نشكر يي تشانغ للمساعدة في آثار عينة و تين كي تسانغ للمساعدة في الصور. وأيد هذا العمل من قبل مؤسسة راي توماس إدواردز جائزة الوظيفي المبكر ومنح المعاهد الوطنية للصحة (R01DC015519) إلى C.-يس والمنح المعاهد الوطنية للصحة (R01DC009597 و R01DK092640) ل جو

1. إعداد الأجهزة ل at4 تسجيل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام أداة ماصة مجتذب لإعداد أقطاب مع الشعيرات الدموية الزجاج ألومينوسيليكات (أود 1.0 ملم، إد 0.64 ملم). حادة غيض من القطب إشارة قليلا مع زوج من ملقط غرامة لتسهيل الإدراج في كليبيوس من الطاير ( أي لوحة مدورة في الجزء الأمامي من رئيس ذبابة، فوق الفم). ملاحظة: تم استخدام الذكور وت البالغ من العمر 7 أيام (برلين) في هذه الدراسة. استخدام أهل محلول ملحي 14 كما بالكهرباء لكلا الأقطاب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 1 L من AHL عن طريق خلط 900 مل من الماء المقطر مع 6.312 غرام من كلوريد الصوديوم، 0.373 غرام من بوكل، 0.337 غرام من NaHCO 3، 0.1120 غرام من ناه 2 PO 4، 1.892 غرام من طرهالوز ּ 2 H 2 O، 3.423 غرام من السكروز، 1.192 غرام من هيبيس، و 8.2 مل من 1M مغكل 2 . باستخدام الماء المقطر، وجلب الحجم الإجمالي يصل إلى 1 L. جلب الرقم الهيدروجيني إلى 7.4 باستخدام 1 N هيدروكسيد الصوديوم وتعقيم الحل معفراغ-- يحركها نظام تصفية. للتخزين على المدى الطويل، والحفاظ على أليكوتس أهل في 4 درجات مئوية. ملاحظة: تسليم متسقة من حمض بالميتوليك تتوقف على التوحيد بين خراطيش. فمن الأهمية بمكان أن يتم تجميع كل خرطوشة بطريقة استنساخه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام شفرة حلاقة، إزالة 0.9 سم من غيض من 200 ميكرولتر ماصة طرف لإنشاء أول خرطوشة القسم، قياس 4.1 سم؛ الرجوع إلى أبعاد مفصلة في الشكل 1A . استخدام آخر 200 ميكرولتر ماصة طرف وإزالة 1.7 سم و 1.5 سم من طرف والقاعدة، على التوالي، لإنشاء قسم خرطوشة الثاني، وقياس 1.8 سم ( الشكل 1A ). استخدام مسطرة لضمان استنساخه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ⅛ &quot;ثقب الناخس لقطع أقراص من ورقة الترشيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدم ملقط لوضع قرص ورق الترشيح في طرف قسم الخرطوشة الثاني. تأكيد بصريا أن هناك فتحة في طرف خرطوشة التي يمكن أن تمر الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق مقاطع خرطوشة الأولى والثانية معا، كما هو مبين في الشكل 1A . زاوية قسم خرطوشة الثاني النزولي لتسهيل ساحة تهدف إلى الإعدادية ( الشكل 1B ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل خرطوشة مع أنبوب تسليم الرائحة، التي شنت على ميكرومانيبولاتور. ملاحظة: هذا التصميم يسمح خرطوشة لتكون سويفلد الخارج لتسهيل تبادل ( الشكل 1C ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين تدفق الهواء ترطيب مستمر إلى 2 لتر / دقيقة في وحدة تحكم كتلة واحدة وتدفق الرائحة إلى 500 مل / دقيقة في وحدة تحكم كتلة أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام البرنامج (انظر جدول المواد )، برنامج الإجراء لإدارة نفخة رائحة مس 500. </li></ol> 2. إعداد بالميتوليك حمض أودورانت حلول للتسليم ملاحظة: Or47b ORNs الرد على كل من رابطة الدول المستقلة - وحمض -palmitoleic غير المشبعة. كما حمض بالميتوليك غير مستقر في RT، يتم تخزين الأسهم في -20 درجة مئوية وتستخدم في غضون شهر عند الافتتاح. الإيثانول هو المذيب المفضل للحمض بالميتوليك. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام خلاط دوامة لخلط بدقة 10 ميكرولتر من المخزونات cis- أو ترانس- بالميتوليك حمض أو التخفيفات مع 90 ميكرولتر من الايثانول بنسبة 100٪ لمدة 10 أضعاف التخفيفات المسلسل في 1.7 مل ميكروتوبس. إعداد التخفيفات حمض بالميتوليك جديدة يوميا قبل التجارب واستخدامها في غضون يوم واحد. ملاحظة: ل أودورانتس التي ليست قابلة للذوبان في الإيثانول، ويوصى قنينة زجاجية لإعداد التخفيفات رائحة مع أنواع أخرى من المذيبات العضوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ميكروبيبيت P10، وتطبيق 5 ميكرولتر من رابطة الدول المستقلة حلول حمض -palmitoleic من التخفيفات المطلوب لورق الترشيح في كل خرطوشة المقابلة. ملاحظة: أعلى جرعة (10 -1 ) يحتوي على 450 ميكروغرام من المركب. بالنسبة للحلول حمض عبر -ibmitoleic، وتطبيق 4.5 ميكرولتر بدلا من ذلك بحيث يحتوي على أعلى جرعة (10 -1 ) أيضا 450 ميكروغرام من رانه مجمع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتتبخر تماما المذيبات، ووضع خراطيش حمض بالميتوليك في مجفف المجفف لمدة 1 ساعة في رت و 7.59 ملم زئبقي من الضغط. ملاحظة: خراطيش يمكن استخدامها لمدة تصل إلى 4 ساعات في رت. </li></ol> 3. إعداد ذبابة الفاكهة للوصول جاهز ل at4 سنسيلا لفي فيفو التسجيلات الكهربية ملاحظة: يتم تربة الذباب وت (برلين) في وسط الذرة المتوسطة في 25 درجة مئوية في دورة 1212 ضوء الظلام. عند الانفصال، يتم فصل الذباب حسب الجنس إلى مجموعات من عشرة، حيث يتم تجميعها حتى 7 د من العمر. OR47b أورنس في الذباب الذكور والإناث على حد سواء تستجيب لحمض بالميتوليك. وللتبسيط، يتم فحص الذباب الذكري فقط في الدراسة الحالية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع شريحة الطيران الإعدادية: على شريحة زجاجية، ووضع ساترة الزجاج (18 × 18 ملم 2 ) على كمية صغيرة من الطين النمذجة، وتشكيل ~ 3 درجة زاوية مع شريحة زجاجية. وضع الشريط على الوجهين على البريد الداخليدج من ساترة وعلى منطقة الشريحة أدناه مباشرة. استبدال مع شريط جديد لكل يوم من تسجيل ( الشكل 2A ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الشافطة يطير 15 لجمع ذبابة من الفائدة في الأنابيب ومن ثم تناسب 200 ماصة ميكرولتر طرف على نهاية الأنبوب. في وقت واحد نفض الغبار أنبوب إلى الأمام في حين تهب الهواء في أنبوب لدفع الطاير إلى نهاية طرف ماصة. استخدام شفرة حلاقة لقطع فقط تحت الجسم من الطاير و 2 رؤساء أطوال فوق الطاير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تامب الجزء السفلي من طرف ماصة مع الطين النمذجة، ودفع يطير إلى أعلى حتى يتعرض كل من هوائيات و كوليوس ( الشكل 2B ). لتجنب قتل الذبابة، إضافة فقط ما يكفي من الطين لفضح هوائيات و أريستاي، وهذا يمنع البطن من يطير من سحق. وعلاوة على ذلك، إضافة الطين ببطء وبلطف لمنع أي انقباض مفاجئ. تأكد من أن الطاير على قيد الحياة عن طريق التحقق من أنتينالأو حركة بروبوسيس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط للمناورة طرف ماصة الذي يطير. توجيه الرأس بحيث تواجه كليبينوس إلى يمين المراقب. ضبط الإعدادية على طول ساترة باستخدام ملقط غرامة حتى الجانب الجانبي للهوائي يكمن على سطح ساترة مسجلة ( الشكل 2B ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قضيب عقد على أريستا لتأمين الهوائي إلى الشريط على الوجهين لمنع الحركة ( الشكل 2B ). ملاحظة: يتم سحب قضيب عقد من الزجاج البورسليكات الشعرية مع مجتذب ماصة وعقد في موقف مع الطين النمذجة ( الشكل 2A ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الإعدادية على مرحلة تلاعب ( الشكل 2C ). باستخدام المجهر، تأكد من أن تريتشويدس مرئية على طول الحافة البعيدة الوحشية للجزء الثالث من الهوائي. ملاحظة: من الناحية المثالية، يجب أن تكون ظلية سنسيلا بوضوح ضد الخلفية، مما يبسط لهم<html> وتحديد وتسهيل تسجيل ( الشكل 3 ). في هذا التحضير، فإن غالبية سنسيلا خندقية يمكن الوصول إليها هي من نوع at4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إبقاء الإعدادية تحت تدفق الهواء ترطيب مستمر (2 لتر / دقيقة) تسليمها عن طريق أنبوب منفصل تسليم الهواء من مسافة حوالي 2 سم من الإعدادية ( الشكل 4 )، كما هو موضح سابقا 2 ، 15 . </li></ol> 4. تسجيل في النشاط 4 سينسيلوم من أورنس أور 47b في AT4 تريشوادس في الاستجابة لحمض بالميتوليك <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج القطب المرجعي في كوليوس ( الشكل 3A ). لتجنب تلف الأنسجة، تأكد من أن يتم إدراج القطب أسفل السطح مباشرة، حيث يمكن الاتصال الدملمف تحت بشرة، مع حركة سريعة وسلسة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض القطب تسجيل ببطء ببطء يدخل نفس الطائرة من وجهة نظر كما سينسيلوم الهدف (= &quot;زفيغ&quot;&gt; الشكل 3B). سجل تحت عدسة الهدف 50X. ملاحظة: إهاب تريتشويدال صعبة يتطلب إدخال القطب تسجيل في قاعدة سينزيلار، الذي يوفر مساحة أوسع هدف أكبر أن يقلل من احتمال أن انحرف الكهربائي بعيدا ( الشكل 3B ، أقحم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل تطبيق المحفزات رائحة إلى سينسيلوم، ومراقبة معايير الاختيار التالية. ينبغي رفض أي خندقية فشل في تلبية هذه المعايير واختيار سنسيلوم بدلا من ذلك. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لاحظ نسبة عالية من الإشارة إلى الضوضاء (انظر الشكل 3C على سبيل المثال). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة طفرات محددة من at4A و at4C الخلايا العصبية ( الشكل 3C ). ملاحظة: من ملاحظة، يظهر ارتفاع AT4B ارتفاع مشابهة جدا ل at4A 10 ولا يمكن التعرف عليها بسهولة دون تحفيز رائحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لاحظ أن معدل إطلاق القاعدية من الخلايا العصبية AT4A هوحول أو تحت 20 هرتز. ملاحظة: هذا المعيار هو محدد ل at4A لأن معدل اطلاق القاعدية للخلايا العصبية هو أعلى من ذلك من أورنس الأساسية 2 . ويشير إطلاق القاعدية أعلى بكثير إلى أن الخلايا العصبية قد تكون قد تضررت أثناء الإدراج الكهربائي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل خرطوشة إلى أنبوب تسليم الرائحة. تبدأ مع السيطرة المذيبات ومن ثم أودورانتس، من انخفاض إلى تركيزات عالية. استخدام ميكرومانيبولاتور للمناورة خرطوشة نحو الإعدادية بينما تهدف خرطوشة مباشرة على رأس الإعدادية. تأكيد بصريا أن خرطوشة وأشار مباشرة في الهوائي ( الشكل 4 ) من بضعة مليمترات بعيدا. ملاحظة: الهدف هو توجيه افتتاح خرطوشة مباشرة في الهوائي ووضعه على مقربة من الأنسجة المستهدفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن خرطوشة الرائحة مفصولة عن قطب التسجيل على يمينها من 1 - مم 2 ومن الطاير قبلp أسفل ما يقرب من 1 ملم. ملاحظة: في الإعداد الموصوفة هنا، يحدها خرطوشة رائحة بشكل وثيق من القطب الكهربائي، القطب المرجعي، والشريحة الإعدادية الطيران ( الشكل 4 ). ملاحظة: الالتفات إلى المسافة بين خرطوشة وتسجيل / أقطاب المرجعية. ويوصى مسافة حوالي 4 ملم 1 . اتصال غير مقصود قد إنهاء إشارة وكسر غيض من القطب تسجيل، وإلحاق الضرر الخلايا العصبية الحالية وتعقيد مزيد من التسجيلات. ملاحظة: النظر في المسافة الفاصلة بين خرطوشة والشريحة الإعدادية الطيران. لمس ساترة قد طرد أيضا تسجيل القطب لتعطيل التسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضغط على &quot;سجل&quot; في برنامج الحصول على البيانات لبدء التسجيل. ملاحظة: بالنسبة لكل تسجيل 10 ثوان، يتم تسليم نبضة رائحة بمسافة مس 500 مباشرة إلى الهوائي، كما هو موضح في الخطوة 1.9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تطبيق الرائحة،سحب بعناية خرطوشة قبل استبدالها مع خرطوشة من أعلى تركيز المقبل. استمر حتى يتم الحصول على مجموعة الجرعة بأكملها. ملاحظة: من المستحسن أن يتم تسجيل أورن واحد فقط أور 47b من كل ذبابة لتجنب أي آثار محتملة للتكيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف تماما تسجيل القطب مع الماء المقطر بعد الانتهاء من تسجيل لهذا اليوم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل ورسم البيانات باستخدام برامج تحليل متواجد حاليا المتاحة تجاريا. </li></ol>

<ol>
	<li>Lin, H. -. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+modulation+of+pheromone+detection+enhances+male+courtship+success.">Hormonal modulation of pheromone detection enhances male courtship success.</a> Neuron. 90 (6), 1272-1285 (2016).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125 (1), 143-160 (2006).</li><li>Silbering, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complementary+function+and+integrated+wiring+of+the+evolutionarily+distinct+Drosophila+olfactory+subsystems.">Complementary function and integrated wiring of the evolutionarily distinct Drosophila olfactory subsystems.</a> J Neurosci. 31 (38), 13357-13375 (2011).</li><li>Min, S., Ai, M., Shin, S. A., Suh, G. S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dedicated+olfactory+neurons+mediating+attraction+behavior+to+ammonia+and+amines+in+Drosophila.">Dedicated olfactory neurons mediating attraction behavior to ammonia and amines in Drosophila.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 110, 1321-1329 (2013).</li><li>Kurtovic, A., Widmer, A., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+class+of+olfactory+neurons+mediates+behavioural+responses+to+a+Drosophila+sex+pheromone.">A single class of olfactory neurons mediates behavioural responses to a Drosophila sex pheromone.</a> Nature. 446 (7135), 542-546 (2007).</li><li>Van der Goes van Naters, W., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Receptors+and+neurons+for+fly+odors+in+Drosophila.">Receptors and neurons for fly odors in Drosophila.</a> Curr Biol. 17, 606-612 (2007).</li><li>Schlief, M. L., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+processing+and+behavior+downstream+from+highly+selective+receptor+neurons.">Olfactory processing and behavior downstream from highly selective receptor neurons.</a> Nat Neurosci. 10 (5), 623-630 (2007).</li><li>Laughlin, J. D., Ha, T. S., Jones, D. N. M., Smith, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Pheromone-sensitive+neurons+is+mediated+by+conformational+activation+of+pheromone-binding+protein.">Activation of Pheromone-sensitive neurons is mediated by conformational activation of pheromone-binding protein.</a> Cell. 133 (7), 1255-1265 (2008).</li><li>Gomez-Diaz, C., Reina, J. H., Cambillau, C., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ligands+for+pheromone-sensing+neurons+are+not+conformationally+activated+odorant+binding+proteins.">Ligands for pheromone-sensing neurons are not conformationally activated odorant binding proteins.</a> PLoS Biol. 11 (4), e1001546 (2013).</li><li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromones+mediating+copulation+and+attraction+in+Drosophila.">Pheromones mediating copulation and attraction in Drosophila.</a> Proc Nat Acad USA. 112, 2829-2835 (2015).</li><li>Cappa, C. D., Lovejoy, E. R., Ravishankara, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaporation+rates+and+vapor+pressures+of+the+even-numbered+C8-C18monocarboxylic+acids.">Evaporation rates and vapor pressures of the even-numbered C8-C18monocarboxylic acids.</a> J Phys Chem A. 112 (17), 3959-3964 (2008).</li><li>Kimura, K. -. I., Sato, C., Yamamoto, K., Yamamoto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+the+back+or+front:+the+courtship+position+is+a+matter+of+smell+and+sight+in+Drosophila+melanogaster+males.">From the back or front: the courtship position is a matter of smell and sight in Drosophila melanogaster males.</a> J Neurogenet. 29 (1), 18-22 (2015).</li><li>Grosjean, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+olfactory+receptor+for+food-derived+odours+promotes+male+courtship+in+Drosophila.">An olfactory receptor for food-derived odours promotes male courtship in Drosophila.</a> Nature. 478 (7368), 236-240 (2011).</li><li>Wang, J. W., Wong, A. M., Flores, J., Vosshall, L. B., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+calcium+imaging+reveals+an+odor-evoked+map+of+activity+in+the+fly+brain.">Two-photon calcium imaging reveals an odor-evoked map of activity in the fly brain.</a> Cell. 112 (2), 271-282 (2003).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J Vis Exp. (36), e1-e5 (2010).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

هنا، وصفنا الإجراء الذي الردود من أورنس أور 47b إلى حمض بالميتوليك يمكن أن يسببها بقوة وتسجيلها. قمنا بتعديل التقليدية لمسافات طويلة طريقة تسليم رائحة 2 ، 7 ، 10 لاستكشاف مشكلة عدم كفاية فيرمون تسليم رائحة. تناولنا مسأل...

<html> ذبابة الفاكهة تستجيب أورنس لعدد كبير من الروائح الكريهة، مع أطوال سلسلة الكربون واسعة النطاق ومجموعة متنوعة من المجموعات الوظيفية، بما في ذلك الاسترات والكحول والكيتونات والكتونات والألدهيدات والتيربين والأحماض العضوية والأمينات ومركبات الكبريت والحلقات غير المتجانسة والعطريات 2 ، 3 - تختلف الروائح في خصائصها الفيزيائية يمكن أن يكون لها تقلبات مختلفة بشكل ملحوظ، ويشار إليها بضغط بخار المركب. والجدير بالذكر أن الروائح ذات الصلة بيولوجيا لذبابة الفاكهة ميلانوغاستر تختلف بشكل كبير في تقلباتها. على سبيل المثال، IR92a أورنس تستجيب للأمونيا 4 ، وهو متقلب للغاية، مع ضغط بخار 6،432 مم زئبق عند 20 درجة مئوية. في المقابل، OR67d أورنس الرد على فرمون الذكور، رابطة الدول المستقلة خلات -vaccenyl ( ج فا) 5 ، 6 ، ضغط البخار الذي هو 43 مم زئبق في 20 درجة مئوية. ove_content &quot;&gt; إن دراسة الاستجابة الشمية لرائحة التقلب المنخفض تحديا بشكل خاص مع الطرق التقليدية لتسليم الروائح، حيث يتم تسليم الروائح عبر تيار هوائي ناقل على مسافة طويلة نسبيا ( أي عدة سنتيمترات)، وعلى هذا النحو، إلى رائحة منخفضة تقلب منخفض يمكن أن تختلف إلى حد كبير، اعتمادا على تصميم نظام تسليم الرائحة.على سبيل المثال، ورد رد فعل أورن OR67D إلى جرعة عالية من ج فا تتراوح بين ~ 40 7 -&gt; 200 المسامير / ق 6 وعلاوة على ذلك، من المرجح عزا تسليم غير الفعال للج VA مع طرق التسليم التقليدية إلى النتائج السلبية الكاذبة، مما يؤدي إلى التفسير الذي ج VA في حد ذاته لا يكفي لتنشيط Or67d ORNs 8. وطعن هذا التفسير بعد دراسة أخرى باستخدام على مقربة من طريقة الروائح التسليم 9. ولذلك فمن إمبيرامن أجل تطوير نظام قوي لتسليم الروائح من أجل العرض الفعال للرائحة ذات التقلبات المنخفضة. في الآونة الأخيرة، حددنا العديد من سلسلة طويلة الأحماض الدهنية الدهنية كما بروابط ل أورنس أور 47b. وهي موجودة في نوع 4 أنتينال تريشويد سينسيلوم (at4). من بين سلسلة طويلة من الروائح الكريهة الأحماض الدهنية، وجدنا أن حمض بالميتوليك يعمل كفرمون مثير للشهوة الجنسية الذي يعزز محاكم الذكور عن طريق تفعيل أورنس أور 47b 1 . ومع ذلك، في دراسة أخرى باستخدام طريقة تقليدية رائحة التسليم، وأظهرت لوريت الميثيل لانتزاع ردود من أورنس أور 47b، في حين أن حمض بالميتوليك أثار أي رد عندما قدمت من نفس المسافة 10 . بالمقارنة مع C فا، الأحماض الدهنية طويلة السلسلة هي أقل تقلبا، مع ضغوط بخار أقل من 0.001 مم زئبق عند 25 درجة مئوية 11 . التذبذب المنخفض بطبيعته من الروائح الكريهة الأحماض الدهنية الطويلة السلسلة، والذي يحول دون العرض الفعال للهوائي عبرأنظمة تسليم الرائحة التقليدية، من المرجح أن تمثل نتائج سلبية كاذبة 10 . هذا التناقض يسلط الضوء على عدم كفاية أنظمة تسليم الرائحة التقليدية في تقديم الروائح منخفضة التقلب. وقد تبين سابقا أن التسليم الفعال للروائح الغليان يطير يتطلب قريبة من مصدر الرائحة والأنسجة المستهدفة 6 . وهكذا، لتوصيف كامل آثار الفيرومونات النشطة بيولوجيا في حين محاكاة المسافة التي من المحتمل أن تواجهها ذباب الفاكهة في الطبيعة 12 ، 13 ، اتفقنا على أن الحد الأدنى من المسافة يجب أن تمنح أولوية عالية في إجراءاتنا. أسلوبنا يحمل المزيد من المزايا، بما في ذلك التوافق مع منصات الكهربية القياسية والتقنيات. تتطلب أجهزة تلاعب الحفار الموجودة مسبقا الحد الأدنى من التعديل لاستيعاب هذا البروتوكول، ومعظم خطوات سر تتطلب تعديلات طفيفة فقط. هذهيجعل تقنيتنا متاحة بسهولة للباحثين من ذوي الخبرة في سر. وعلاوة على ذلك، وتقنياتنا يسمح لعرض الروائح ذات تقلبات منخفضة مع بداية حادة والإزاحة، وربط تسليم التحفيز مع استجابة الخلايا العصبية. وأخيرا، يسهل تخطيط الأجهزة التبادلات السريعة بين خراطيش الرائحة، وتسريع جمع البيانات على مدى الجرعة المطلوبة. نبدأ من خلال مراجعة إعداد مرجعية وتسجيل أقطاب، الكبار مثل المحلول الدملمف (أهل)، خراطيش تسليم الرائحة، و أولفاكتوميتر المقابلة. ثم نناقش إعداد حلول بالميتوليك حمض رائحة، تليها إعداد ذبابة للتسجيل. ونحن نمضي قدما في النظر في معايير اختيار سنسيلوم الخلقي لتسجيل وأكثر عن كثب تحديد المواقع من خرطوشة رائحة قبل تقديم البيانات التمثيلية المكتسبة باستخدام هذه الطريقة. وأخيرا، نختتم من خلال استكشاف التطبيقات المفيدة لهذا تكنيقإي، بعض القضايا التي واجهتها، وحلولها.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Prep Setup &#38; Miscellaneous Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette Puller Instrument&#160;</td>
			<td>Sutter Instruments 
			Novato CA USA</td>
			<td>P97</td>
			<td>Pipette Puller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td>World Precision Instruments 
			Sarasota FL USA</td>
			<td>1B100F-4</td>
			<td>to make holding rods</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminosilicate Glass Capillaries&#160;</td>
			<td>Sutter Instruments 
			Novato CA USA</td>
			<td>AF100-64-10</td>
			<td>to make electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfrost Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific 
			Pittsburgh PA USA</td>
			<td>12-550-143</td>
			<td>for fly-prep station</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Permanent Double Sided Tape</td>
			<td>Scotch 
			St. Paul MN USA</td>
			<td>NA</td>
			<td>for fly-prep station</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Upright microscope</td>
			<td>Olympus 
			Shinjuku Tokyo Japan</td>
			<td>BX51</td>
			<td>for recording rig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastalina modeling clay</td>
			<td>Van Aken 
			North Charleston SC USA</td>
			<td>B0019QZMQQ</td>
			<td>for prep station and to stablize the holding rod</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rapid-Flow Sterile Disposable Filter Unit with SFCA Membrane, 0.45 mm</td>
			<td>Nalgene 
			Rochester NY USA</td>
			<td>#156-4045</td>
			<td>to sterilize AHL solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cartridge Materials</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 &#181;L pipette tip&#160;</td>
			<td>VWR 
			Radnor PA USA</td>
			<td>53508-810</td>
			<td>to make odor cartridges and fly prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Paper</td>
			<td>Whatman 
			Maidstone Kent UK</td>
			<td>740-E</td>
			<td>to make odor cartridges&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Desiccator&#160;</td>
			<td>Cole-Parmer 
			Vernon Hills IL USA</td>
			<td>VX-06514-30</td>
			<td>to vaporize ethanol solvent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Odorant Materials</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cis-palmitoleic acid</td>
			<td>Cayman Chemical 
			Ann Arbor MI USA</td>
			<td>#10009871 (CAS # 373-49-9)</td>
			<td>Or47b odorant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trans-palmitoleic acid</td>
			<td>Cayman Chemical 
			Ann Arbor MI USA</td>
			<td>#9001798 (CAS # 10030-73-6)</td>
			<td>Or47b odorant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Spectrum Chemical MFG.&#160; 
			New Brunswick NJ USA</td>
			<td>E1028-500MLGL</td>
			<td>to dilute palmitoleic acid&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rig Setup Materials</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Odorant Cartridge Micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou 
			Grants Pass OR USA</td>
			<td>MX130R</td>
			<td>to position the olfactometer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow Vision software&#160;</td>
			<td>Alicat 
			Tuscon AZ USA</td>
			<td>FLOWVISIONSC</td>
			<td>software to control flow rate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mass Controller</td>
			<td>Alicat 
			Tuscon AZ USA</td>
			<td>MC-2SLPM-D</td>
			<td>to control the flow rate for humidified air</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mass Controller</td>
			<td>Alicat 
			Tuscon AZ USA</td>
			<td>MC-500SCCM-D</td>
			<td>to control the flow rate for odor stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clampex</td>
			<td>Molecular Devices 
			Sunnyvale CA USA</td>
			<td>Ver. 10.4</td>
			<td>Data acquisition software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air delivery tube</td>
			<td>Ace Glass 
			Vineland NJ USA</td>
			<td>8802-936&#160;</td>
			<td>to deliver humidified air</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50x objective lens&#160;</td>
			<td>Olympus 
			Shinjuku Tokyo Japan</td>
			<td>LMPLFL50X</td>
			<td>recording rig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clampfit 10</td>
			<td>Molecular Devices 
			Sunnyvale CA USA</td>
			<td>Ver. 10.4</td>
			<td>software for spike analysis&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro 6</td>
			<td>WaveMetrics 
			Lake Oswego OR USA</td>
			<td>Ver. 6.37</td>
			<td>software for data analysis&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Audio Monitor</td>
			<td>ALA Scientific Instruments 
			Farmingdale NY USA</td>
			<td>NPIEXB-AUDIS-08B</td>
			<td>Aurally reports individual spikes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extracellular Amplifier</td>
			<td>ALA Scientific Instruments 
			Farmingdale NY USA</td>
			<td>NPIEXT-02F</td>
			<td>to increase the amplitude of electrical signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Valve Controller</td>
			<td>Warner Instruments&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>VC-8</td>
			<td>to control the opening of the valve for odor stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recording Electrode Micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments 
			Novato CA USA</td>
			<td>MP-285</td>
			<td>to position recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Headstage Amplifier</td>
			<td>ALA Scientific Instruments 
			Farmingdale NY USA</td>
			<td>EQ-16.0008</td>
			<td>to increase the amplitude of electrical signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oscilloscope</td>
			<td>Tektronix 
			Beaverton OR USA</td>
			<td>TDS2000C</td>
			<td>Visual report of individual spikes</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording from drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility

تعتمد الحشرات على إحساسها بالرائحة لتوجيه مجموعة واسعة من السلوكيات الحاسمة لبقائها، مثل البحث عن الطعام، وتجنب المفترس، وضع البيض، والتزاوج. وقد تم تحديد المواد الكيميائية التي لا تعد ولا تحصى من تقلبات متفاوتة كما الروائح الطبيعية التي تنشط الحشرات الخلايا العصبية مستقبلات أولفاكتوري (أورنز). ومع ذلك، فقد عرقلت دراسة ردود حاسة الشم إلى رائحة منخفضة التقلبات بسبب عدم القدرة على تقديم مثل هذه المحفزات بشكل فعال باستخدام أساليب توصيل الرائحة التقليدية. هنا، ونحن تصف الإجراء الذي يسمح العرض الفعال للالرائحة منخفضة التقلبات لفي الجسم الحي تسجيل سينسيلوم واحد (سر). من خلال تقليل المسافة بين مصدر الرائحة والأنسجة المستهدفة، يسمح هذا الأسلوب لتطبيق الرائحة بيولوجيا ولكن حتى الآن الروائح التي لا يمكن الوصول إليها، بما في ذلك حمض بالميتوليك، فرمون تحفيز مع تأثير واضح على أورنس المشاركة في السلوك التزاوج والتزاوج 1 .وبالتالي لدينا الإجراء يتيح وسيلة جديدة لفحص مجموعة من الروائح منخفضة التقلبات لدراسة الشم الحشرات والاتصالات فرمون.

تم تطبيق أسلوبنا بنجاح لتحديد فعالية نسبية من عبر ( الشكل 5A ) مقابل رابطة الدول المستقلة ( الشكل 5B ) ايزومرات حمض بالميتوليك. وتظهر بيانات ممثل لدينا أن عبر حمض -Bmitoleic هو يجند أكثر فعالية ل أورنس أور 47b بال?...

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility at JoVE.com

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

الهدف العام من هذا البروتوكول هو للتدليل على كيفية تقديم الروائح من تقلبات منخفضة لتسجيل واحد سينسيلوم من ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية مستقبلات الشمية التي تستجيب لفيرومونات القشرية طويلة السلسلة.

تسجيل الكهربية من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; تريتشويد سنسيلا في الاستجابة ل أودورانتس من التقلب المنخفض

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-trichoid-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

8.8K Views.  University of California San Diego.  الهدف العام من هذا البروتوكول هو للتدليل على كيفية تقديم الروائح من تقلبات منخفضة لتسجيل واحد سينسيلوم من ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية مستقبلات الشمية التي تستجيب لفيرومونات القشرية طويلة السلسلة. 

Video: Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

يعاير نشاط الحركي لدراسة ايقاعات كل يوم والمعلمات في النوم ذبابة الفاكهة</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

في وقت واحد من تسجيل إشارات الكالسيوم من الخلايا العصبية التي تم تحديدها وسلوك التغذية من ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

الدماغ الأمامي تسجيل الكهربية في الزرد اليرقات

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Vertical T-maze Choice Assay for Arthropod Response to Odorants

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, various technologies are being developed as control tools. A subset of these tools focuses on modifying the behavior of arthropods by attraction or repulsion. Therefore, arthropods are often the focus of behavioral investigations. Various tools have been developed to measure arthropod behavior, including wind tunnels, flight mills, servospheres, and various types of olfactometers. The purpose of these tools is to measure insect or arachnid response to visual or more often olfactory cues. The vertical T-maze oflactometer described here measures choices performed by insects in response to attractants or repellents. It is a high throughput assay device that takes advantage of the positive phototaxis (attraction to light) and negative geotaxis (tendency to walk or fly upward) exhibited by many arthropods. The olfactometer consists of a 30 cm glass tube that is divided in half with a Teflon strip forming a T-maze. Each half serves as an arm of the olfactometer enabling the test subjects to make a choice between two potential odor fields in assays involving attractants. In assays involving repellents, lack of normal response to known attractants can also be measured as a third variable.

A vertical, T-maze olfactometer is described for assaying the behavioral response of arthropods. The olfactometer allows the experimenter to measure choices performed by test subjects when subjected to two potential odor fields. Both attraction to and repulsion from odorants can be measured with this device.

الفحص العمودي اختيار T-متاهة للاستجابة لالمفصلي Odorants

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, ...

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

في وقت واحد قبل وبعد متشابك تسجيل الكهربية من<em&gt; القيطم</em&gt; العصبي العضلي المشارك الثقافات

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

تسجيل الكهربية في الدماغ سليمة من اسماك الزرد الكبار

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

تسجيل الكهربية من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; Labellar طعم الشعيرات

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

في وقت واحد تسجيل الكهربية والصغرى، والحقن وكلاء المثبطة في الدماغ القوارض

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

الطريقة الكهربية لالردود تسجيل بين الخلايا الجهد ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; خلايا مستقبلة للضوء وInterneurons إلى النور المحفزات<em&gt; في فيفو</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.