The project was supported by Award AAES 461Hatch/Multistate Grants ALA08-045 and ALA015-1-10026 to N.L.

1. إعداد الآلات، حلول المحفزات، وبق الفراش <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 50٪ كنو 2 الحل (ث / ت) في زجاجة 20 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شحذ اثنين الميكروية التنغستن في كنو 2 الحل في 5 V عن طريق غمس مرارا الأقطاب التنغستن والخروج من الحل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقريبا شحذ السلك التنغستن عن طريق غمس حوالي 10 ملم من سلك التنغستن الدخول والخروج من الحل كنو 2 في سرعة 2 الانخفاضات / ثانية لمدة 5 دقائق، والتي يمكن أن تستهلك كثيرا من الواجهة الأمامية للسلك التنغستن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدقة شحذ القطب بواسطة غمس حوالي 1 ملم من طرف سلك داخل وخارج من الحل في سرعة 2 الانخفاضات / ثانية ل1 دقيقة على الأقل وذلك لجعل نقطة غرامة وحادة من القطب. تحقق القطر القطب غيض تحت المجهر في كثير من الأحيان حتى تصل إلى 0،2-0،5 ميكرون، والتي ينبغي أن يكون على ما يرام بما فيه الكفاية لثقب بشرة من بق الفراش Sensillum وحاسة الشم. ملاحظة: في حين حاد يدوياملمسه القطب، وسرعة غمس السلك التنغستن في حل كنو 2 ليست ثابتة في كل وقت. مع مزيد من الممارسة، فمن الأسهل بكثير للحفاظ على سرعة ثابتة نسبيا في شحذ القطب. الوقت شحذ غير مؤكدة أيضا اعتمادا على كيفية غرامة ينبغي أن يكون القطب. هنا، وهي غيض الكهربائي مع قطر ~ 0.2 ميكرون هي كافية لثقب من خلال Sensillum وحاسة الشم. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع كل من المحفزات الكيميائية في سلفوكسيد ثنائي ميثيل (DMSO) من مجمع أنيق إلى التركيز الأولي 01:10 ت / ت كحل الأسهم. إنشاء سلسلة من التخفيفات decadic اعتمادا على عدد الجرعات المطلوبة في التجربة، ومرة ​​أخرى مع DMSO، من كل من الحلول الأسهم لكل مادة كيميائية. هنا، استخدم 10٪ (+) - β-بينين ويوكاليبتول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع أيام unfed أو سبعة بعد الرضاعة بق الفراش الكبار (سواء الذكور أو الإناث) من نهاية المباراة. ديكس مستعمرة (هدية من الدكتور هاينز في جامعة كنتاكي) لاستخدامها في تيانه تجربة في طبق بتري. ملاحظة: ليس هناك عدد محدد لبق الفراش وضعها في طبق بتري. ويمكن أن يكون القليل أو الكثير. </li></ol> 2. سرير علة إعداد هوائيات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير بق الفراش على الجليد (2-3 دقائق). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح كل من الهوائيات والجسم الحشرات على ساترة المجهر مع الشريط على الوجهين وإزالة الساقين مع مقص غرامة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام دبوس صغير للمس بلطف هوائيات ذلك إلى التمسك بها على الشريط بشكل مطرد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع ساترة ضد كرة صغيرة (~ 1 سم القطر) من الشمع الأسنان لتسهيل التلاعب وتعديله إلى زاوية مناسبة (~ 90 درجة) على القطب تسجيل (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة مضمونة، ضع بق الفراش تحت المجهر ستيريو، بدوره على مصدر ضوء بارد وضبط شدة الإضاءة حتى يتم تقديم الهوائي بشكل واضح، والتركيز المجهر على السوط الثاني من الهوائي بق الفراش في تضخم عالية (720X) . ملاحظة: شدة الإضاءة المستخدمة في التجربة لا quantitated، الذي يعتمد حقا على كيف يشعر عيون المجرب في شدة الإضاءة. </li></ol> 3. Sensillum واحدة تسجيل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل المضخم (10X) مع وحدة تحكم اكتساب إشارة، وهذا مرتبط مع جهاز الكمبيوتر لتسجيل الإشارات والتصور. قم بتشغيل الكمبيوتر وإطلاق البرنامج، على سبيل المثال، AutoSpike32 وانقر على وضع &quot;سجل&quot; من شريط القوائم. ثم اختر &quot;موجة&quot; وذلك لبدء تسجيل إشارات الموجة. ملاحظة: خط مستو يمتد من اليسار إلى اليمين من الشاشة بشكل متكرر يجب أن يكون الآن مرئية. هنا، نافذة تسجيل يدوم 40 ثانية. ماكس تسجيل موجة هو 10 ثانية. معدل أخذ العينات المحدد هو 96000 ومعدل أخذ العينات الرقمية 240. وهناك 0٪ تعويض وليس الترشيح، أي تصحيح للإشارات تسجيل. يمكن تعديل كل هذه الإعدادات معلمة في البرنامج حسب الحاجة. </li> &lt;لى&gt; قم بتشغيل مكبر صوت متصل المضخم، والذي يستخدم لتقديم طريقة التنغيم للردود العصبية من Sensillum وantennal. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج القطب إشارة إلى البطن من بق الفراش استقرت. ملاحظة: تم عقد القطب المرجعية من قبل حامل معدني تعلق مغناطيسيا إلى طاولة الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد أن تم توصيل القطب إشارة إلى بطن بق الفراش، ونقل القطب تسجيل، وهذا مرتبط إلى المضخم والتلاعب بها من قبل micromanipulator، نحو نهاية الخلفي من هوائي علة السرير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما القطب تسجيل في اتصال مع طرف الأيمن من الهوائي، تشغيل المجهر وتحديد القطب في التكبير المنخفض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط القطب تسجيل مع زيادة تدريجية في التكبير حتى كل من القطب وSensillum وantennal في نفس الطائرة واضحة للعيان تحت المجهر. ملاحظة: وبحلول ذلك الوقت، المجهر هو المعتادلاي على أعلى التكبير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج القطب تسجيل في رمح من Sensillum وباستخدام micromanipulator والتعمق قليلا إذا ضجيج الخلفية مرتفع مقارنة مع إمكانات العمل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة لوحظ إمكانات العمل واضحة من Sensillum وسجلت، وملء micropipette مع 10٪ (+) - β-بينين. استخدام micropipette لإيداع 10 ميكرولتر قسامة من 10٪ (+) - β-بينين على شريط ورق الترشيح (~ 3 × 15 مم) وضعت داخل ماصة باستير الزجاج. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط ماصة تحميلها إلى مخرج من أنبوب تدفق نبض تحكم التحفيز ووضع غيض من ماصة في حفرة صغيرة في الأنبوب موجهة نحو الهوائي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما استقرت كل هذه الاتصالات، كساد FOOTSWITCH وحدة تحكم التحفيز لتقديم نفخة 0.5 ثانية من التحفيز (0.5 لتر / دقيقة) في مجرى الهواء مرطب المستمر. وسيبدأ تسجيل إمكانات العمل في وقت واحد عندما footswitcح هو الاكتئاب. فإن عملية التسجيل تكون آخر لمدة 10 ثانية اعتبارا من 1 ثانية قبل التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عد إمكانات العمل خارج الخط لمدة 500 ميللي ثانية فترات، واحدة قبل واحدة بعد التحفيز. طرح أي تغيير في معدل ارتفاع خلال 500 مللي ثانية بعد التحفيز من النشاط العفوي سجلت خلال السابقة 500 ميللي ثانية وتحويل التهم في نطاق التقليدية السنابل / الصورة عن طريق ضربها ب 2. </li></ol> 4. التحفيز استبدال في SSR <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد تم إطلاق FOOTSWITCH، تسليم 10٪ (+) - β-بينين في ماصة على السرير علة هوائيات وتسجيل استجابة لهذه الرائحة معينة لمدة 10 ثانية، وبعد ذلك يتم إزالة ماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمية ماصة جديدة أخرى مع يوكاليبتول 0.001٪ لفحصها. ضع قطعة صغيرة من ورق الترشيح على الذي تم تطبيقه 10 ميكرولتر من التحفيز، في ماصة جديدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانتظار لمدة 2-5 دقائق حتى التحفيز هو vapori تمامازد في ماصة الزجاج. إرفاق ماصة على مخرج من أنبوب تدفق النبض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج غيض ماصة في حفرة صغيرة من الأنبوب موجهة نحو الهوائي. كساد FOOTSWITCH والبدء في تسجيل 10 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع ماصة وإعداد ماصة أخرى مع 0.01٪ يوكاليبتول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختبار كل ما تبقى من جرعات يوكاليبتول (من 0.001٪ إلى 10٪) على الشعيرات antennal لمراقبة ردود تعتمد على الجرعة. اختبار من أكثر تمييع لأقل تخفيف جرعات. </li></ol>

<ol>
	<li>Bartonicka, T., Gaisler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+dynamics+in+the+numbers+of+parasitic+bugs+(Heteroptera,+Cimicidae):+a+possible+cause+of+roost+switching+in+bats+(Chiroptera,+Vespertilionidae).">Seasonal dynamics in the numbers of parasitic bugs (Heteroptera, Cimicidae): a possible cause of roost switching in bats (Chiroptera, Vespertilionidae).</a> Parasitol Res. 100 (6), 1323-1330 (2007).</li><li>Thomas, I., Kihiczak, G. G., Schwartz, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bug+bites:+a+review.">Bed bug bites: a review.</a> Int J Dermatol. 43 (6), 430-433 (2004).</li><li>Anderson, A. L., Leffler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bug+infestations+in+the+news:+a+picture+of+an+emerging+public+health+problem+in+the+United+States.">Bed bug infestations in the news: a picture of an emerging public health problem in the United States.</a> J Environ Health. 70 (9), 24-27 (2008).</li><li>Boase, C., Robinnson, W., Bajomi, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bugs+(Hemiptera:+Cimicidae):+an+evidence-based+analysis+of+the+current+situation.">Bed bugs (Hemiptera: Cimicidae): an evidence-based analysis of the current situation.</a> Sixth international conference on urban pests. OOK-Press Kft. , (2008).</li><li>Doggett, S. L., Geary, M. J., Russell, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Resurgence+of+bed+bugs+in+Australia:+with+notes+on+their+ecology+and+control.">The Resurgence of bed bugs in Australia: with notes on their ecology and control.</a> Environ Health. 4 (2), 30-38 (2004).</li><li>Ter Poorten, M. C., Prose, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+return+of+the+common+bedbug.">The return of the common bedbug.</a> Pediatr Dermatol. 22 (3), 183-187 (2005).</li><li>Yoon, K. S., Kwon, D. H., Strycharz, J. P., Craig, S., Lee, S. H., Clark, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+and+molecular+analysis+of+deltamethrin+resistance+in+the+common+bed+bug+(Hemiptera:+Cimicidae).">Biochemical and molecular analysis of deltamethrin resistance in the common bed bug (Hemiptera: Cimicidae).</a> J Med Entomol. 45 (6), 1092-1101 (2008).</li><li>Wang, L., Xu, Y., Zeng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resurgence+of+bed+bugs+(Hemiptera:+Cimicidae)+in+mainland+China.">Resurgence of bed bugs (Hemiptera: Cimicidae) in mainland China.</a> Fla Entomol. 96 (1), 131-136 (2013).</li><li>Haynes, K. F., Potter, M. F., Ishaaya, I., Palli, S. R., Horowitz, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+progress+in+bed+bug+management.">Recent progress in bed bug management.</a> Advanced technologies for managing insect pests. , 269-278 (2013).</li><li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control.">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proc Natl Acad Sci. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li><li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+insects:+roles+of+receptors,+binding+proteins,+and+degrading+enzymes.">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annu Rev Entomol. 58, 373-391 (2013).</li><li>Den Otter, C. J., Behan, M., Maes, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+cell+response+in+female+Pieris+brassicae.+(Lepidoptera:+Pieridae)+to+plant+volatiles+and+conspecific+egg+odours.">Single cell response in female Pieris brassicae. (Lepidoptera: Pieridae) to plant volatiles and conspecific egg odours.</a> J Insect Physiol. 26 (7), 465-472 (1980).</li><li>Levinson, H. Z., Levinson, A. R., Muller, B., Steinbrecht, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+of+sensilla,+olfactory+perception,+and+behavior+of+the+bed+bug,+Cimex+lectularius.,+in+response+to+its+alarm+pheromone.">Structural of sensilla, olfactory perception, and behavior of the bed bug, Cimex lectularius., in response to its alarm pheromone.</a> J Insect Physiol. 20 (7), 1231-1248 (1974).</li><li>Harraca, V., Ignell, R., L&#246;fstedt, C., Ryne, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+antennal+olfactory+system+of+the+bed+bug+(Cimex+lectularius).">Characterization of the antennal olfactory system of the bed bug (Cimex lectularius).</a> Chem Senses. 35 (3), 195-204 (2010).</li><li>Liu, F., Haynes, K. F., Appel, A. G., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+olfactory+sensilla+responses+to+insect+chemical+repellents+in+the+common+bed+bug,+Cimex+lectularius.">Antennal olfactory sensilla responses to insect chemical repellents in the common bed bug, Cimex lectularius.</a> J Chem Ecol. 40 (6), 522-533 (2014).</li><li>Olson, J. F., Moon, R. D., Kells, S. A., Mesce, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology,+ultrastructure+and+functional+role+of+antennal+sensilla+in+off-host+aggregation+by+the+bed+bug,+Cimex+lectularius.">Morphology, ultrastructure and functional role of antennal sensilla in off-host aggregation by the bed bug, Cimex lectularius.</a> Arthropod Struct Dev. 43 (2), 117-122 (2014).</li><li>Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30 (2), 537-552 (2001).</li><li>Qiu, Y. T., Loon, J. J. A., Takken, W., Meijerink, J., Smid, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+coding+in+antennal+neurons+of+the+malaria+mosquito,+Anopheles+gambiae.">Olfactory coding in antennal neurons of the malaria mosquito, Anopheles gambiae.</a> Chem Senses. 31 (9), 845-863 (2006).</li><li>Ghaninia, M., Ignell, R., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+classification+and+central+nervous+projections+of+olfactory+receptor+neurons+housed+in+antennal+trichoid+sensilla+of+female+yellow+fever+mosquito,+Aedes+aegypti.">Functional classification and central nervous projections of olfactory receptor neurons housed in antennal trichoid sensilla of female yellow fever mosquito, Aedes aegypti.</a> Eur J Neurosci. 26 (6), 1611-1623 (2007).</li><li>Hill, S. R., Hanson, B. S., Ignell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+antennal+trichoid+sensilla+from+female+southern+house+mosquito,+Culex+quinquefasciatus+Say.">Characterization of antennal trichoid sensilla from female southern house mosquito, Culex quinquefasciatus Say.</a> Chem Senses. 34 (3), 231-252 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

تم تقنية Sensillum واحدة تستخدم على نطاق واسع تسجيل في اختبار الاستجابات العصبية من الحشرات مثل ذباب الفاكهة والبعوض والبق الفراش للمؤثرات الكيميائية المختلفة في البيئة. وغالبا ما حل هذه المحفزات الكيميائية وتخفيفه في مذيب المشترك من أجل إعداد جرعات مختلفة من العلاجات....

علة السرير المشترك البق الفراشي L (نصفيات الجناح: البقيات)، باعتباره طفيلي خارجي مؤقت، هو حشرة تمتص الدم ملزمة، مما يعني بقائهم على قيد الحياة، والتنمية، والاستنساخ تتطلب مصادر الدم من المضيفين، بما في ذلك كل من البشر والحيوانات 1،2. على الرغم من انتقال الفيروس نادرا ما يتم الإبلاغ بسبب C. الفراشي، وإزعاج العض التي تم إنشاؤها بواسطة الإصابة يؤثر على محمل الجد المضيفين على حد سواء جسديا ونفسيا 3. إدخال واستخدام واسع النطاق للمبيدات الحشرية الكيميائية، خصوصا مادة الدي دي تي، خفضت خطر من المناطق الموبوءة ونهاية تفشي 1950s كانت في مثل هذا المستوى المتدني أنها لم تعد تشكل قلقا خطيرا العام. ومع ذلك، فقد أدى عدد من العوامل الممكنة لعودة السكان في بق الفراش في جميع أنحاء العالم، مثل تقلص استخدام المبيدات الحشرية، وانخفاض الوعي العام، وزيادة النشاط السفر، وتطور مقاومة للمبيدات الحشرية 4-9. &lt;/ P&gt; تم الكشف عن العظة الكيميائية في البيئة ومعترف بها من قبل الحشرات من خلال أجهزة الشم مثل الهوائيات وpalps العلوية. وحاسة الشم الشعيرات على الهوائيات الحشرات تلعب دورا حاسما في الكشف عن هذه الاشارات الكيميائية. الجزيئات الكيميائية تدخل بشرة antennal من خلال المسام على سطح بشرة. الرائحة البروتينات ملزمة في مأزق الليمفاوية antennal لهذه الجزيئات الكيميائية ونقلها على مستقبلات الرائحة 10. يتم التعرف على مستقبلات الرائحة وزملائهم في مستقبلات من قناة الموجبة أيون غير انتقائية على الغشاء العصبي، والتي سيتم استقطابها مرة واحدة هذه الجزيئات الكيميائية من قبل مستقبلات الرائحة 11. وقد وضعت تسجيل sensillum واحد (SSR) للكشف عن تغيير خارج الخلية في إمكانات العمل الناجمة عن تطبيق أي من المحفزات الكيميائية أو غير الكيميائية. عن طريق إدراج القطب تسجيل في الليمفاوية Sensillum و، والقطب المرجعيةفي أي جزء آخر من الجسم الحشرات (عادة إما عيونا أو البطن)، ومعدل اطلاق النار من الخلايا العصبية في استجابة للمؤثرات يمكن تسجيل 12. تغييرات في عدد من المسامير تمثل حساسية الحشرات للمؤثرات محددة. والمحفزات الكيميائية الهويات وتركيز مختلفة تثير استجابات عصبية مختلفة، مع معدلات اطلاق مختلفة وهياكل مؤقتة، وبالتالي يمكن استخدامها لتحقيق عملية الترميز للحشرة لمواد كيميائية معينة. لعلة السرير المشترك، سواء الاستغلال الجنسي تتقاسم نفس النمط من الشعيرات حاسة الشم على هوائيات: تسعة مخدد الشعيرات ربط C، +29 يشبه الشعر E (E1 و E2) الشعيرات، وزوج واحد لكل من Dα، Dβ، Dγ ربط سلس الشعيرات 13،14. كما تم التعرف على الخلايا العصبية متعددة في كل نوع من Sensillum و، فإنه ليس من السهل التمييز بين إمكانات العمل من الخلايا العصبية المختلفة الموجودة في نفس Sensillum و، وذلك لهذه التجربة TOTAاحصي أرقام لتر من إمكانات العمل خارج الخط لفترة ميللي ثانية 500 قبل وبعد التحفيز. ثم تم طرح عدد من إمكانات العمل بعد التحفيز من عدد من إمكانات العمل قبل التحفيز وتضاعفت من قبل اثنين من أجل قياس التغيرات في معدل اطلاق النار في كل Sensillum والأفراد في المسامير في الثانية 15.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1064">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:299px;">Tungsten wire</td>
			<td style="width:139px;">A-M SYSTEMS</td>
			<td style="width:117px;">#716500</td>
			<td style="width:511px;">Used for preparing the electrode</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">KNO2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>#310484</td>
			<td>Used for sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">AC Power Supply</td>
			<td>BK Precision</td>
			<td>1653A</td>
			<td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Leica Z6 APO Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>10447424</td>
			<td>Used for observing the sensilla on antennae</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Simulus controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>CS-55</td>
			<td>Used for controlling the stimulus application</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">4-Channel USB Acquisition Controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>IDAC-4</td>
			<td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Light Source</td>
			<td>SCHOTT</td>
			<td>A20500</td>
			<td>Providing light sources for observation</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Micromanupulator</td>
			<td>Leica</td>
			<td>115378</td>
			<td>Used for minor movement of electrode</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Speaker</td>
			<td>Juster</td>
			<td>95a</td>
			<td>Connected with Acquisition Controller IDAC-4 and providing sound for the signal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Magnetic stand</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>GJ-1</td>
			<td>Used to hold the reference electrode, stablized bed bug and stimulus delivery tube</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">TMC Vibration Isolation Table</td>
			<td>TMC</td>
			<td>63-500</td>
			<td>Used for isolating the vibration from the equipments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Coverslip</td>
			<td>Tedpella</td>
			<td>2225-1</td>
			<td>Used for holding the bed bug</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double-sided Tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>XT6110</td>
			<td>Used for stablizing the bed bug on the coverclip</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dental Wax</td>
			<td>Dentakit</td>
			<td>DK-R012</td>
			<td>Used for supporting the coverclip where bed bug is stablized&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals

النظام الشمي الحشرات تلعب دورا هاما في الكشف عن semiochemicals في البيئة. على وجه الخصوص، والشعيرات antennal التي تؤوي الخلايا العصبية واحدة أو متعددة في الداخل، وتعتبر لجعل مساهمة كبيرة في الاستجابة للمؤثرات الكيميائية. عن طريق تسجيل مباشرة إمكانات العمل في Sensillum وحاسة الشم بعد التعرض للمؤثرات، وتوفر تسجيل sensillum واحد (SSR) تقنية طريقة فعالة للتحقيق الردود العصبية من الحشرات للمؤثرات الكيميائية. لبق الفراش، وهو طفيل الإنسان سيئة السمعة، وقد اتسمت أنواع متعددة من Sensillum وحاسة الشم. في هذه الدراسة، أثبتنا الردود العصبية من بق الفراش الشعيرات حاسة الشم للمؤثرات الكيميائية اثنين والردود التي تعتمد على الجرعة إلى واحد منهم باستخدام طريقة SSR. هذا النهج يتيح للباحثين لإجراء الفحص المبكر لالمحفزات الكيميائية الفردية على بق الفراش حاسة الشم الشعيرات، والذي من شأنه أن يوفر معلومات قيمة للجمعةاإلمنائية الجديدة جاذبة بق الفراش أو طارد والفوائد جهود مكافحة بق الفراش.

تسجيل Sensillum واحد هو أسلوب التحقيق القوية المستخدمة في الدراسات من الحشرات البيئة الكيميائية وعلم وظائف الأعضاء العصبية. التحقيق في الاستجابات العصبية للحشرات لمركبات طيارة مختلفة، وخصوصا تلك التي يعتقد أنها مرتبطة بيئيا لبقاء وتطور الحشرات، لا ي?...

Watch this Scientific Journal Video about Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals at JoVE.com

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

باستخدام Sensillum واحدة تسجيل لكشف الردود الشم العصبية من بق الفراش لSemiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

using-single-sensillum-recording-to-detect-olfactory-neuron-responses

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.8K Views.  Auburn University. Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Video: Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

تحليل الردود من الخلايا العصبية الحسية الشمية ماوس باستخدام تسجيل Electroolfactogram الهواء المرحلة

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

Recording Behavioral Responses to Reflection in Crayfish

Social behavior depends on sensory input from the visual, mechanical and olfactory systems. One important issue concerns the relative roles of each sensory modality in guiding behavior. The role of visual inputs has been examined by isolating visual stimuli from mechanical and chemosensory stimuli. In some studies (Bruski &amp; Dunham, 1987: Delgado-Morales et al., 2004) visual inputs have been removed with blindfolds or low light intensity, and effects of remaining sensory modalities have been elucidated. An alternative approach is to study the effects of visual inputs in the absence of any appropriate mechanical and chemosensory cues. This approach aims to identify the exclusive role of visual inputs. 
We have used two methods to provide visual stimuli to crayfish without providing chemical and mechanical cues. In one method, crayfish are videotaped in an aquarium where half of the walls are covered in mirrors to provide a reflective environment, and the other half are covered in a non-reflective (matte finish) plastic. This gives the crayfish a choice between reflective and non-reflective environments. The reflective environment provides visual cues in the form of reflected images of the crayfish as it moves throughout half of the tank; these visual cues are missing from the non-reflective half of the tank. An alternative method is to videotape the behavior of crayfish in an aquarium separated by a smaller chamber at each end, with a crayfish in one small chamber providing visual cues and an inert object in the opposite small chamber providing visual input from a non-moving, non-crayfish source. 
Our published results indicate that responses of crayfish to the reflective environment depend on socialization and dominance rank. Socialized crayfish spent more time in the reflective environment and exhibited certain behaviors more frequently there than in the non-reflective environment; isolated crayfish showed no such differences. Crayfish that were housed in same-sex pairs developed a social rank of either dominant or subordinate. Responses to reflection differed between dominant and subordinate crayfish (May &amp; Mercier, 2006; May &amp; Mercier, 2007). Dominant crayfish spent more time on the reflective side, entered reflective corners more frequently and spent more time in reflective corners compared to the non-reflective side. Subordinate crayfish walked in reverse more often on the reflective side than on the non-reflective side. Preliminary data suggest similar effects from visual cues provided by a crayfish in a small adjoining chamber (May et al., 2008).

We have developed two methods for studying effects of visual cues on behavior in the absence of tactile and chemical cues. One method involves videotaping responses of crayfish to reflective walls in an aquarium; the other examines effects of visual inputs provided by a live crayfish behind a transparent partition.

تسجيل الاستجابات السلوكية للتفكير في جراد البحر

Social behavior depends on sensory input from the visual, mechanical and olfactory systems.  One important issue concerns the relative roles of each ...

Using a Comparative Species Approach to Investigate the Neurobiology of Paternal Responses

A goal of behavioral neuroscience is to identify underlying neurobiological factors that regulate specific behaviors. Using animal models to accomplish this goal, many methodological strategies require invasive techniques to manipulate the intensity of the behavior of interest (e.g., lesion methods, pharmacological manipulations, microdialysis techniques, genetically-engineered animal models). The utilization of a comparative species approach allows researchers to take advantage of naturally occurring differences in response strategies existing in closely related species. In our lab, we use two species of the Peromyscus genus that differ in paternal responses. The male California deer mouse (Peromyscus californicus) exhibits the same parental responses as the female whereas its cousin, the common deer mouse (Peromyscus maniculatus) exhibits virtually no nurturing/parental responses in the presence of pups. Of specific interest in this article is an exploration of the neurobiological factors associated with the affiliative social responses exhibited by the paternal California deer mouse. Because the behavioral neuroscience approach is multifaceted, the following key components of the study will be briefly addressed: the identification of appropriate species for this type of research; data collection for behavioral analysis; preparation and sectioning of the brains; basic steps involved in immunocytochemistry for the quantification of vasopressin-immunoreactivity; the use of neuroimaging software to quantify the brain tissue; the use of a microsequencing video analysis to score behavior and, finally, the appropriate statistical analyses to provide the most informed interpretations of the research findings.

The comparative species approach allows behavioral neuroscientists to explore various neurobiological factors associated with specific behaviors viewed as characteristic of a specific animal model. Taking advantage of naturally occurring differences in behavior between closely related species, this technique doesn&#x2019;t require invasive techniques to manipulate the expression of the behavior.

باستخدام المنهج المقارن الأنواع المعنية بالتحقيق في البيولوجيا العصبية للردود الأبوية

A goal of behavioral neuroscience is to identify underlying neurobiological factors that regulate specific behaviors.  Using animal models to accomplish ...

Odorant-induced Responses Recorded from Olfactory Receptor Neurons using the Suction Pipette Technique

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex behaviors such as food choice, predator, conspecific and mate recognition and other socially relevant cues. Olfactory receptor neurons (ORNs) are located in the dorsal part of the nasal cavity embedded in the olfactory epithelium. These bipolar neurons send an axon to the olfactory bulb (see Fig. 1, Reisert &amp; Zhao1, originally published in the Journal of General Physiology) and extend a single dendrite to the epithelial border from where cilia radiate into the mucus that covers the olfactory epithelium. The cilia contain the signal transduction machinery that ultimately leads to excitatory current influx through the ciliary transduction channels, a cyclic nucleotide-gated (CNG) channel and a Ca2+-activated Cl- channel (Fig. 1). The ensuing depolarization triggers action potential generation at the cell body2-4.
In this video we describe the use of the "suction pipette technique" to record odorant-induced responses from ORNs. This method was originally developed to record from rod photoreceptors5 and a variant of this method can be found at jove.com modified to record from mouse cone photoreceptors6. The suction pipette technique was later adapted to also record from ORNs7,8. Briefly, following dissociation of the olfactory epithelium and cell isolation, the entire cell body of an ORN is sucked into the tip of a recording pipette. The dendrite and the cilia remain exposed to the bath solution and thus accessible to solution changes to enable e.g. odorant or pharmacological blocker application. In this configuration, no access to the intracellular environment is gained (no whole-cell voltage clamp) and the intracellular voltage remains free to vary. This allows the simultaneous recording of the slow receptor current that originates at the cilia and fast action potentials fired by the cell body9. The difference in kinetics between these two signals allows them to be separated using different filter settings. This technique can be used on any wild type or knockout mouse or to record selectively from ORNs that also express GFP to label specific subsets of ORNs, e.g. expressing a given odorant receptor or ion channel.

Olfactory receptor neurons (ORNs) convert odor signals first into a receptor current that in turn triggers action potentials that are conveyed to second order neurons in the olfactory bulb. Here we describe the suction pipette technique to record simultaneously the odorant-induced receptor current and action potentials from mouse ORNs.

الرائحة التي يسببها الردود المسجلة من الخلايا العصبية مستقبلات الشم باستخدام تقنية شفط الماصة

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

طرق تسجيل متعددة الوحدات لوصف النشاط العصبي في الجراد (<em&gt; الجراد الصحراوي أمريكانا</em&gt;) الدوائر الشم

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

دليل ل<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; تسجيل وحدة واحدة من التي تم تحديدها Optogenetically القشرية التثبيطي Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

الطريقة الكهربية لالردود تسجيل بين الخلايا الجهد ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; خلايا مستقبلة للضوء وInterneurons إلى النور المحفزات<em&gt; في فيفو</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

A Free-breathing fMRI Method to Study Human Olfactory Function

The study of human olfaction is a highly complex and valuable field with applications ranging from biomedical research to clinical evaluation. Currently, evaluation of the functions of the human central olfactory system with functional magnetic resonance imaging (fMRI) is still a challenge because of several technical difficulties. There are some significant variables to take into account when considering an effective method for mapping the function of the central olfactory system using fMRI, including proper odorant selection, the interaction between odor presentation and respiration, and potential anticipation of or habituation to odorants. An event-related, respiration-triggered olfactory fMRI technique can accurately administer odorants to stimulate the olfactory system while minimizing potential interference. It can effectively capture the precise onsets of fMRI signals in the primary olfactory cortex using our data post-processing method. The technique presented here provides an efficient and practical means for generating reliable olfactory fMRI results. Such a technique can ultimately be applied in the clinical realm as a diagnostic tool for diseases associated with olfactory degeneration, including Alzheimer&#39;s and Parkinson&#39;s disease, as we begin to further understand the complexities of the human olfactory system.

We present the technical challenges and solutions for obtaining reliable functional magnetic resonance imaging (fMRI) data from the human central olfactory system. This includes special considerations in olfactory fMRI paradigm design, descriptions of fMRI data acquisition with an MRI-compatible olfactometer, odorant selection, and a special software tool for data post-processing.

A التنفس-- التنفس طريقة الرنين المغناطيسي الوظيفي لدراسة وظيفة الإنسان الشمية

The study of human olfaction is a highly complex and valuable field with applications ranging from biomedical research to clinical evaluation. Currently, ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.