ويدعم هذا العمل بمنحه من "مؤسسة العلوم الطبيعية الوطنية الصينية" (No.31472037). أي ذكر للأسماء التجارية أو المنتجات التجارية في هذه المادة هو فقط لغرض توفير معلومات محددة ولا ينطوي توصية.

1-إعداد الصكوك والحشرات
<ol><li>
إعداد التنغستن الأقطاب الكهربائية والمحفزات الحلول
	<ol>
<li>إصلاح سلك تنغستن جديدة (قطر 0.125 مم وطول 75 مم) إلى ميكرومانيبولاتور وشحذ في محلول 10% (w/v) والنتريت (نانو2) صوديوم في حقنه في 10 الخامس المقدمة من إمدادات طاقة لحوالي 1 دقيقة تحت ستيريوميكروسكوبي (40 X التكبير).</li>
		<li>تراجع سلك التنغستن شحذ مرارا وتكرارا إلى 10% نانو2 الحل، حوالي 4 ملم في 5 الخامس في < 1 دقيقة (الشكل 1A).</li>
		<li>دراسة قطر تلميح التنغستن شحذ غالباً تحت ستيريوميكروسكوبي حتى أنه بخير ما فيه الكفاية لاختراق بشرة الجراد المالي سينسيلوم حاسة الشم (الشكل 1B).</li>
		<li>إعداد الحلول التحفيز. تمييع كل المواد الكيميائية التحفيز في الزيوت المعدنية. 1-نونانول مخفف وحمض نونانويك في تخفيف نسبة 10 في المائة. تمييع ه-2-هيكسينال وهيكسانال على 10-2و 10-3، 10-4و 10-5.</li>
		<li>إعداد باستور أنابيب تحمل المحفزات: إدراج شرائح ورق الترشيح (طول 2 سم وعرض 0.5 سم) في أنابيب باستور، إضافة الحلول التحفيز المخفف (كل 10 ميليلتر) إلى ورق الترشيح الشرائط، وقم بتوصيل أنابيب باستور مع نصائح ماصة (1 مل).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
إعداد الحشرة
	<ol>
<li>الجراد من الخلف (ميجراتوريا لوكوستا) مع شتلات جديدة من القمح تحت ظروف مزدحمة في رطوبة النسبية 60% ودرجة حرارة من 28-30 درجة مئوية، وكبيرة من 18:6 ح (الضوء: الظلام). اختر من 1 إلى 3 يوم-عمرها 5th instar الحوريات الجراد وإزالة الهوائيات مع مقص جيد لتجنب أي تدخل عند التسجيل.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
إعداد الجراد حامل المالي فكي علوي
	<ol>
<li>استخدام شريحة زجاجية (25 مم × 75 مم) كقاعدة لصاحب المالي فكي علوي (ميل في الساعة). إرفاق قطعة بلاستيكية (1 مم في الارتفاع، 10 مم في العرض، 35 ملم في الطول) إلى زاوية الشريحة الزجاجية بشريط لاصق الوجهين، وأخيراً إصلاح زجاج الغطاء (18 ملم × 18 ملم) على رأس هذه القطعة البلاستيكية بشريط لاصق الوجهين. ضع قطعة صغيرة من الشريط المطاط الأحمر على الزجاج غطاء كطبقة غير قابلة للانزلاق. وتشكل قطعة البلاستيك والزجاج غطاء منهاج المالي الجراد. ارتفاع المنصة حوالي 1.5 مم.</li>
		<li>تثبيت سلك تنغستن (قطر 0.125 مم، وطول 36 ملم) على مسافة من 1.5 مم موازية إلى الداخل الحافة لمنهاج العمل. إصلاح طرفي السلك إلى ساحة بشريط لاصق الوجهين.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2-إعداد الجراد بالبس فكي علوي
<ol><li>قطع أنبوب الطرد مركزي (1.5 مل) عمودياً في نصف وقطع الجزء السفلي. مكان الجراد في أنبوب المعدة. مغادرة المنطقة البطني ورأسه الجراد يتعرض. إصلاح الجمعية العامة على الشريحة الزجاجية بشريط لاصق الوجهين (الشكل 2A).</li>
	<li>سحب المالي الحق فكي علوي على النظام الأساسي.</li>
	<li>وضع سلك التنغستن في الجزء الرابع من المالي. ضع المعجون لاصقة على كل جانب من سلك التنغستن، حوالي 2 مم من المالي فكي علوي (الشكل 2 ألف و 2 باء).</li>
</ol>3-واحد سينسيلوم التسجيلات
<ol><li>مكان إعداد الجراد المالي فكي علوي تحت مجهر تكبير منخفضة (100 X). ضبط موضع الإعداد حتى المالي عمودي على مسرى التسجيل (الشكل 3A).</li>
	<li>إدراج مسرى مرجع (التنغستن القطب) في العين الجراد باستخدام ميكرومانيبولاتور. نقل التسجيل الكهربائي (التنغستن القطب) قريبة من المالي فكي علوي مع ميكرومانيبولاتور (الشكل 3 و 3 ج).</li>
	<li>ضبط الجهاز التسليم رائحة إلى حوالي 1 سم من المالي فكي علوي (الشكل 3B).</li>
	<li>فتح برنامج التسجيل التلقائي سبايك 32. تعيين معلمات التسجيل على النحو التالي: جدول تسجيل على 500 µV؛ قطع عالية من عامل التصفية على 300 هرتز، قطع منخفضة على 200 هرتز؛ وفي بريتريجير في 10 s.</li>
	<li>قم بتوصيل مسرى التسجيل 10 × العالمي كهربية مكبر للصوت.</li>
	<li>التبديل المجهر لتكبير عالية (500 X). إدراج مسرى التسجيل في قاعدة سينسيلوم باسيكونيك على المالي فكي علوي وضبط دقة مسرى التسجيل للحصول على طفرات عفوية جيدة (3D الشكل).</li>
	<li>فتح وحدة تحكم حافزا لتسليم تيار هواء مستمر في 20 مل/س. تعيين وقت التحفيز لإشارات سجل س 1 ل 10 ق، ابتداء من 10 s قبل بداية نبض التحفيز.</li>
	<li>استخدام مكبر الصوت كهربية عالمي 10 x لتضخيم الإشارات. تغذية الإشارات في 4 إيداك. تحليل الإشارات مع البرنامج 32 سبايك السيارات. إشارات AC الفرقة-تمرير تصفية بين 200 إلى 300 هرتز. استخدام السيارات سبايك 32 لتمييز ستريك الذروة للحوض من الضوضاء. حساب الردود الواردة من الخلايا العصبية كالزيادات في إمكانات العمل ترددات (طفرات في الثانية الواحدة) على مدى الترددات عفوية. إجراء تحليل إحصائي باستخدام 7 المنشور جرافباد.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control.">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li><li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+insects:+roles+of+receptors,+binding+proteins,+and+degrading+enzymes.">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annual Review of Entomology. 58, 373-391 (2013).</li><li>Zhang, J., Walker, W. B., Wang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromone+reception+in+moths:+from+molecules+to+behaviors.">Pheromone reception in moths: from molecules to behaviors.</a> Progress in Molecular Biology and Translational Science. 130, 109-128 (2015).</li><li>Vosshall, L. B., Amrein, H., Morozov, P. S., Rzhetsky, A., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+spatial+map+of+olfactory+receptor+expression+in+the+Drosophila+antenna.">A spatial map of olfactory receptor expression in the Drosophila antenna.</a> Cell. 96 (5), 725-736 (1999).</li><li>Benton, R., Vannice, K. S., Gomez-Diaz, C., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variant+ionotropic+glutamate+receptors+as+chemosensory+receptors+in+Drosophila.">Variant ionotropic glutamate receptors as chemosensory receptors in Drosophila.</a> Cell. 136 (1), 149-162 (2009).</li><li>Vosshall, L. B., Stocker, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+architecture+of+smell+and+taste+in+Drosophila.">Molecular architecture of smell and taste in Drosophila.</a> Annual Review of Neuroscience. 30, 505-533 (2007).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Roelofs, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+pheromone+production+and+perception+in+European+corn+borer+moths+is+determined+by+both+autosomal+and+sex-linked+genes.">Sex pheromone production and perception in European corn borer moths is determined by both autosomal and sex-linked genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7585-7589 (1987).</li><li>Larsson, M. C., Leal, W. S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+receptor+neurons+detecting+plant+odours+and+male+volatiles+in+Anomala+cuprea+beetles+(Coleoptera:+Scarabaeidae).">Olfactory receptor neurons detecting plant odours and male volatiles in Anomala cuprea beetles (Coleoptera: Scarabaeidae).</a> Journal of Insect Physiology. 47 (9), 1065-1076 (2001).</li><li>Zhang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+basis+of+alarm+pheromone+detection+in+aphids.">Molecular basis of alarm pheromone detection in aphids.</a> Current Biology. 27 (1), 55-61 (2017).</li><li>Cui, X., Wu, C., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+response+patterns+of+16+olfactory+neurons+from+the+trichoid+sensilla+to+odorant+from+fecal+volatiles+in+the+locust,+Locusta+migratoria+manilensis.">Electrophysiological response patterns of 16 olfactory neurons from the trichoid sensilla to odorant from fecal volatiles in the locust, Locusta migratoria manilensis.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 77 (2), 45-57 (2011).</li><li>Sharma, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cuticular+hydrocarbon+pheromones+for+social+behavior+and+their+coding+in+the+ant+antenna.">Cuticular hydrocarbon pheromones for social behavior and their coding in the ant antenna.</a> Cell Reports. 12 (8), 1261-1271 (2015).</li><li>de Bruyne, M., Clyne, P. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+a+model+olfactory+organ:+the+Drosophila+maxillary+palp.">Odor coding in a model olfactory organ: the Drosophila maxillary palp.</a> Journal of Neuroscience. 19 (11), 4520-4532 (1999).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maxillary+palps+are+broad+spectrum+odorant+detectors+in+Culex+quinquefasciatus.">Maxillary palps are broad spectrum odorant detectors in Culex quinquefasciatus.</a> Chemical Senses. 32 (8), 727-738 (2007).</li><li>Lu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Current Biology. 17 (18), 1533-1544 (2007).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> Journal of Visualized Experiments. 36, e1725 (2010).</li><li>Grant, A. J., Wigton, B. E., Aghajanian, J. G., O'Connell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+receptor+neurons+in+mosquito+maxillary+palp+sensilla+to+carbon+dioxide.">Electrophysiological responses of receptor neurons in mosquito maxillary palp sensilla to carbon dioxide.</a> Journal of Comparative Physiology A. 177 (4), 389-396 (1995).</li><li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ultrastructure+of+an+olfactory+sensillum+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.).">The ultrastructure of an olfactory sensillum on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.).</a> Cell and Tissue Research. 184 (3), 397-409 (1977).</li><li>Hassanali, A., Njagi, P. G. N., Bashir, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+ecology+of+locusts+and+related+acridids.">Chemical ecology of locusts and related acridids.</a> Annual Review of Entomology. 50, 223-245 (2005).</li><li>Chapman, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+chemoreception+in+feeding+by+phytophagous+insects.">Contact chemoreception in feeding by phytophagous insects.</a> Annual Review of Entomology. 48, 455-484 (2003).</li><li>Chapman, R. F., Sword, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+palpation+in+food+selection+by+a+polyphagous+grasshopper+(Orthoptera:+Acrididae).">The importance of palpation in food selection by a polyphagous grasshopper (Orthoptera: Acrididae).</a> Journal of Insect Behavior. 6, 79-91 (1993).</li><li>Winstanley, C., Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemosensory+mechanisms+of+locusts+in+relation+to+feeding.">Chemosensory mechanisms of locusts in relation to feeding.</a> Entomologia Experimentalis et Applicata. 24, 750-758 (1978).</li><li>Blaney, W., Duckett, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+significance+of+palpation+by+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.):+an+electrophysiological+and+behavioural+study.">The significance of palpation by the maxillary palps of Locusta migratoria (L.): an electrophysiological and behavioural study.</a> Journal of Experimental Biology. 63, 701-712 (1975).</li><li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+the+terminal+sensilla+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.)+to+some+electrolytes+and+non-electrolytes.">Electrophysiological responses of the terminal sensilla on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.) to some electrolytes and non-electrolytes.</a> Journal of Experimental Biology. 60, 275-293 (1974).</li><li>Jin, X., Zhang, S., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+odorant-binding+and+chemosensory+proteins+and+spatial+map+of+chemosensilla+on+labial+palps+of+Locusta+migratoria+(Orthoptera:+Acrididae).">Expression of odorant-binding and chemosensory proteins and spatial map of chemosensilla on labial palps of Locusta migratoria (Orthoptera: Acrididae).</a> Anthropod Structure &amp; Development. 35 (1), 47-56 (2006).</li><li>Zhang, L., Li, H., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+olfactory+pathways+to+detect+aldehydes+on+locust+mouthpart.">Two olfactory pathways to detect aldehydes on locust mouthpart.</a> International Journal of Biological Sciences. 13 (6), 759-771 (2017).</li><li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+channels+associated+with+the+Drosophila+maxillary+palp+mediate+short-+and+long-range+attraction.">Olfactory channels associated with the Drosophila maxillary palp mediate short- and long-range attraction.</a> eLife. 5, e14925 (2016).</li><li>Bohbot, J. D., Sparks, J. T., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maxillary+palp+of+Aedes+aegypti,+a+model+of+multisensory+Integration.">The maxillary palp of Aedes aegypti, a model of multisensory Integration.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 48, 29-39 (2014).</li><li>Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+labellar+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla.</a> Journal of Visualized Experiments. 84, e51355 (2014).</li><li>Ng, R., Lin, H. H., Wang, J. W., Su, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+trichoid+sensilla+in+response+to+odorants+of+low+volatility.">Electrophysiological recording from Drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility.</a> Journal of Visualized Experiments. 125, e56147 (2017).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system.">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> Journal of Visualized Experiments. 49, e2489 (2011).</li><li>Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recording+methods+to+characterize+neural+activity+in+the+locust+(Schistocerca+Americana)+olfactory+circuits.">Multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (Schistocerca Americana) olfactory circuits.</a> Journal of Visualized Experiments. 71, e50139 (2013).</li><li>Liu, F., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+single+sensillum+recording+to+detect+olfactory+neuron+responses+of+bed+bugs+to+semiochemicals.">Using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals.</a> Journal of Visualized Experiments. 107, e53337 (2016).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

الحشرات تعتمد على بالبس لكشف روائح المواد الغذائية، وبها بالبس ويعتقد أن تلعب دوراً هاما في انتواع13،27. Palps أجهزة الشم بسيطة وهي تلقي اهتماما متزايداً كنموذج جذاب للاستكشاف نيوروموليكولار الشبكات الأساسية تشيموسينسيشن28.
حشرة ل?...

وقد تطورت الحيوانات مجموعة من أجهزة تشيموسينسوري أن معنى الرموز الكيميائية خارجية. في الحشرات، هي أهم الأجهزة تشيموسينسوري الهوائيات وبالبس. في هذه الأجهزة، يتم معصب عدة أنواع من الشعر تشيموسينسوري، سينسيلا تشيموسينسوري، ودعا بالخلايا العصبية تشيموسينسوري (المذكرات) داخل الشعر. مذكرات في سينسيلا تشيموسينسوري الاعتراف بالإشارات الكيميائية المحددة عن طريق توصيل الإشارة من المحفزات الكيميائية بالإمكانات الكهربائية التي يتم نقلها في وقت لاحق حتى أنظمة العصبي المركزي1،2،3 .
مذكرات التعبير عن مختلف تشيموسينسوري مستقبلات [مثلاً، مستقبلات الرائحة (أملاح الإماهة الفموية)]، إيونوتروبيك المستقبلات (IRs)، ومستقبلات تذوق (الموارد الوراثية) في هذه الأغشية، التي ترميز خارجية الإشارات الكيميائية المرتبطة بأنواع مختلفة من تشيموسينسيشن 45،،6. وصف مذكرات هو المفتاح للكشف عن الآليات الجزيئية والخلوية للحشرات تشيموريسيبشن. الآن تسجيل سينسيلوم واحد (SSR) تقنية تستخدم على نطاق واسع لوصف الحشرة مذكرات في سينسيلا باللوامس للعديد من الحشرات، بما في ذلك الذباب7، خنافس العث8،9،10من المن،11من الجراد، و 12من النمل. ومع ذلك، طبقت دراسات قليلة إصلاح قطاع الأمن للحشرات بالبس13،14،15،،من1617، نظراً لجعل هياكل خاصة بهم سينسيلا تسجيل الكهربية صعبة18.
أسراب الجراد (أورثوبتيرا) غالباً ما تسبب أضرار خطيرة المحاصيل والخسائر الاقتصادية19. ويعتقد palps تلعب دوراً هاما في اختيار الأغذية من الجراد20،،من2122،،من2324. بالمسح الإلكتروني المجهري (SEM) التحقيق في نوعين من سينسيلا تشيموسينسوري. عادة، يتم مراعاة كاتيكا سينسيلا 350 وباسيكونيكا سينسيلا 7-8 في كل قبة palps الجراد18. كاتيكا سينسيلا هي سينسيلا تطرب أن معنى الرموز الكيميائية غير متقلبة، في حين باسيكونيكا سينسيلا وظيفة حاسة الشم، والاستشعار من الإشارات الكيميائية المتطايرة.
في palps الجراد، أقطار مأخذ الشعر من باسيكونيكا سينسيلا (ca. 12 ميكرومتر)، أكبر بكثير من تلك التي كاتيكا سينسيلا (ca. 8 ميكرومتر)18،25. الجدار كوتيكولار من باسيكونيكا سينسيلا على بالبس أكثر سمكا كثيرا من أن سينسيلا باللوامس18. وبالإضافة إلى ذلك، قد قبة المالي محتويات السوائل داخل بشرة مرنة للغاية. وهذه الخصائص يعني أن اختراق مع ميكروليكترودي وامتلاك الإشارات الكهربية الجيدة أكثر صعوبة من أجل سينسيلا باللوامس. في هذه الورقة، يقدم بروتوكول الاشتراكية السوفياتية مفصلة وفعالة للغاية للجراد المالي سينسيلا باسيكونيكا مع فيديو.

<table><tbody><tr><td>Tungsten wire</td><td>ADVENT</td><td>W559504</td><td>Used for making the electrode and fixing the palp</td></tr><tr><td>NaNO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-aldrich</td><td>563218-25G</td><td>Used for sharpening the tungsten wire</td></tr><tr><td>AC Power Supply</td><td>Syntech</td><td>A2-70</td><td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Motic</td><td>SMZ-163</td><td>Used for observing the sharpening of tungsten wire</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus</td><td>W-51</td><td>Used for observing the sensilla on locust maxillary palp</td></tr><tr><td>Intelligent Data Acquisition Controller</td><td>Syntech</td><td>IDAC-4</td><td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td></tr><tr><td>Stimulus controller</td><td>Syntech</td><td>CS-55</td><td>Used for controlling the stimulus application</td></tr><tr><td>Electronic micromanipulator</td><td>C.M.D.T</td><td>CFT-8301D</td><td>Used for minor movement of the recording electrode</td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Narishige</td><td>MN-151</td><td>Used for minor movement of the reference electrode</td></tr><tr><td>Speaker</td><td>EDIFIER</td><td>R101T06</td><td>Connected with IDAC-4 and providing sound for the signal</td></tr><tr><td>Magnetic base</td><td>PDOK</td><td>PD-101</td><td>Used to hold the electrode, and stimulus delivery tube</td></tr><tr><td>Vibration Isolation Table</td><td>TianHe</td><td>HAP-100-1208</td><td>Used for isolating the vibration from the equipment</td></tr><tr><td>Glass slide</td><td>CITOGLAS</td><td>ZBP-407</td><td>Used for making the base for the MPH</td></tr><tr><td>Blu-tack</td><td>Bostik</td><td>Blu-tack-45g</td><td>Fixing the tungsten wire</td></tr><tr><td>Pasteur tube</td><td>YARE</td><td>WITEG</td><td>Placing the filter paper containing stimuli stimulus solutions</td></tr></tbody></table>

single sensillum recordings for locust palp sensilla basiconica

تعتبر بالبس فمها الجراد الأجهزة تطرب التقليدية، التي تلعب دوراً مهما في اختيار الأغذية الجراد، وبخاصة للكشف عن الإشارات الكيميائية غير متغير عن طريق تشايتيكا سينسيلا (المسمى سابقا سينسيلا المحطة الطرفية أو متوج سينسيلا). وهناك الآن تزايد الأدلة على أن هذه بالبس لها أيضا وظيفة حاسة الشم. مستقبلات الرائحة (LmigOR2) وملزم الرائحة بروتين (LmigOBP1) قد تم مترجمة في الخلايا العصبية والخلايا التبعي، على التوالي، في باسيكونيكا سينسيلا بالبس. واحد سينسيلوم تسجيل (SSR) يستخدم لتسجيل استجابات الخلايا العصبية مستقبلات الرائحة، وهو وسيلة فعالة لفحص يغاندس النشطة على مستقبلات الرائحة محددة. وتستخدم الاشتراكية السوفياتية في الدراسات الفنية من مستقبلات الرائحة في سينسيلا المالي. هيكل باسيكونيكا سينسيلا الموجود على قبة بالبس تختلف بعض الشيء عن هيكل تلك على الهوائيات. ولذلك، عند القيام إصلاح قطاع الأمن أودورانتس، بعض النصائح محددة قد تكون مفيدة للحصول على أفضل النتائج. في هذه الورقة، هو عرض بروتوكول مفصلة وفعالة للغاية إصلاح قطاع الأمن من الحشرات المالي سينسيلا باسيكونيكا.

يتم تحديد اثنين من المخططات سينسيلا (pb1 و pb2) على المالي فكي علوي الجراد تقوم على ديناميات مختلفة استجابة ل odorants الكيميائية (10% 1-نونانول وحمض نونانويك 10%). الخلايا العصبية في pb1 تنتج أكثر بكثير من طفرات إلى 1-نونانول مما لحمض نونانويك بينما الخلايا العصبية في pb2 هي إلى حد كبير ...

Watch this Scientific Journal Video about Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica at JoVE.com

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

وتصف هذه الورقة بروتوكول مفصل وفعالة للغاية لتسجيلات سينسيلوم واحد من باسيكونيكا سينسيلا على بالبس من الحشرات فمها.

تسجيلات سينسيلوم واحدة للجراد المالي سينسيلا باسيكونيكا

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

single-sensillum-recordings-for-locust-palp-sensilla-basiconica

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.1K Views.  China Agricultural University. وتصف هذه الورقة بروتوكول مفصل وفعالة للغاية لتسجيلات سينسيلوم واحد من باسيكونيكا سينسيلا على بالبس من الحشرات فمها.

Video: Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

القياسات الكهربية من نظام العثة الشم

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the mid-ventral surface of all scorpions are two appendages called pectines, which have dense fields of mechano- and chemosensory peg sensilla5,6. One method for assessing chemoresponsiveness of these sensilla uses a tungsten electrode for extracellularly recording neural activity within a sensillum as a volatile odorant is introduced to the sensory field5,7. The limitations of this method include slow data collection and uncontrolled stimulant introduction to, and removal from, the peg field. To overcome these limitations, we developed a new tip-recording technique that uses nonpolar mineral oil as a medium through which to deliver water-based tastants to individual peg sensilla8,9. We have successfully applied this method to obtain sensillar chemoresponses to citric acid, ethanol, and salt. Here we describe the experimental protocol for such a study9. We think this new method may be useful for studying the response properties of other arthropod chemosensory systems, including those of insects10, 11 and crustaceans12.

This article describes an electrophysiological method for isolating chemical stimulation to individual sensilla via extracellular, tip-recordings under mineral oil.

الكهربية من عقرب الوتد Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the ...

Sample Preparation Method of Scanning and Transmission Electron Microscope for the Appendages of Woodboring Beetle

This report described sample preparation methods that scanning and transmission electron microscope observations, demonstrated by preparing appendages of the woodboring beetle, Chlorophorus caragana Xie &#38; Wang (2012), for both types of electron microscopy. The scanning electron microscopy (SEM) sample preparation protocol was based on sample chemical fixation, dehydration in a series of ethanol baths, drying, and sputter-coating. By adding Tween 20 (Polyoxyethylene sorbitan laurate) to the fixative and the wash solution, the insect body surface of woodboring beetle was washed more cleanly in SEM. This study&#39;s transmission electron microscopy (TEM) sample preparation involved a series of steps including fixation, ethanol dehydration, embedding in resin, positioning using fluorescence microscopy, sectioning, and staining. Fixative with Tween 20 enabled penetrate the insect body wall of woodboring beetle more easily than it would had been without Tween 20, and subsequently better fixed tissues and organs in the body, thus yielded clear transmission electron microscope observations of insect sensilla ultrastructures. The next step of this preparation was determining the positions of insect sensilla in the sample embedded in the resin block by using fluorescence microscopy to increase the precision of target sensilla positioning. This improved slicing accuracy.

In order to observe ultrastructure of insect sensilla, scanning and transmission electron microscopy (SEM and TEM, respectively) sample preparation protocol were presented in the study. Tween 20 was added into the fixative to avoid sample deformation in SEM. Fluorescence microscopy was helpful for improving slicing accuracy in TEM.

طريقة إعداد عينة من المسح الضوئي وانتقال المجهر الإلكتروني لزوائد خنفساء الخشب

This report described sample preparation methods that scanning and transmission electron microscope observations, demonstrated by preparing appendages of ...

Environment

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

طرق تسجيل متعددة الوحدات لوصف النشاط العصبي في الجراد (<em&gt; الجراد الصحراوي أمريكانا</em&gt;) الدوائر الشم

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

تسجيل الكهربية من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; Labellar طعم الشعيرات

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

باستخدام Sensillum واحدة تسجيل لكشف الردود الشم العصبية من بق الفراش لSemiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory Receptor Neurons (ORNs) housed in hair-like structures, called chemosensilla, of the antennae. On the ORNs&#39; membranes, Odorant Receptors (ORs) are believed to be involved in odor coding. Thus, being able to identify genes localized to the ORNs is necessary to recognize OR genes, and provides a fundamental basis for further functional in situ studies. The RNA expression levels of specific ORs in insect antennae are very low, and preserving insect tissue for histology is challenging. Thus, it is difficult to localize an OR to a specific type of sensilla using RNA in situ hybridization. In this paper, a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for lowly expressed OR genes of insects, is introduced. In addition, a specific OR gene was identified by conducting double-color fluorescent in situ hybridization experiments using a co-expressing receptor gene, Orco, as a marker.

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

This paper describes a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for low-level expressed Odorant Receptor (OR) genes, as well as other genes, in insect antennae using digoxigenin (DIG)-labeled or biotin-labeled probes.

توطين الجينات مستقبلات أودورانت في هوائيات الجراد بواسطة الحمض النووي الريبي<em&gt; في الموقع</em&gt; التهجين

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

تسجيل الكهربية من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; تريتشويد سنسيلا في الاستجابة ل أودورانتس من التقلب المنخفض

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

طريقة جديدة لتعزيز تحليل نشاط الخلايا العصبية لطعم الحشرات

Base Recording: A Technique for Analyzing Responses of Taste Neurons in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential food source, compounds from the food source enter through the pore and activate neurons within. For over 50 years, these responses have been recorded using a technique called tip recording. However, this method has major limitations, including the inability to measure neural activity before or after stimulus contact and the requirement for tastants to be soluble in aqueous solutions. We describe here a technique that we call base recording, which overcomes these limitations. Base recording allows the measurement of taste neuron activity before, during, and after the stimulus. Thus, it allows extensive analysis of OFF responses that occur after a taste stimulus. It can be used to study hydrophobic compounds such as long-chain pheromones that have very low solubility in water. In summary, base recording offers the advantages of single-sensillum electrophysiology as a means of measuring neuronal activity - high spatial and temporal resolution, without the need for genetic tools - and overcomes key limitations of the traditional tip recording technique.

تسليط الضوء على المؤلف: التقدم في الاستقبال الكيميائي - من مستقبلات رائحة الحشرات إلى الحمض النووي الريبي غير المشفر

A rarely used method of electrophysiological recording, base recording, allows analysis of features of taste coding that cannot be examined by conventional recording methods. Base recording also allows the analysis of taste responses to hydrophobic stimuli that cannot be studied using traditional electrophysiological methods.

التسجيل الأساسي: تقنية لتحليل استجابات الخلايا العصبية الذوقية في ذبابة الفاكهة

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential ...

تسجيلات سينسيلوم واحدة للجراد المالي سينسيلا باسيكونيكا

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية

القياسات الكهربية من نظام العثة الشم

الكهربية من عقرب الوتد Sensilla

طريقة إعداد عينة من المسح الضوئي وانتقال المجهر الإلكتروني لزوائد خنفساء الخشب

طرق تسجيل متعددة الوحدات لوصف النشاط العصبي في الجراد (

تسجيل الكهربية من

باستخدام Sensillum واحدة تسجيل لكشف الردود الشم العصبية من بق الفراش لSemiochemicals

توطين الجينات مستقبلات أودورانت في هوائيات الجراد بواسطة الحمض النووي الريبي

تسجيل الكهربية من

التسجيل الأساسي: تقنية لتحليل استجابات الخلايا العصبية الذوقية في ذبابة الفاكهة