ونحن مدينون لEleut هرنانديز لتربية الحيوانات، غابي Gaidosh للخبرة المجهر، وKhue تران وZhenyang تشاو لتحرير الفيديو. هذه الدراسة تم تمويلها من قبل المعهد الوطني للعيون تمنح R01-EY022129 لفريق الاتصال المشترك والمنح P30 EY022589 لجامعة كاليفورنيا سان دييغو وEY014801 إلى UM. جمعية القلب الأمريكية، ومؤسسة جيمس واستير الملك، وصندوق برنامج التبادل طالب الدكتوراه من كلية الدراسات العليا في جامعة فودان (رقم 2010033)، ومنحة غير المقيد من البحوث للوقاية من العمى، وشركة

وقد وافق جميع الإجراءات الحيوانية من جامعة كاليفورنيا في سان دييغو وجامعة ميامي رعاية الحيوان المؤسسية واللجان الاستخدام (IACUC) وتنفيذ وفقا لبيان ARVO لاستخدام الحيوانات في العيون والبحوث المرئي. جميع الكواشف والأدوات المستخدمة في العمليات الجراحية ومعقمة. 1. تخدير وإعداد الجرذ لجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل الإجراء، يتم تخدير الفئران مع حقنة داخل الصفاق من الكيتامين (60 ملغ / كلغ) وزيلازين (8 ملغ / كلغ) وفقا لوزن الجسم. وينبغي تحديد عمق كاف من التخدير بواسطة استجابة سلبية لقرصة أخمص قدميه التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة تخدير، وسحب اللسان إلى الأمام لمنع الاختناق وتطبيق مرهم التشحيم لكلتا العينين لمنع جفاف قرنية العين أثناء الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق المواقع الجراحية باستخدام المقص الشعر ومسح المنطقة ثلاث مرات مع 10٪-providone اليود محلول منظف و 70٪ من الإيثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ثنى رانه حيوان داخل حقل العقيمة. يتم استخدام قفازات معقمة والأدوات الجراحية أثناء الجراحة البقاء على قيد الحياة. إعادة تعقيم نصائح من الأدوات باستخدام حبة تعقيم الساخن بين الحيوانات. </li></ol> 2. نهج الجراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PION التعريفي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفخذ قسطرة الوريد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد وتنظيف الموقع الجراحي. حلق الفخذ الداخلية اليمنى باستخدام المقص الشعر ومسح المنطقة كل ثلاث مرات مع 10٪-providone اليود محلول منظف و 70٪ من الإيثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الأنبوب. قطع طول 40CM من أنابيب البولي ايثيلين (PE 10) تعقيمها في 70٪ من الإيثانول. تدفق أنابيب بمحلول ملحي وتوصيله إلى حقنة 1 مل تحتوي على حل قياسها مسبقا من 2٪ إريثروزين B صبغ (1 ميكرولتر / ملغ، مما أسفر عن جرعة من 20 ملغ / كغ من وزن الجسم). جبل الحقنة في القدم التبديل التحكم مضخة التسريب تعيين إلى معدل 600 ميكرولتر / دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام شفرة رقم 15، وجعل شق أفقي صغير فيقاعدة الفخذ الأيمن. قص ونشر الغشاء داخل وتنظيف المنطقة مع قطعة قطن معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل العضلات مع ملقط حتى فرع من الوريد الفخذي مرئيا. A غمد يحيط الشريان، الوريد والعصب. قرصة وسحب هذا غمد التصاعدي مع ملقط (ملقط غرامة غيض دومون)، وقطع شق صغير (2-4 ملم عادة كافية) بالقرب من قاعدة إسفين الثلاثي على شكل مع مقص الربيع Vannas. توسيع خفض حسب الضرورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل الوريد والشريان مع الجراحية الصغرى حادة ربط مواز لاتجاه الوريد. يجب الحرص على عدم تلف الغشاء والوريد فروع الحساسة. ثم، ورفع بلطف الوريد وفصلها عن النسيج الضام الكامنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على النايلون خياطة needleless ووضعه بجانب الوريد الفخذي. باستخدام ربط العمليات الجراحية الصغرى ورفع الوريد وتمرير ملقط غرامة طرف تحت المنطقة البعيدة. انتزاع واحدة من نهاية الخيط وتسحبه تحتالوريد. Ligate الوريد البعيدة بإحكام. تمرير الخيط الثاني بطريقة مماثلة تحت الوريد القريب وجعل عقدة فضفاضة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل قطع صغير في الوريد بالقرب من ربط القاصي مع مقص الربيع Vannas. توسيع ثقب الضروري كما هو الحال مع ملقط غرامة طرف. بعض الدم قد تسرب من خلال خفض الانتاج. تنظيف المنطقة الجراحية مع الباردة، BSS معقمة وقطعة قطن معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد في جدار الوريد على حافة القطع، يقثطر السفينة مع استعداد أنابيب-مسح المالحة باستخدام حامل الإبرة. تشديد عقدة الداني حول الوريد والأنابيب. ثم، مرساة الأنابيب من خلال ربطه للخياطة البعيدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من نوعية القسطرة عن طريق الضغط على القدم التبديل لحقن المياه المالحة، &lt;1 مل كافية. تأكد من الأنبوب هو دون عائق وليس له أي تسرب. مؤقتا إغلاق شق مع خيوط لحماية القسطرة والأنسجة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعرض العصب البصري <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Preparالبريد موقع الجراحية عن طريق محو المنطقة قبل حلق فوق العين اليسرى كل ثلاث مرات مع 10٪-providone اليود محلول منظف و 70٪ من الإيثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق على طول الجلد 2-3 ملم وراء العين بشفرة رقم 15. قرصة ورفع النسيج الضام مع ملقط مسنن، وجعل شق صغير مع مقص الربيع Vannas. هذا شق صغير هو عادة حوالي 5 ملم في الطول، ولكن يمكن أن يكون وقتا أطول لتوفير قدر أكبر من التعرض للجراح في التدريب. يواصل تشريح بصراحة من خلال النسيج الضام على طول الحافة العليا للعظم المداري، مع الحرص على تجنب تعطيل الأوعية الدموية. تنظيف المنطقة الجراحية مع مسحات القطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح أسفل من خلال الملتحمة حتى العضلة المستقيمة متفوقة مرئيا. قرصة وتشريح من خلال العضلات. سيتحرر العضلات من أعماق الفضاء. الآن، الأنسجة المحيطة بها يمكن استخدامها للمساعدة في التراجع والارتفاع من العين لسهولة التصور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعادةالمسالك رفرف من الجلد والنسيج الضام أفقيا وهبوطا، وعقد في مكان مع خياطة ومرقئ. وهذا تدوير العين إلى الأمام وإلى الخارج من أجل الكشف عن غمد التي تحتوي على الدهون التي تحيط العصب البصري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج بعناية زوج من الملقط حادة وتوسيع بالتوازي مع العصب البصري لفصل الأنسجة الضامة المحيطة غمد. لا تلمس العصب البصري مع نصائح حادة من الملقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي أن يكون طولها 5 ملم من العصب البصري وغمد المحيطة الآن مرئية. وهناك شبكة من microvessels على سطح غمد يطوق العصب البصري. وسوف تستهدف هذه خلال أشعة الليزر. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحقن في الوريد من إريثروزين B وأشعة الليزر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ارتداء النظارات الملونة البرتقالي السلامة في جميع الأوقات أثناء تشغيل جهاز أشعة الليزر لحماية نفسك من ضوء الليزر الأخضر. بدوره على الليزر، وفتح مصراع وضبط الذروة ومتوسط ​​بويالتمرير من الليزر عند الضرورة. إغلاق مصراع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الفئران في جهاز أشعة الليزر. لضمان وضع شعاع السليم، وينتج ضعف شعاع تهدف من خلال تصفية مكانيا الليزر من خلال ثقب قطره 100 ميكرون حفر في شفرة مصراع مغلقة. إعادة فضح العصب البصري مع زوج من ملقط غيض غرامة، ووضع شعاع تهدف إلى العصب البصري داخل الحجاج بين 3 ملم و 4 ملم وراء رأس العصب البصري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن محلول 2٪ إريثروزين B عن طريق تفعيل مضخة التسريب. قد تعمم لبضع ثوان في حين يضيف الجراح قطرة صغيرة من BSS لترطيب سطح العصب البصري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحقق من موقف شعاع تهدف ثم انقر فوق سفح التبديل لبدء التشعيع. عامل تصفية السلامة برتقالية اللون، والذي يضاف إلى مسار بصري المجهر، سيتم على الفور مما أثار يليه افتتاح مصراع بعد تأخير 1 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أشرق العصب البصري لمدة 90 ثانية مع قوة ذروة 135mW ومتوسط ​​القوة من 18mW التي تنتجها المروحية شعاع الدورية في 250 هرتز مع دورة عمل بنسبة 15٪ (وهذا يقلل من التأثيرات الحرارية). مضان الأصفر، كما تصور برتقالية زاهية من خلال تصفية سلامة، سوف تنبعث من سطح متفوقة على العصب البصري ويكفي للتأكد من أن شعاع يضيء العصبية بشكل متناظر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التشعيع، فإن مرشح السلامة برتقالية اللون تفتح تلقائيا. Microhemorrhage يمكن ملاحظتها في بعض الحالات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخفيف الجر على عضلات العين اضافية وعودة العين إلى موقف محايد. إغلاق شق مع خيوط متقطعة. ثم سحب القسطرة وربطة عنق من الوريد الفخذي بإحكام لمنع التسرب؛ إغلاق مع خيوط متقطعة. تطبيق مرهم مضاد حيوي لكلا الشقوق. تحقق من قاع للتحقق من سلامة الأوعية الدموية في الوريد الشبكي المركزي والشرايين. </li></ol></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وصفها الوراءفي خلايا الشبكية (RGCs) ملاحظة: من أجل تقييم بقاء RGC، وضع العلامات الوراء مع fluorogold (FG) يجب أن تكتمل قبل أسبوع واحد PION. ووصف طريقة بالتفصيل في إن الرب بروتوكول 819 13. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في سطور: تخدير الحيوان مع الكيتامين (60 ملغ / كلغ) وزيلازين (8 ملغ / كلغ) ويحلق رأسه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فرك جراحيا موقع شق وجعل شق خط الوسط عبر رئيس لفضح الجمجمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر ثقوب الثنائية من خلال الجمجمة (2X2 ø مم) 0.5 ملم من كل من الغرز السهمي والعرضي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح بعناية المحتوى الدماغي التي تقع على السطح الظهري للأكيمة متفوقة (SC) باستخدام مضخة فراغ. ثم، ضع قطعة صغيرة من جلفوم غارقة مع 4٪ FG على سطح SC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق شق مع الغرز ورعاية الحيوان باستخدام الرعاية بعد العملية الجراحية القياسية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الرعاية والقتل الرحيم بعد العمليات الجراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الجراحة، ووضع الحيوان في قفص نظيفة منفصل على رأس إعادة تدوير تسخين المياه وسادة حتى يتم استرداد الحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المسكنات ما بعد العمليات الجراحية (البوبرينورفين حمض الهيدروكلوريك، 0.01 ملغ / كلغ) وينبغي أن تدار مرتين يوميا لمدة ثلاثة أيام متتالية للحد من عدم الراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب أن تبقى الفئران على حدة، ولاحظ حتى تكون قادرة على الحفاظ على الاستلقاء القصية ويستعيد وعيه كافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويتم رصد علامات على الانتعاش والصحة الجيدة يوميا لمدة 5 أيام على الأقل بعد الجراحة، أو حتى إزالة خياطة والشفاء الكافي للموقع الجراحية، أيهما يحدث أبعد تقدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الموت ببطء الحيوانات عن طريق نضح مع 4٪ PFA في نقاط زمنية مناسبة علميا بعد الجراحة وفقا للمصلحة التحقيق. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Wang, Y., Brown, D. P., Duan, Y., Kong, W., Watson, B. D., Goldberg, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+rodent+model+of+posterior+ischemic+optic+neuropathy..">A novel rodent model of posterior ischemic optic neuropathy..</a> JAMA Ophthalmology. 131, 194-204 (2013).</li><li>Rucker, J. C., Biousse, V., Newman, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemic+optic+neuropathies.">Ischemic optic neuropathies.</a> Curr Opin Neurol. 17, 27-35 (2004).</li><li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Posterior+ischaemic+optic+neuropathy:+clinical+features,+pathogenesis,+and+management..">Posterior ischaemic optic neuropathy: clinical features, pathogenesis, and management..</a> Eye (Lond). 18, 1188-1206 (2004).</li><li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inter-Individual+Variation+in+Blood-Supply+of+the+Optic-Nerve+Head..">Inter-Individual Variation in Blood-Supply of the Optic-Nerve Head..</a> Doc Ophthalmol. 59, 217-246 (1985).</li><li>Jacobson, D. M., Vierkant, R. A., Belongia, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy+-+A+case-control+study+of+potential+risk+factors..">Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy - A case-control study of potential risk factors..</a> Arch Ophthalmol-Chic. 115, 1403-1407 (1997).</li><li>Kosmorsky, G., Straga, J., Knight, C., Dagirmanjian, A., Davis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+transcranial+Doppler+in+nonarteritic+ischemic+optic+neuropathy..">The role of transcranial Doppler in nonarteritic ischemic optic neuropathy..</a> Am J Ophthalmol. 126, 288-290 (1998).</li><li>Hayreh, S. S., Zimmerman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-arteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy:+role+of+systemic+corticosteroid+therapy..">Non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy: role of systemic corticosteroid therapy..</a> Graefe's archive for clinical and experimental ophthalmology. 246, 1029-1046 (2008).</li><li>Prado, R., Dietrich, W. D., Watson, B. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+Induced+Graded+Spinal-Cord+Infarction+-+Behavioral,+Electrophysiological,+and+Morphological+Correlates..">Photochemically Induced Graded Spinal-Cord Infarction - Behavioral, Electrophysiological, and Morphological Correlates..</a> J Neurosurg. 67, 745-753 (1987).</li><li>Dietrich, W. D., Busto, R., Watson, B. D., Scheinberg, P., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+cerebral+infarction.+II.+Edema+and+blood-brain+barrier+disruption..">Photochemically induced cerebral infarction. II. Edema and blood-brain barrier disruption..</a> Acta Neuropathologica. 72, 326-334 (1987).</li><li>Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+reproducible+brain+infarction+by+photochemically+initiated+thrombosis..">Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis..</a> Annals of Neurology. 17, 497-504 (1985).</li><li>Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+photochemically+induced+brain+ischemia+and+stroke..">Animal models of photochemically induced brain ischemia and stroke..</a> Cerebrovascular Disease - Pathophysiology, Diagnosis and Treatment. , 52-73 (1998).</li><li>Watson, B. D., Prado, R., Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+spinal+cord+injury+in+the+rat..">Photochemically induced spinal cord injury in the rat..</a> Brain Research. 367, 296-300 (1986).</li><li>Chiu, K., Lau, W. M., Yeung, S. C., Chang, R. C., So, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+labeling+of+retinal+ganglion+cells+by+application+of+fluoro-gold+on+the+surface+of+superior+colliculus..">Retrograde labeling of retinal ganglion cells by application of fluoro-gold on the surface of superior colliculus..</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Here we describe in detail a method for inducing PION in a rat model. The most critical part of the protocol is the exposure and irradiation of the optic nerve &#8211; to expose the nerve as long as possible while avoiding damage caused by the sharp fine tip forceps or from stretching. In rats, the ophthalmic artery enters the optic nerve &#8804;1 mm from the optic nerve head. Therefore, irradiation of the optic nerve 3-4 mm away from the optic nerve head should only result in ischemia of the capillaries feeding the nerv...

في المرضى الذين يعانون أكثر من 50 عاما، الاعتلال العصبي البصري الإقفاري (ION) هو النوع الأكثر انتشارا من الاعتلال العصبي الحاد البصرية 2. الشرط يمكن أن تشكل واحدة من نوعين وفقا لمصدر معين العرض المتضررين الدم والأعراض السريرية: الأمامي (AION) أو الخلفي (PION) 3. في حين تم دراستها المرضية وبالطبع من AION على نطاق واسع 4-7، PION وقد ظلت غير مفهومة بسبب الانتشار المنخفض، وعرض متغير، معاييره التشخيصية غير محددة وعدم وجود نموذج حيواني. وعلاوة على ذلك، وقد ثبت أي علاجات لمنع بشكل فعال أو عكس فقدان البصر من AION أو PION. ولذلك، فإن نموذج حيواني استنساخه وموثوق بها من PION هي ذات قيمة كبيرة لدراسة عملية المرض في الجسم الحي واختبار نظم علاجية جديدة لالعصبية ومحور عصبي تجديد. الناجم الضوئية الإصابة الدماغية إلى الأوعية الدموية الدقيقة مما يؤدي إلى vasogشبكة naric ذمة وتخثر يخلق فعال الأنسجة الإقليمية نقص التروية 12/08. بعد الحقن في الدورة الدموية في الأوعية الدموية، وحساس صبغ إريثروزين B ينتج رد الفعل الأكسجين الجزيئي القميص على تنشيط بواسطة أشعة ليزر الأوعية الهدف. الأكسجين القميص peroxidizes مباشرة على بطانة الأوعية الدموية، وتنشيط الصفائح الدموية التقيد / التجميع ويؤدي إلى انسداد تشكيل خثرة. وينتشر الضرر الدماغية إلى المناطق المجاورة وتفاقمت بسبب ضغط الاوعية الدموية الدقيقة بسبب وذمة وعائية المنشأ. الهدف العام من هذا البروتوكول هو للحث الضوئية نقص التروية في العصب خلف المقلة البصرية لتعكس الأضرار الناجمة عن PION. على حد علمنا، هذا هو النموذج الأول من الإصابة الدماغية في الخلفية العصب البصري 1. كما ينتج هذا النموذج نقص التروية مع تجنب الصدمات الجسدية، والعمليات الفيزيولوجية للالخلفي اعتلال الأعصاب البصرية الدماغية هي أفضل تحاكي ودرس. أيضا، وهذا النموذج يوفر منصة جديدة للكشف عن العلاجات مرشح لاعتلال الأعصاب البصرية وأمراض نقص تروية CNS الآخرين. هنا، يتم وصف بروتوكول مفصلة لالفخذ قسطرة الوريد، تعرض العصب البصري، الحقن في الوريد من إريثروزين B وأشعة الليزر في نموذج PION الفئران.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>532-nm Nd:YAG laser&#160;</td>
			<td>Laser glow</td>
			<td>LRS-532-KM-200-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beam chopper</td>
			<td>custom-made</td>
			<td>custom-made</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mechanical shutter and corresponding shutter drive timer</td>
			<td>AAM Vincent Associates</td>
			<td>SD-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25-cm focal length spherical lens</td>
			<td>CVI/Mellles-Griot</td>
			<td>01 LPX 293</td>
			<td>plano-convexBK7 glass lens with HEBBARTM antireflection coating</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Erythrosin B&#160;</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>190449</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorogold</td>
			<td>Fluorochrome,LLC</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>CAH1203421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene tubing (PE10)</td>
			<td>BD Intramedic</td>
			<td>427400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 10 Blade</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>4-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>91150-20</td>
			<td>DUMONT #5 RUSTLESS NON-MAGNETIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps with Teeth</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11153-10</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>18025-10&#160;</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas spring scissors</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>2-220&#160;</td>
			<td>JJECK Stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyglactin suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J488G</td>
			<td>7-0 suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostat</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12075-12&#160;</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat model of photochemically-induced posterior ischemic optic neuropathy

الخلفي الدماغية الاعتلال العصبي البصري (PION) هو مرض مدمر البصر في الممارسة السريرية. ومع ذلك، ظلت المرضية والتاريخ الطبيعي مفهومة. في الآونة الأخيرة، وضعنا، نموذج حيواني استنساخه موثوق للPION واختبار تأثير علاج بعض عوامل عصبية في هذا النموذج 1. والغرض من هذا الفيديو هو إظهار نموذجنا يسببها ضوئية من الخلفي الاعتلال العصبي البصري الإقفاري، وتقييم آثاره مع وضع العلامات الوراء في خلايا الشبكية. بعد التعرض الجراحية العصب البصري الخلفي، صبغة ضيائيا، إريثروزين B، يتم حقن عن طريق الوريد، وتركز شعاع الليزر على سطح العصب البصري. التفاعل الكيميائي الضوئي لإريثروزين B والليزر خلال أضرار أشعة البطانة الوعائية، مما دفع الاوعية الدموية الدقيقة انسداد بوساطة تخثر الصفائح الدموية وضغط ذمي. الإصابة الدماغية الناتجة تؤدي إلى زيادة تدريجية ولكن pronouncإد الشبكية السقم الخلايا العقدية، نظرا لفقدان مدخلات المحاور - جهاز تحكم عن بعد، الناجم عن الإصابة والنتائج ذات الصلة سريريا. وهكذا، وهذا النموذج يوفر منصة جديدة لدراسة دورة الفسيولوجية المرضية من PION، ويمكن أن يكون الأمثل أيضا لاختبار النهج العلاجية لاعتلال الأعصاب البصرية وكذلك الأمراض الدماغية أخرى الجهاز العصبي المركزي.

الإصابة الدماغية الناتجة الناجمة عن هذا الأسلوب ينتج موتا تدريجيا ولكن وضوحا في خلايا الشبكية بعد إصابة محور عصبي الدماغية. هذا هو النتائج ذات الصلة سريريا مماثلة لتلك التي لوحظت في الأمراض التي تصيب البشر. يستخدم FG وضع العلامات الوراء لتحديد بقاء RGC بعد PION. واستخدمت...

Watch this Scientific Journal Video about Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy at JoVE.com

Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

والهدف من هذا البروتوكول هو للحث الضوئية الإصابة الدماغية إلى العصب البصري الخلفي في الفئران. هذا النموذج هو حاسم لدراسات الفيزيولوجيا المرضية لالخلفي الاعتلال العصبي البصرية الدماغية، والنهج العلاجية لهذا واعتلال الأعصاب البصرية الأخرى، وكذلك الأمراض الدماغية أخرى الجهاز العصبي المركزي.

الفئران نموذج الضوئية التي يسببها الخلفي الإقفارية العصبي البصري

Posterior Ischemic optic neuropathy (PION) is a sight-devastating disease in clinical practice. However, its pathogenesis and natural history ...

rat-model-photochemically-induced-posterior-ischemic-optic

Research

JoVE Journal

Medicine

8.5K Views.  University of Miami Miller School of Medicine.  والهدف من هذا البروتوكول هو للحث الضوئية الإصابة الدماغية إلى العصب البصري الخلفي في الفئران. هذا النموذج هو حاسم لدراسات الفيزيولوجيا المرضية لالخلفي الاعتلال العصبي البصرية الدماغية، والنهج العلاجية لهذا واعتلال الأعصاب البصرية الأخ?...

Video: Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

Creation of Reversible Cholestatic Rat Model

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Cholestasis can cause various physiological changes and affect the nutritional status and surgical outcomes. Study of the pathophysiological changes occurring in the liver and other organs is of importance. Various studies have been done in cholestatic rat models.
We used a reversible cholestatic rat model in our recent study looking at the role of methylprednisolone in the ischemia reperfusion injury. Various techniques for creation of a reversible cholestatic model have been described. Creation of a reversible cholestatic rat model can be challenging in view of the smaller size and unique hepatopancreatobiliary anatomy in rats. This video article demonstrates the creation of a reversible cholestatic model.
This model can be used in various studies, such as looking at the changes in nutritional, physiological, pathological, histological and immunological changes in the gastrointestinal tract. This model can also be used to see the effects of cholestasis and various therapeutic interventions on major hepatic surgeries.

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Creation of a reversible cholestatic rat model can be challenging in view of the smaller size and unique hepatopancreatobiliary anatomy in rats. This video article demonstrates the creation of a reversible cholestatic model.

إنشاء عكسية النموذجي الجرذ الركودي

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Cholestasis can cause various physiological changes and ...

Gene Transfer for Ischemic Heart Failure in a Preclinical Model

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine their efficacy and safety.
Gene therapy using viral vectors is one of the most promising approaches for treating cardiac diseases. Viral delivery of various different genes by changing the carrier gene has immeasurable therapeutic potential.
In this video, the full process of an animal model of heart failure creation followed by gene transfer is presented using a swine model. First, myocardial infarction is created by occluding the proximal left anterior descending coronary artery. Heart remodeling results in chronic heart failure. Unique to our model is a fairly large scar which truly reflects patients with severe heart failure who require aggressive therapy for positive outcomes. After myocardial infarct creation and development of scar tissue, an intracoronary injection of virus is demonstrated with simultaneous nitroglycerine infusion. Our injection method provides simple and efficient gene transfer with enhanced gene expression. This combination of a myocardial infarct swine model with intracoronary virus delivery has proven to be a consistent and reproducible methodology, which helps not only to test the effect of individual gene, but also compare the efficacy of many genes as therapeutic candidates.

A method of gene transfer for the treatment of ischemic heart failure is described using a swine model of myocardial infarction. Our simple and reproducible method enables us to readily evaluate the efficacy of various gene transfers with a very simple and reproducible way.

نقل الجينات لقصور القلب الدماغية في نموذج ما قبل السريرية

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine ...

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

أسلوب مبسط لإنتاج نموذج الجرح الدماغية

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Endothelin-1 Induced Middle Cerebral Artery Occlusion Model for Ischemic Stroke with Laser Doppler Flowmetry Guidance in Rat

Stroke is the number one cause of disability and third leading cause of death in the world, costing an estimated $70 billion in the United States in 20091, 2. Several models of cerebral ischemia have been developed to mimic the human condition of stroke. It has been suggested that up to 80% of all strokes result from ischemic damage in the middle cerebral artery (MCA) area3. In the early 1990s, endothelin-1 (ET-1) 4 was used to induce ischemia by applying it directly adjacent to the surface of the MCA after craniotomy. Later, this model was modified 5 by using a stereotaxic injection of ET-1 adjacent to the MCA to produce focal cerebral ischemia. The main advantages of this model include the ability to perform the procedure quickly, the ability to control artery constriction by altering the dose of ET-1 delivered, no need to manipulate the extracranial vessels supplying blood to the brain as well as gradual reperfusion rates that more closely mimics the reperfusion in humans5-7. On the other hand, the ET-1 model has disadvantages that include the need for a craniotomy, as well as higher variability in stroke volume8. This variability can be reduced with the use of laser Doppler flowmetry (LDF) to verify cerebral ischemia during ET-1 infusion. Factors that affect stroke variability include precision of infusion and the batch of the ET-1 used6. Another important consideration is that although reperfusion is a common occurrence in human stroke, the duration of occlusion for ET-1 induced MCAO may not closely mimic that of human stroke where many patients have partial reperfusion over a period of hours to days following occlusion9, 10. This protocol will describe in detail the ET-1 induced MCAO model for ischemic stroke in rats. It will also draw attention to special considerations and potential drawbacks throughout the procedure.

Several animal models of cerebral ischemia have been developed to simulate the human condition of stroke. This protocol describes the endothelin-1 (ET-1) induced middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke in rats. In addition, important considerations, advantages, and shortcomings of this model are discussed.

Endothelin-1 المستحثة انسداد الشريان الدماغي الأوسط نموذج للالسكتة الدماغية مع التوجيه بالليزر Flowmetry دوبلر في الجرذ

Stroke is the number one cause of disability and third leading cause of death in the world, costing an estimated $70 billion in the United States in ...

Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

The adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that responds to a need for enhanced lung perfusion and shows robust neovascularization. Pulmonary vascular ischemia induced by pulmonary artery obstruction has been shown to result in rapid systemic arterial angiogenesis in man as well as in several animal models. Although the histologic assessment of the time course of bronchial artery proliferation in rats was carefully described by Weibel 1, mechanisms responsible for this organized growth of new vessels are not clear. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia in the rat that leads to bronchial neovascularization. Quantification of the extent of angiogenesis presents an additional challenge due to the presence of the two vascular beds within the lung. Methods to determine functional angiogenesis based on labeled microsphere injections are provided.

The lung is perfused by both the systemic bronchial artery and pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that shows robust neovascularization. Cessation of pulmonary blood flow promotes brisk bronchial angiogenesis. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia that promotes bronchial neovascularization.

الأوعية الدموية في الرئة الجرذ الدماغية

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

A الخنزير الصغير نموذج من الأطفال حديثي الولادة نقص الأوكسجين، اعتلال الدماغ الإقفاري

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and unrelieved pressure due to immobility. Animal models have been developed that attempt to mimic these conditions for the purpose of furthering our understanding of the complexity of chronic wounds. The model described herein is a rat ischemic skin flap model that permits a prolonged reduction of blood flow resulting in wounds that become ischemic and resemble a chronic wound phenotype (reduced vascularization, increased inflammation and delayed wound closure). It consists of a bipedicled dorsal flap with 2 ischemic wounds placed centrally and 2 non-ischemic wounds lateral to the flap as controls. A novel addition to this ischemic skin flap model is the placement of a silicone sheet beneath the flap that functions as a barrier and a splint to prevent revascularization and reduce contraction as the wounds heal. Despite the debate of using rats for wound healing studies due to their quite distinct anatomic and physiologic differences compared to humans (i.e., the presence of a panniculus carnosus muscle, short life-span, increased number of hair follicles, and their ability to heal infected wounds) the modifications employed in this model make it a valuable alternative to previously developed ischemic skin flap models.

The rat, due to its size, availability, and rather docile behavior, has been utilized as a research model for many years. The goal of this protocol is to utilize the rat as an ischemic skin wound healing model to provide valuable insight into the pathophysiology of chronic wounds.

مظاهرة في الجرذان الدماغية الجلد الجرح نموذج

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

The Rodent Model of Nonarteritic Anterior Ischemic Optic Neuropathy (rNAION)

Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION) is a focal ischemic lesion of the optic nerve that affects 1/700 individuals throughout their lifetime. NAION results in optic nerve edema, selective loss of the retinal ganglion cell neurons (RGCs) and atrophy of the optic nerve. A rodent model of NAION that expresses most NAION features and sequelae has been developed, which is applicable to both rats and mice. This model utilizes a focal laser application of 532 nm wavelength to illuminate a photoactive dye, Rose Bengal (RB), to cause capillary damage and leakage at the targeted anterior optic nerve (the laminar region). After rNAION induction, there is an early optic nerve ischemia, optic nerve edema, and intraneural inflammation, followed by selective RGC and axonal loss. Since the optic nerve is a CNS white matter tract, the rNAION model is applicable to mechanistic studies of selective white matter ischemia, as well as neuroprotective analyses and short and long-term mechanisms of glial and neuronal response to ischemia.

The Rodent Model of Nonarteritic Anterior Ischemic Optic Neuropathy rNAION

The following report describes how to replicate the rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (rNAION), using the appropriate dye, contact lens and laser parameters. We also reveal the appropriate steps for evaluating the rNAION lesion in vivo.

نموذج القوارض من Nonarteritic الإقفارية العصبي البصري الأمامي (rNAION)

Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION) is a focal ischemic lesion of the optic nerve that affects 1/700 individuals throughout their ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

متساوي القياس كونتراكتيليتي القياس الشريان المساريقي العلوي الماوس باستخدام أسلاك ميوجرافي

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

الأكسجين الناجم عن نموذج اعتلال الشبكية لأمراض الشبكية الإقفاري في القوارض

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...