioral alterations and reported signs of facial pain (i.e., responses to noxious stimulation of the face) suggest the presence of dysesthesia/paresthesia and mechanical allodynia in the ligated IoN territory.

Chronic Constriction Injury of the Rat&#039;s Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain

This manuscript describes a rodent model to study trigeminal neuropathic pain. The methods described include surgical procedures to perform a chronic constriction injury of the rat&#8217;s infraorbital nerve and the post-surgical behavioral tests to measure the changes in spontaneous and evoked behavior that are indicative of persistent pain and allodynia.

الإصابات المزمنة انقباض في الجرذان وتحت الحجاج الأعصاب (ايون CCI) لدراسة ألم العصب مثلث التوائم الأعصاب الألم

Animal models are important tools to study the pathophysiology and pharmacology of neuropathic pain. This manuscript describes the surgical and behavioral ...

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of knowledge on the injury and its effects. To develop a better understanding of concussions, animals are often used because they provide a controlled, rigorous, and efficient model. Studies have adapted traditional animal models to perform mTBI to stimulate mild injury severity by changing the injury parameters. These models have been used because they can produce morphologically similar brain injuries to the clinical condition and provide a spectrum of injury severities. However, they are limited in their ability to present the identical features of injuries in patients. Using a traditional impact system, a repetitive concussive injury (rCHI) model can induce mild to moderate human-like concussion. The injury degree can be determined by measuring the period of loss of consciousness (LOC) with a sign of a transient termination of breathing. The rCHI model is beneficial to use for its accuracy and simplicity in determining mTBI effects and potential treatments.

Concussion presents the most common type of traumatic brain injury. Therefore, a repetitive concussive animal model, which replicates the important features of an injury in patients, may provide a means to study concussion in a rigorous, controlled, and efficient manner.

والمتكرر الارتجاج إصابات الرأس النموذجي في الفئران

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The "Wire-Injury" Model

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. Moreover, by rupture of the defective vascular wall, atherosclerosis induces occlusive thrombus formation, which represents the main cause of myocardial infarction or stroke and the most frequent cause of death. Despite the advances in the cardiovascular field, many questions remain unanswered, and additional basic research is essential to improve our understanding of the molecular mechanisms during atherosclerosis and its effects. Due to limited clinical studies, there is a need for representative animal models recreating atherosclerotic conditions such as neointima formation after stent implantation, balloon angioplasty, or endarterectomy. Since the mouse presents many advantages and is the most frequently used model for studying molecular processes, the current study proposes an invasive procedure of endothelial denudation, also known as the wire-injury model, which is representative of the human condition of neointima formation in arteries after revascularization procedures.

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The &quot;Wire-Injury&quot; Model

This study describes an invasive procedure for the induction of accelerated atherosclerosis in mice. In comparison to other methods using electric- or cryo-induced injury, mechanical-induced injury mimics the human condition of restenosis after revascularization therapies and is ideal for the study of the molecular mechanisms involved.

تحريض تصلب الشرايين المتسارع في الفئران: نموذج "الأسلاك- إصابة"

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

A النزوح القائم على النزوح النخاع الشوكي نموذج إصابة في الفئران

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

متساوي القياس كونتراكتيليتي القياس الشريان المساريقي العلوي الماوس باستخدام أسلاك ميوجرافي

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

جيل كسور الفخذ مغلقة في الفئران: نموذج لدراسة شفاء العظام

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence suggests that thrombolytic therapy or primary percutaneous coronary intervention (PPCI) does not prevent reperfusion injury. There is still no ideal animal model for MIRI. This study aims to improve the MIRI model in rats to make surgery easier and more feasible. A unique method for establishing MIRI is developed by using a soft tube during a key step of the ischemic period. To explore this method, thirty rats were randomly divided into three groups: sham group (n = 10); experimental model group (n = 10); and existing model group (n = 10). Findings of triphenyltetrazolium chloride staining, electrocardiography, and percent survival are compared to determine the accuracies and survival rates of the operations. Based on the study results, it has been concluded that the improved surgery method is associated with a higher survival rate, elevated ST-T segment, and larger infarct size, which is expected to mimic the pathology of MIRI better.

Myocardial ischemia-reperfusion model of rat heart is improved by using a self-made retractor, polyvinyl chloride tube, and a unique knotting method. Electrocardiogram, triphenyltetrazolium chloride and histological staining, and percent survival analysis results showed that the improved model group has higher success and survival rates than the already existing model group.

تحسين نموذج القوارض من نقص تروية عضلة القلب وإصابة التروية

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence ...