وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة [منحة لا. R01NS069726] وجمعية القلب الأميركية في منح المعونة منحة [منحة لا. 13GRNT17020004] إلى SD.

ملاحظة: الفئران (C57BL / 6J، الذكور) الذين تتراوح أعمارهم بين واستخدمت 12 أسبوعا في هذه الدراسة - 10. تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة للرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية وتمت الموافقة من قبل جامعة ميسوري المؤسسي رعاية الحيوان واللجنة الاستخدام (IACUC). 1. قبل الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل يوم واحد الأوتوكلاف الجراحة وتعقيم جميع الأدوات الجراحية. التفاف الصكوك والأوتوكلاف على 121 درجة مئوية في 15 رطل لمدة 30 دقيقة تليها 30 دقيقة من التجفيف (121 درجة مئوية، و 15 رطل، 30/30 دورة). وضع الأدوات في بيئة نظيفة ومعقمة حتى استخدامها مرة أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد جديدة روز البنغال (RB) الحل (20 ملغ / مل في ملحي معقم) في كل مرة قبل الجراحة. حل تماما RB، دوامة أنبوب ثم تليها صوتنة لمدة 5 دقائق في 50/60 هرتز مع انتاج الطاقة من 19 W. التفاف أنبوب في رقائق الألومنيوم وحمايته من الضوء حتى استخدامها من خلال سورجيري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد خليط من الكيتامين / زيلازين في المياه المالحة عقيمة. إضافة 125 ميكرولتر من زيلازين (تركيز المخزون: 20 ملغ / مل) و 325 ميكرولتر من ketmaine (تركيز الأسهم: 100 ملغ / مل) و 550 ميكرولتر من محلول ملحي لجعل الحجم النهائي من 1 مل من مزيج مخدر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل تدفئة وسادة التدفئة homeothermic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل تدفئة مصباح معدن هاليد (مصدر الضوء لالمجهر FN1 برنامج التحصين الموسع ومضان) لمدة 30 دقيقة لتحقيق الاستقرار في الطاقة مصباح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط حجم المنطقة المضاءة ليبلغ قطرها 1 مم باستخدام الهدف 10X والشبيكة عن طريق ضبط الحجاب الحاجز الميدانية في FN1 تستقيم المجهر برنامج التحصين الموسع ومضان. </li></ol> 2. إجراء العمليات الجراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفأر مع جرعة من الكيتامين (130 ملغم / كغم من وزن B..) وزيلازين (10 ملغ / كغ من وزن B.). استنادا إلى كوكتيل في 1.3 و 4 ميكرولتر غرام من وزن الفأر B. المائة. مطلوبين. تعقيم موقع الحقن مع مسحة الكحول وإدارة التخدير عن طريق البينية-peritoneal (IP) الطريق. الحرص على عدم حقن التخدير في الأوعية الدموية أو العضلات لأن هذا من شأنه أن يؤخر تحريض والانتعاش من الحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مرهم مصطنعة المسيل للدموع لكلتا العينين من الماوس لمنع جفاف ووضع الحيوان على وسادة التدفئة لمنع انخفاض حرارة الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحيوان <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من الحيوان للتخدير السليم مستوى الجراحي باستخدام استجابة قرصة أخمص قدميه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد وصول الحيوان مستوى الجراحية التخدير، مقطع الشعر على السطح الظهري حول خط الوسط للحيوان باستخدام الانتهازي الشعر الكهربائية. فرك موقع الجراحية مع الايثانول 70٪ تليها حل betadine ثلاث مرات. تغطية الموقع مع ثنى الجراحية المعقمة حتى الخطوة التالية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عملية جراحية لرقيقة العظام لفضح الحبل الشوكي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في وضعية الرقود على لوحة التدفئة homeothermic على منصة الجراحية (الشكل 1A). تأمين صحيح الماوسالموقف باستخدام المشبك خطم للحفاظ على منطقة الرقبة ممدود (الشكل 1A، B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق (حوالي 1 سم) باستخدام مقص جراحي على طول ظهري منتصف الخط يمتد من T9 فقرات الصدري إلى T12. نقل جانبا الجلد لفضح منطقة العمليات الجراحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مشرط، امسح بعناية العضلات لفضح العمود الفقري الظهري في T9 - T12 فقرات. وقف النزيف في كل خطوة من خلال تطبيق ضغط لطيف مع مسحة القطن المعقمة. T10 منفصل - T12 فقرات من العضلات المحيطة بها وتأمينها باستخدام المشبك الفقري لتحقيق الاستقرار ومنع أي حركة (الشكل 1A، B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الحفر بسرعة عالية مع عظم تلميع مثقاب، بعناية ورقيقة بلطف السطح الظهري للT10 T11 أو فقرة لتصور الوريد الفقري الخلفي وسفن أخرى صغيرة على السطح الظهري للSC (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمنع الضرر الحراري بسبب الحرارة المتولدة أثناء إجراء رقيق،تطبيق تيار لطيف ومستمر من المياه المالحة الطبيعية جنبا إلى جنب مع الشفط المستمر لازالة الانقاض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مشرط سلس بعناية سطح العظم حتى السفينة الرئيسية هي واضحة للعيان. الحرص على عدم تلف الحبل الشوكي أثناء هذه العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد تصور الأوعية الدموية، وإدارة RB بجرعة 30 ملغ / كغ (وزن الجسم) من خلال الرجعية المدارية الجيوب الأنفية الطريق باستخدام حقنة الأنسولين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس تدفق الدم باستخدام مقياس الجريان الليزر دوبلر بعد 3 دقائق بعد الحقن RB إذا لزم الأمر (الشكل 2A، B). الحفاظ على عقامة خلال الإجراء بأكمله. </li></ol></li></ol> 3. تحريض PT <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوان على مرحلة قابل للتعديل موقف XY أكثر من مختبر جاك والتي يمكن ضبط الارتفاع. ضبط الموقف من الماوس بحيث المنطقة المكشوفة من T11 الحبل الشوكي مباشرة تحت هدف 10X من المجهر FN1 برنامج التحصين الموسع ومضان (الشكل 3A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين قوة لىمصدر GHT على 12٪ وأشرق المنطقة T11 التي يبلغ قطرها 0.75 مم في منتصف الحبل الشوكي ضعفت (ملاحظة: تشمل هذه المنطقة الوريد الفقري الخلفي والشعيرات الدموية الأخرى) مع الضوء الأخضر (الطول الموجي 540-580 نانومتر، وهو من جانب مكعب مرشح في المجهر) من خلال الهدف 10X لمدة 2 دقيقة تحقيقها. التقاط صور في بداية ونهاية التشعيع (الشكل 3B، C) وتسجيل الوقت من التجربة في هذه المرحلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس تدفق الدم مرة أخرى لمدة 10 دقيقة إذا لزم الأمر عن طريق وضع مسبار دوبلر الليزر لنفس الموقف فوق الحبل الشوكي كما في 2.4.8 (الشكل 2A، B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الاختيار التشعيع لأي نزيف، وإذا وجدت أي شروع في خياطة الحيوان. خياطة اللفافة السطحية جنبا إلى جنب مع العضلات على جانبي الحبل الشوكي باستخدام خياطة للامتصاص أو 4-0 حجم خياطة الحرير. الحرص على عدم الإضرار SC عرضة للخطر. خياطة الجلد مع 4-0 خياطة الحرير. تطبيق Betadine أو اليودإلى حواف الجلد بعد خياطة. </li></ol> 4. ما بعد الجراحة العناية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد خياطة، ضع الحيوان على وسادة التدفئة لتحقيق الانتعاش. بعد الشفاء تحقق الحيوانات بحثا عن علامات على العجز العصبية من خلال مراقبة حركة كل من أطرافه الخلفية. لا تترك الحيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه أنه كاف للحفاظ على الاستلقاء القصية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الحيوانات إلى قفص المنزل. لا يعودون الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من الحيوانات على فترات منتظمة. في حالة العجز عصبية حادة، وتوفير الرعاية المناسبة مثل اخلاء المثانة، وإدارة المسكنات (البوبرينورفين، 0،05-،1 ملغ / كلغ). تحقق من الجفاف وإدارة طبيعي تحت الجلد المالحة في حالة شديدة. عادة، سوف تدار البوبرينورفين (0.1 ملغ / كلغ) بعد خياطة لتخفيف الألم في موقع الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا الحيوانات ليست على الفورالموت الرحيم بعد الجراحة، وسوف نضع كميات كبيرة من المياه النظام الغذائي المحتوي على أرضية القفص، وبالتالي فإن الحيوانات يمكن أن تصل إلى الطعام بسهولة. </li></ol> 5. Transcardial الإرواء، نيسل تلطيخ والمناعية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يروي Transcardially الحيوان كما هو موضح سابقا 17-20. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان كما هو موضح سابقا في البروتوكول ويروي transcardially مع الفوسفات عازلة المالحة (PBS، ودرجة الحموضة 7.4)، تليها المثلج 4٪ لامتصاص العرق (PFA) في برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التروية، وإزالة الحبل الشوكي (SC) وبعد إصلاحه في 4٪ PFA في برنامج تلفزيوني في 4 درجات CO / N. نقل SC الثابتة في برنامج تلفزيوني مع 30٪ سكروز والاحتفاظ بها ل2-3 أيام حتى تغوص إلى قاع الأنبوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ناظم البرد قطع الحبل الشوكي إلى 30 ميكرون أبواب سميكة ووضعها بشكل متسلسل على الجيلاتين المغلفة الشرائح الزجاجية أو في لوحة 48-جيدا مع 0.01 M PBS. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلطيخ نيسل: لتفقد الضرر الناجم عن PT إجراء نيسل stainiنانوغرام في أقسام الحبل الشوكي كما هو موضح سابقا 17-20. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفترة وجيزة، جمع كل شريحة الخامسة الحبل الشوكي على الشرائح الزجاجية وصمة عار مع 0.25٪ الكريزيل البنفسجي. التقاط صور لأقسام الملون (الشكل 4). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المناعية: كما هو موضح سابقا باستخدام العائمة القسم طريقة 17،18،20. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفترة وجيزة، وصمة عار على أقسام الحبل الشوكي التي يحتضنها O / N عند 4 درجات مئوية مع الأرنب مكافحة الدبقية ييفي الحمضية البروتين (GFAP) الأضداد بولكلونل (1: 300)، الأرنب مكافحة NeuN الأضداد (1: 300)، والأرنب المضادة الأجسام المضادة Iba1 (1: 500)، يليه حمار المضادة أرنب اليكسا 568 مترافق مفتش (1: 400) الأجسام المضادة الثانوية لمدة 4 ساعات في RT. التقاط صور مع مجهر فلوري (الشكل 5). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Cadotte, D. W., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury:+a+systematic+review+of+current+treatment+options.">Spinal cord injury: a systematic review of current treatment options.</a> Clin Orthop Relat Res. 469 (3), 732-741 (2011).</li><li>Cheriyan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury+models:+a+review.">Spinal cord injury models: a review.</a> Spinal Cord. 52 (8), 588-595 (2014).</li><li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+injury+mechanisms+in+acute+spinal+cord+injury.">Secondary injury mechanisms in acute spinal cord injury.</a> J Emerg Med. 11, 13-22 (1993).</li><li>Crowe, M. J., Bresnahan, J. C., Shuman, S. L., Masters, J. N., Beattie, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apoptosis+and+delayed+degeneration+after+spinal+cord+injury+in+rats+and+monkeys.">Apoptosis and delayed degeneration after spinal cord injury in rats and monkeys.</a> Nat Med. 3 (1), 73-76 (1997).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+norepinephrine+on+spinal+cord+blood+flow+and+parenchymal+hemorrhage+size+in+acute-phase+experimental+spinal+cord+injury.">Effect of norepinephrine on spinal cord blood flow and parenchymal hemorrhage size in acute-phase experimental spinal cord injury.</a> Eur Spine J. 23 (3), 658-665 (2014).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+and+spatial+quantification+using+contrast-enhanced+ultrasonography+of+spinal+cord+perfusion+during+experimental+spinal+cord+injury.">Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury.</a> Spine (Phila Pa 1976). 37 (22), E1376-E1382 (2012).</li><li>Mautes, A. E., Weinzierl, M. R., Donovan, F., Noble, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+events+after+spinal+cord+injury:+contribution+to+secondary+pathogenesis).">Vascular events after spinal cord injury: contribution to secondary pathogenesis).</a> Phys Ther. 80 (7), 673-687 (2000).</li><li>Liu, X. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+and+glial+apoptosis+after+traumatic+spinal+cord+injury.">Neuronal and glial apoptosis after traumatic spinal cord injury.</a> J Neurosci. 17 (14), 5395-5406 (1997).</li><li>Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+study+of+cell+apoptosis+and+correlative+gene+expression+after+tractive+spinal+cord+injury+in+rats.">An experimental study of cell apoptosis and correlative gene expression after tractive spinal cord injury in rats.</a> Zhonghua Wai Ke Za Zhi. 42 (23), 1434-1437 (2004).</li><li>Hirose, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+protein+C+reduces+the+ischemia/reperfusion-induced+spinal+cord+injury+in+rats+by+inhibiting+neutrophil+activation.">Activated protein C reduces the ischemia/reperfusion-induced spinal cord injury in rats by inhibiting neutrophil activation.</a> Ann Surg. 232 (2), 272-280 (2000).</li><li>Oyinbo, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+injury+mechanisms+in+traumatic+spinal+cord+injury:+a+nugget+of+this+multiply+cascade.">Secondary injury mechanisms in traumatic spinal cord injury: a nugget of this multiply cascade.</a> Acta Neurobiol Exp (Wars). 71 (2), 281-299 (2011).</li><li>Guerit, J. M., Dion, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=State-of-the-art+of+neuromonitoring+for+prevention+of+immediate+and+delayed+paraplegia+in+thoracic+and+thoracoabdominal+aorta+surgery).">State-of-the-art of neuromonitoring for prevention of immediate and delayed paraplegia in thoracic and thoracoabdominal aorta surgery).</a> Ann Thorac Surg. 74 (5), S1867-S1869 (2002).</li><li>Schepens, M. A., Heijmen, R. H., Ranschaert, W., Sonker, U., Morshuis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thoracoabdominal+aortic+aneurysm+repair:+results+of+conventional+open+surgery.">Thoracoabdominal aortic aneurysm repair: results of conventional open surgery.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 37 (6), 640-645 (2009).</li><li>Braeuninger, S., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+of+focal+cerebral+ischemia:+procedural+pitfalls+and+translational+problems.">Rodent models of focal cerebral ischemia: procedural pitfalls and translational problems.</a> Exp Transl Stroke Med. 1, 8 (2009).</li><li>Carmichael, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+of+focal+stroke:+size,+mechanism,+and+purpose.">Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose.</a> NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).</li><li>Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Busto, R., Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+cortical+infarction+in+the+rat.+1.+Time+course+of+hemodynamic+consequences.">Photochemically induced cortical infarction in the rat. 1. Time course of hemodynamic consequences.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 6 (2), 184-194 (1986).</li><li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+protective+role+of+PBEF+in+a+mouse+model+of+cerebral+ischemia.">Neuronal protective role of PBEF in a mouse model of cerebral ischemia.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (12), 1962-1971 (2010).</li><li>Li, H., Zhang, N., Sun, G., Ding, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+the+group+I+mGluRs+reduces+acute+brain+damage+and+improves+long-term+histological+outcomes+after+photothrombosis-induced+ischaemia.">Inhibition of the group I mGluRs reduces acute brain damage and improves long-term histological outcomes after photothrombosis-induced ischaemia.</a> ASN Neuro. 5 (3), 195-207 (2013).</li><li>Li, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histological,+cellular+and+behavioral+assessments+of+stroke+outcomes+after+photothrombosis-induced+ischemia+in+adult+mice.">Histological, cellular and behavioral assessments of stroke outcomes after photothrombosis-induced ischemia in adult mice.</a> BMC Neurosci. 15, 58 (2014).</li><li>Wang, T., Cui, W., Xie, Y., Zhang, W., Ding, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+the+Volume+of+the+Focal+Cerebral+Ischemic+Lesion+through+Photothrombosis.">Controlling the Volume of the Focal Cerebral Ischemic Lesion through Photothrombosis.</a> American Journal of Biomedical Sciences. 2 (1), 33-42 (2010).</li><li>Schroeter, M., Jander, S., Stoll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-invasive+induction+of+focal+cerebral+ischemia+in+mice+by+photothrombosis+of+cortical+microvessels:+characterization+of+inflammatory+responses.">Non-invasive induction of focal cerebral ischemia in mice by photothrombosis of cortical microvessels: characterization of inflammatory responses.</a> J Neurosci Methods. 117 (1), 43-49 (2002).</li><li>Boquillon, M., Boquillon, J. P., Bralet, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced,+graded+cerebral+infarction+in+the+mouse+by+laser+irradiation+evolution+of+brain+edema.">Photochemically induced, graded cerebral infarction in the mouse by laser irradiation evolution of brain edema.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 27 (1), 1-6 (1992).</li><li>Kim, G. W., Lewen, A., Copin, J., Watson, B. D., Chan, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cytosolic+antioxidant,+copper/zinc+superoxide+dismutase,+attenuates+blood-brain+barrier+disruption+and+oxidative+cellular+injury+after+photothrombotic+cortical+ischemia+in+mice.">The cytosolic antioxidant, copper/zinc superoxide dismutase, attenuates blood-brain barrier disruption and oxidative cellular injury after photothrombotic cortical ischemia in mice.</a> Neuroscience. 105 (4), 1007-1018 (2001).</li><li>Schmidt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+ischemic+stroke+in+rats.">Photochemically induced ischemic stroke in rats.</a> Exp Transl Stroke Med. 4 (1), 13 (2012).</li><li>Lang-Lazdunski, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+ischemia.+Development+of+a+model+in+the+mouse.">Spinal cord ischemia. Development of a model in the mouse.</a> Stroke. 31 (1), 208-213 (2000).</li><li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+simplified+spinal+cord+ischemia+model+in+mice.">Development of a simplified spinal cord ischemia model in mice.</a> J Neurosci Methods. 189 (2), 246-251 (2010).</li><li>Labat-gest, V., Tomasi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photothrombotic+ischemia:+a+minimally+invasive+and+reproducible+photochemical+cortical+lesion+model+for+mouse+stroke+studies.">Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies.</a> J Vis Exp. (76), (2013).</li><li>Lu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+and+imaging+of+photothrombotic+stroke+in+conscious+and+freely+moving+rats.">Induction and imaging of photothrombotic stroke in conscious and freely moving rats.</a> J Biomed Opt. 19 (9), 96013 (2014).</li><li>Seto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+ischemic+stroke+in+awake+freely+moving+mice+reveals+that+isoflurane+anesthesia+can+mask+the+benefits+of+a+neuroprotection+therapy.">Induction of ischemic stroke in awake freely moving mice reveals that isoflurane anesthesia can mask the benefits of a neuroprotection therapy.</a> Front Neuroenergetics. 6 (1), (2014).</li><li>Bell, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toll-like+receptor+4-dependent+microglial+activation+mediates+spinal+cord+ischemia-reperfusion+injury.">Toll-like receptor 4-dependent microglial activation mediates spinal cord ischemia-reperfusion injury.</a> Circulation. 128 (11 Suppl 1), S152-S156 (2013).</li><li>Smith, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+chemokine+release+supports+a+bimodal+mechanism+of+spinal+cord+ischemia+and+reperfusion+injury.">The evolution of chemokine release supports a bimodal mechanism of spinal cord ischemia and reperfusion injury.</a> Circulation. 126 (11 Suppl 1), S110-S117 (2012).</li><li>Jia, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidative+stress+in+spinal+cord+injury+and+antioxidant-based+intervention.">Oxidative stress in spinal cord injury and antioxidant-based intervention.</a> Spinal Cord. 50 (4), 264-274 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

في هذه الدراسة، وصفنا نموذجا photothrombotic من SC نقص التروية. بسبب التقدم في مجال الهندسة الوراثية وكانت هناك زيادة في الفئران المعدلة وراثيا المتاحة تجاريا التي جعلت من الممكن لدراسة تأثير جينات معينة تشارك في الفيزيولوجيا المرضية الدماغية في SC. وكان الهدف من هذ...

إصابات الحبل الشوكي (النخاع الشوكي) هو شرط السريرية المدمرة التي تؤثر الحسية واللاإرادي وظائف SC. وغالبا ما تترك المرضى على قيد الحياة SCI مع المنهكة الشلل النصفي الذي يؤثر بشكل كبير على نشاطاتهم اليومية ونوعية الحياة 1. وكانت النماذج التجريبية SCI أداة لا غنى عنها في التحقيق العلمي لفهم الفيزيولوجيا المرضية لاصابات النخاع الشوكي وعمليات إصلاح العصبية المرتبطة بها. كما تم استخدام هذه النماذج لاختبار فعالية قبل السريرية لمختلف التدخلات اعصاب التجريبية التي تهدف إلى الانتعاش وظيفية. حاليا، معظم النماذج SCI في ممارسة توظف استخدام القوة الفظة المادية لتعطيل ميكانيكيا وتجرح SC. وتشمل هذه الأساليب كدمة، وضغط، والتفكك وtransection من SC 2. فقد قيل أنه بعد إهانة الميكانيكية الأولية لإصابة ثانوية في شكل مجموعات نقص التروية في في SC المصاب<html> 3،4. المسببات لنقص التروية الثانوي ويشمل انحطاط واسعة الأنسجة، ونزف متني وأحيانا انسداد الأوعية الدموية بنسيج ذمة 5-7. نتيجة الإصابة الثانوية يتأثر سلامة SC أبعد من ذلك، يتم تخفيض قيمة الخلايا العصبية والخلايا الدبقية بشدة في وظيفة وقدرتها على البقاء وتمر الخلايا مما يؤدي إلى احتشاء النمو خلال المرحلة المزمنة من الإصابة، مماثلة لنمو غبش الدماغية السكتة الدماغية التالية 8،9. وقد تم الإبلاغ عن العديد من الآليات مثل التحفيز الزائدة، إنتاج الجذور الحرة، والتهاب ليكون مسؤولا عن موت الخلايا الدماغية التالية SCI 10،11. بالإضافة إلى ذلك، SC نقص التروية هو من مضاعفات خطيرة من جراحات إصلاح الأبهر الصدري البطن التي غالبا ما تؤدي إلى الشلل النصفي في المرضى 12،13. على الرغم من هذا التأثير السريري عالية تتوفر حاليا نماذج قليلة جدا من نقص التروية الحبل الشوكي مع استنساخ عالية. الإقليم الشمالي &quot;&gt; Photothrombosis (PT) هو طريقة تستخدم عادة للتحريض نقص التروية التنسيق في الدماغ 14-20. هذه التقنية إلى حد ما غير الغازية، استنساخه للغاية وتنتج الآفة الدماغية التنسيق الدقيق في المنطقة المكشوفة من الدماغ 17 -21. ويتحقق ذلك عن طريق الإدارة النظامية الأصباغ متفاعل مثل روز البنغال (RB) 16-20،22 أو erythrosine B 23 تليها تشعيع المترجمة من الأوعية الدموية مع مصدر ضوء مناسب. تنشيط ضوئي من الصبغة يتسبب في توليد الجذور الحرة التي تعطيل سلامة بطانة الأوعية الدموية على نحو سلس، وتتسبب في الصفائح الدموية لتتراكم، والتي تشكل في وقت لاحق الجلطة. وإعاقة تدفق الدم من خلال نتائج خثرة في احتشاء في المنطقة التي قدمتها السفينة 24. ونظرا لسهولة السيطرة على كثافة ومدة التشعيع هذا الإجراء غلة احتشاء موحد للغاية وقابلة للتكرار. وعلاوة على ذلك، وهذه الطريقة يمكن أن تستخدم للحث على infarct في مختلف المواقع التشريحية تمكين المكاني (على سبيل المثال، المادة الرمادية مقابل المادة البيضاء) فهم تأثير نقص التروية. الهدف من الدراسة الحالية هو تطوير نموذج سهل وتكرار للغاية من SC نقص التروية في الفئران. وصفنا الداخلي للنموذج PT من SC نقص التروية في الفئران. أظهرت النتائج من الأنسجة والمناعية التي يمكن أن تحفز على نحو فعال PT SC احتشاء، وفقدان الخلايا العصبية ودباق رد الفعل.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1050">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">&#160;Rose Bengal</td>
			<td style="width:233px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:180px;">330000</td>
			<td style="width:421px;">20 mg/ml in sterile saline</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">C57Bl6/J</td>
			<td>Jackson lab</td>
			<td>664</td>
			<td>22-25g</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamine&#160;</td>
			<td>VEDCO</td>
			<td>NDC-50989-996-06</td>
			<td>100 mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Xylazine&#160;</td>
			<td>VEDCO</td>
			<td>NDC-50989-234-11</td>
			<td>100 mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine solution</td>
			<td>Purdue</td>
			<td>NDC-67618-150-01</td>
			<td>10% povidone iodine topical solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Normal saline</td>
			<td>Abott Laboratories</td>
			<td>04930-04-10</td>
			<td>For diluting RB, anaesthesia and for preventing tissue from drying</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Artificial tears ointment&#160;</td>
			<td>Rugby</td>
			<td>NDC-0536-6550-91</td>
			<td>83% white petrolatum</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethanol</td>
			<td>Decon labs.Inc</td>
			<td>2716</td>
			<td>70% ethanol for disinfection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Metal halide lamp</td>
			<td>EXFO, Canada</td>
			<td>X-Cite 120 PC&#160;</td>
			<td>Set power at 12%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Spring scissors&#160;</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>15000-10</td>
			<td>for minor dissection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scissors (angled to side)</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>14063-011</td>
			<td>No. 3 handle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard scalpel</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>10003-12</td>
			<td>for removing muscle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scalpel blade</td>
			<td>Feather</td>
			<td>2976</td>
			<td>No. 10</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps (curved)</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>11150-10</td>
			<td>for holding tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps (straight)</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>11151-10</td>
			<td>for holding tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Needle holder&#160;</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>12002-12</td>
			<td>for suturing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue adhesive glue</td>
			<td>3M Vetbond</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>to adhere to edges of the cut skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Monofilament polypropylene&#160;</td>
			<td>USSC Sutures</td>
			<td>VP-521</td>
			<td>Size = 4-0 (for fascia)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Perma-hand silk</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>683G</td>
			<td>Size = 4-0 (for skin)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro drill</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co. Inc.</td>
			<td>RS-6300</td>
			<td>with bone polishing drill bit</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laser doppler flowmeter</td>
			<td>Moor Instruments</td>
			<td>moorVMS-LDF1</td>
			<td>for monitoring change in blood flow</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Heating pad</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>21052-00</td>
			<td>to prevent hypothermia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lab-Jack</td>
			<td>Fisher scientific&#160;</td>
			<td>14-673-50</td>
			<td>4x4 in plate to adjust the height of the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">X-Y gliding stage&#160;</td>
			<td>Amscope</td>
			<td>GT100</td>
			<td>for positioning the animal under microscope&#160;&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

photothrombosis-induced focal ischemia as a model of spinal cord injury in mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

وكان الهدف من هذه الدراسة لإنتاج نقص التروية الحبل الشوكي في الفئران باستخدام نموذج PT. بعد المنطقة المطلوب من العظم فوق الحبل الشوكي (T10 - T12) وضعفت، تم حقن روز البنغال خلال الرجعية المدارية الجيوب الأنفية الطريق، وكان المستحث نقص التروية قبل PT الشكل 1A، B تظهر ...

Watch this Scientific Journal Video about Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice at JoVE.com

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis الناجم عن نقص التروية التنسيق نموذجا من اصابات الحبل الشوكي في الفئران

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

photothrombosis-induced-focal-ischemia-as-model-spinal-cord-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

13.1K Views.  University of Missouri. Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice. 

Video: Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

الحادة والمزمنة الاختبارات الحسية اللمس بعد إصابة الحبل الشوكي في الجرذان

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

تسيطر الاصابات تهتك عنق في الفئران

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

نموذج كدمة شديدة اصابات الحبل الشوكي في الجرذان

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

نقص التروية-ضخه نموذج من إصابة الكلى الحاد والتليف آخر الاصابات في الفئران

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Reproducable الشلل النصفي عن طريق الشريان الأورطي الصدري انسداد في نموذج الفئران من الحبل الشوكي نقص التروية، ضخه

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

تسيطر الموديل أثر القشرية لإصابات الدماغ الرضية

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

ونظام القياس عن بعد راديو لمراقبة وظيفة القلب والأوعية الدموية في الحبل الشوكي مع الفئران Transection والعصبية الجذعية الجنينية الطعوم خلية

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

العصبية زرع الخلايا الجذعية في التجريبية Contusive نموذج من إصابة الحبل الشوكي

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

معايرة الملقط نموذج من الحبل الشوكي ضغط الإصابات

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

وحديثي الولادة ماوس الحبل الشوكي ضغط إصابة نموذج

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...