We thank Dr. Daniel Bumbarger for the predation behavior picture. This work was funded by the Max-Planck Society.

1. الفم شكل Phenotyping <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفم نموذج تحديد على الاغاروز وسادات ملاحظة: من أجل تصور نقرأ الفم الخيطية، لشل حركة الديدان مع العلاج مخدر خفيف على منصات الأغاروس ومراقبة على النحو التالي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> النمو والحفاظ على الثقافات الخيطية مثل P. pacificus في 6 سم وسائط النمو الخيطية القياسية (NGM) لوحات وتتغذى على العشب البكتيرية E. القولونية OP50 19. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل منصات الأغاروس بإضافة أولا 0،06 ز الاغاروز إلى 3 مل H 2 O في أنبوب 15 مل لجعل الحل الاغاروز 3 مل 2٪. هذا ويمكن تخزينه لمدة تصل إلى سنة في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلط وإذابة الاغاروز تماما في الميكروويف أو بدلا من ذلك استخدام كتلة الحرارة المتوقع أن&gt; 88 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة ذابت تماما، إضافة 10 ميكرولتر من 10٪ محلول أزيد الصوديوم إلى الاغاروز وتخلط جيدا. تنبيه: أزيد الصوديوم الجاف هو رد الفعل وجميع أشكال سامة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام 1 ملmicropipette، وضع قطرة من ما لا يقل عن 300 ميكرولتر من مزيج أزيد الاغاروز السائل على منتصف شريحة المجهر والزجاج القياسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل يبرد أجار، بسرعة وضع شريحة المجهر الثانية على رأس قطرة من أجل لشد الاغاروز التي تشكل وسادة على التبريد. كرر العديد من منصات كما هو مطلوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فقط قبل استخدامها، وقشر بعيدا الشرائح الزجاجية المجهر من قبل انزلاق لهم قبالة بعضها البعض. ملاحظة: إذا كنت على استعداد منصات الأغاروس بعيدا جدا مقدما أنها يمكن أن تكون مفرطة الجاف وقد تضر الديدان الخيطية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لنقل الديدان لمنصات الأغاروس مخدر، ضع قطرة من العازلة M9 (2-3 ميكرولتر) على وسط لوحة. اختيار 2-3 الشباب P. الكبار pacificus في قطرة من M9 قبل وضع زلة غطاء بعناية على لوحة. ف. سيتم يجمد الديدان الخيطية pacificus في الاغاروز وعلى استعداد للتصور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل شريحة المجهر يحتوي على دودة تخدير لالمجهر المناسبالثانية مراقبة تحت البصريات 63X Nomarski. تصنيف هويات ضعهن استنادا إلى الميزات التالية: وجود الأسنان الفرعية بطني إضافية، الموسع الأسنان ظهري وفتح الفم واسعة يدل على eurystomatous الحيوان ضعهن الفم، في حين أن وجود الأسنان ظهري واحد وأضيق فتحة الفم يشير إلى stenostomatous حيوان (الشكل 1). ملاحظة: من أجل الحفاظ على صحة الحيوان، وينبغي الحفاظ على الديدان على لوحة أجار لمدة لا تتجاوز 5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تحديد ضعهن الفم، واستعادة الديدان الخيطية إما eurystomatous أو stenostomatous على النحو المطلوب عن طريق إزالة انزلاق الغطاء عن طريق تحريك بلطف قبالة منصة الأغاروس. بعناية اختيار الحيوانات اختيار من لوحة الاغاروز (E. القولونية OP50 يمكن استخدامها على اختيار للمساعدة في جعل ذلك لزوجة) على لوحات NGM الطازجة. السماح التعافي من مخدر حتى استأنفت السلوك متحرك عادي عليها الحيوانات جاهزة للمزيد من فحوصات المفترسة. </li></ol></li> &lt;لى&gt; السريع الفم Phenotyping ملاحظة: بدلا من ذلك، مع المزيد من الخبرة والفم نوع شكل يمكن يعاير دون الحاجة إلى أي علاج التخدير عن طريق مجهر تشريحي مع التكبير عالية (150X). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الديدان الخيطية على لوحات NGM القياسية مع العشب البكتيرية E. القولونية OP50 على مساحة العرض المجهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كشف الفروق في حجم الفم والعرض. ملاحظة: في هذا التكبير لا الأسنان مثل الهياكل يمكن ملاحظتها وبالتالي تحديد ضعهن الفم فقط بناء على أفواه واسعة مقابل أفواه الضيقة. </li></ol></li></ol> 2. لدغة الفحص ملاحظة: فحوصات عض تسمح تحليل السلوك المفترسة تفصيلا. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> النمو والحفاظ على الثقافات الخيطية على لوحات NGM القياسية (6 سم) وتتغذى على العشب البكتيرية E. القولونية OP50 19. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل وحات الفحص من خلال زراعة كمية كبيرة من اختيار فريسة الخيطية اليرقات مثل C. ايليجانس أو الternatively فريسة المناسبة ذات الصلة من الناحية البيئية. ملاحظة: الكبار C. ايليجانس تكون كبيرة جدا ليكون فريسة مناسبة لذلك فمن المهم استخدام مرحلة اليرقات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على C. ايليجانس أو غيرها من أنواع الفرائس المحتملة على لوحات NGM القياسية وتتغذى على العشب البكتيرية E. القولونية OP50 حتى يتم تجويع السكان حديثا، مما أدى إلى وفرة من اليرقات L1 الشباب. ملاحظة: حان الوقت لالجوع يعتمد على العوامل البيئية والتجريبية العديدة، بما في ذلك عدد من الديدان الخيطية المستخدمة لبدء الثقافة، وكمية من E. وأضاف القولونية OP50، ودرجة الحرارة المحيطة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل أربعة أو أكثر من لوحات فريسة تجويع حديثا مع M9 وتمرير حل دودة من خلال اثنين من 20 ميكرون مرشحات لإزالة كل الحيوانات الكبيرة وأي البيض المتبقية قبل جمع في أنبوب 15 مل. فقط يجب أن تبقى اليرقات الصغيرة في الحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتشكيل بيليه اليرقات أجهزة الطرد المركزي الفريسة التي تمت تصفيتها في 377 x ج لمدة 1 دقيقة. </li><li&gt; ماصة 3 ميكرولتر من بيليه دودة النقي على طبق من ذهب NGM 6 سم مع عدم وجود E. القولونية OP50 الحاضر وانتظر 30 دقيقة على الأقل ليرقات إلى انتشرت بشكل كاف لتوليد لوحة الفحص. ملاحظة: 3 ميكرولتر من بيليه دودة النقي على لوحات الفحص القياسية تحتوي على&gt; 3000 فريسة اليرقات. وهذا يكفي لتوليد اتصال دائم بين الحيوانات المفترسة والفرائس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شاشة النيماتودا المفترسة لضعهن الفم المطلوبة (بروتوكول 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام دودة اختيار التقنيات القياسية ومجهر تشريحي الخفيف 19، ونقل الحيوانات المفترسة سرية بشكل صحيح على لوحة فحص. الحرص على نقل البكتيريا OP50 أقل قدر ممكن على لوحة فحص عند نقل الحيوانات المفترسة من أجل تقليل التلوث الجرثومي. انتظر 15 دقيقة للسماح للدودة للتعافي من الإجهاد من نقله وتحقق من البرية من نوع السلوك متحركة لضمان لم تتعرض للضرر الديدان من نقل. ملاحظة: ليست هناك حاجة لتجويع P. باكificus، كما هي الحيوانات المفترسة ذات كفاءة عالية من يرقات الدودة الخيطية أخرى حتى في الوقت الذي يتغذى جيدا على البكتيريا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الشفاء، ومراقبة الحيوانات المفترسة باستخدام مجهر تشريحي خفيفة لمدة 10 دقيقة. مع هذه المعدات، ومراقبة وتوصيف الأحداث تغذية متميزة مثل عض، والتي تتميز المفترس تقييد حركة الفريسة. القتل، حيث قبل افتتاح يتم الكشف عن بشرة فريسة. والتغذية، مصنفة من قبل الاستهلاك يمكن ملاحظتها من أحشاء فريسة (الشكل 2A، B والسينما 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكرار الفحص عن طريق فحص ومراقبة ما لا يقل عن 10 النيماتودا المفترسة الفردية لضمان دقة. </li></ol> 3. الجثة الفحص ملاحظة: فحوصات الجثة تيسير كمي أكثر سرعة من السلوك المفترسة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> النمو والحفاظ على الثقافات الخيطية على لوحات NGM القياسية وتتغذى على لتر البكتيريةعون من E. القولونية OP50 19. توليد يثلث لوحات الفحص المذكورة سابقا (بروتوكول 2،1-2،5). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شاشة النيماتودا المفترسة لضعهن الفم المطلوبة كما هو موضح في بروتوكول 1. باستخدام دودة اختيار التقنيات القياسية ونقل مجهر تشريحي ضوء 5 النيماتودا المفترسة مع ضعهن الفم المطلوبة لكل لوحة الفحص. ترك الحيوانات المفترسة مع فريسة لمدة 2 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 2 ساعة شاشة لوحة فحص لوجود جثث أفرغت (الشكل 2B و C). تحديد الجثث بسبب غياب الحركة جنبا إلى جنب مع العيوب الشكلية واضحة بما في ذلك تسريب أحشاء أو مفقودة أجزاء الدودة. </li></ol> 4. تحليل بلعومي وحركة الأسنان <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> النمو والحفاظ على الثقافات الخيطية على لوحات NGM القياسية وتتغذى على العشب البكتيرية E. القولونية OP50 19. توليد وحات الفحص كما ذكر سابقا (بروتوكول 2،1-2،5). إذا القياسية 6 سملوحات NGM لا تناسب بين الهدف والمسرح المجهر، واستخدام غطاء الصغيرة 35 مم أطباق بتري تحتوي على 2 مل NGM كبديل مناسب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شاشة النيماتودا المفترسة لضعهن الفم المطلوبة كما هو موضح في بروتوكول 1. باستخدام دودة القياسية اختيار التقنيات ومجهر تشريحي خفيفة، ونقل احد المفترس تصنف بشكل صحيح على لوحة فحص. انتظر 15 دقيقة للسماح للدودة للتعافي من الإجهاد من نقله. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الحيوانات المفترسة على المجهر في 40 - 63X Normaski، مع كاميرا عالية السرعة (أفلام 2 و 3). سجل البلعوم الضخ وحركة الأسنان أكثر من 15 ثانية، في 50 هرتز في لا يقل عن 20 الحيوانات لضمان تقدير دقيق. سجلت اعادتها الأفلام في السرعة المطلوبة من أجل الاعتماد مضخات الفردية وأحداث الأسنان. لوحظ الضخ في الإحضار، وتقع في وسط البلعوم، في حين أن حركة الأسنان هي التي يمكن اكتشافها في فتحة الفم وهو الوحيد المكشوف: مذكرةخدم من الأسنان الظهرية. </li></ol>

<ol>
	<li>Wilecki, M., Lightfoot, J. W., Susoy, V., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Predatory+feeding+behaviour+in+Pristionchus+nematodes+is+dependent+on+phenotypic+plasticity+and+induced+by+serotonin.">Predatory feeding behaviour in Pristionchus nematodes is dependent on phenotypic plasticity and induced by serotonin.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 9), 1306-1313 (2015).</li><li>Ragsdale, E. J., Muller, M. R., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Developmental+Switch+Coupled+to+the+Evolution+of+Plasticity+Acts+through+a+Sulfatase.">A Developmental Switch Coupled to the Evolution of Plasticity Acts through a Sulfatase.</a> Cell. 155 (4), 922-933 (2013).</li><li>Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensation.">Mechanosensation.</a> WormBook. , 1-14 (2006).</li><li>Rankin, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+behavior:+the+taste+of+success,+the+smell+of+danger!.">Nematode behavior: the taste of success, the smell of danger!.</a> Curr Biol. 16 (3), R89-R91 (2006).</li><li>Beverly, M., Anbil, S., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degeneracy+and+neuromodulation+among+thermosensory+neurons+contribute+to+robust+thermosensory+behaviors+in+Caenorhabditis+elegans.">Degeneracy and neuromodulation among thermosensory neurons contribute to robust thermosensory behaviors in Caenorhabditis elegans.</a> J Neurosci. 31 (32), 11718-11727 (2011).</li><li>Kimata, T., Sasakura, H., Ohnishi, N., Nishio, N., Mori, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermotaxis+of+C.+elegans+as+a+model+for+temperature+perception,+neural+information+processing+and+neural+plasticity.">Thermotaxis of C. elegans as a model for temperature perception, neural information processing and neural plasticity.</a> Worm. 1 (1), 31-41 (2012).</li><li>Vidal-Gadea, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetosensitive+neurons+mediate+geomagnetic+orientation+in+Caenorhabditis+elegans.">Magnetosensitive neurons mediate geomagnetic orientation in Caenorhabditis elegans.</a> Elife. 4, (2015).</li><li>Chute, C. D., Srinivasan, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+mating+cues+in+C.+elegans.">Chemical mating cues in C. elegans.</a> Semin Cell Dev Biol. 33, 18-24 (2014).</li><li>Sherlekar, A. L., Lints, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+Tango+Milonguero+-+the+C.+elegans+male's+search+for+the+hermaphrodite+vulva.">Nematode Tango Milonguero - the C. elegans male's search for the hermaphrodite vulva.</a> Semin Cell Dev Biol. 33, 34-41 (2014).</li><li>Sasakura, H., Mori, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+plasticity,+learning,+and+memory+in+C.+elegans.">Behavioral plasticity, learning, and memory in C. elegans.</a> Curr Opin Neurobiol. 23 (1), 92-99 (2013).</li><li>Avery, L., You, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+feeding.">C. elegans feeding.</a> WormBook. , 1-23 (2012).</li><li>Bumbarger, D. J., Riebesell, M., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=System-wide+Rewiring+Underlies+Behavioral+Differences+in+Predatory+and+Bacterial-Feeding+Nematodes.">System-wide Rewiring Underlies Behavioral Differences in Predatory and Bacterial-Feeding Nematodes.</a> Cell. 152 (1-2), 109-119 (2013).</li><li>Dieterich, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Pristionchus+pacificus+genome+provides+a+unique+perspective+on+nematode+lifestyle+and+parasitism.">The Pristionchus pacificus genome provides a unique perspective on nematode lifestyle and parasitism.</a> Nature Genetics. 40 (10), 1193-1198 (2008).</li><li>Schlager, B., Wang, X. Y., Braach, G., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+Cloning+of+a+Dominant+Roller+Mutant+and+Establishment+of+DNA-Mediated+Transformation+in+the+Nematode+Pristionchus+pacificus.">Molecular Cloning of a Dominant Roller Mutant and Establishment of DNA-Mediated Transformation in the Nematode Pristionchus pacificus.</a> Genesis. 47 (5), 300-304 (2009).</li><li>Witte, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+inactivation+using+the+CRISPR/Cas9+system+in+the+nematode+Pristionchus+pacificus.">Gene inactivation using the CRISPR/Cas9 system in the nematode Pristionchus pacificus.</a> Dev Genes Evol. 225 (1), 55-62 (2015).</li><li>Lo, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precise+and+Heritable+Genome+Editing+in+Evolutionarily+Diverse+Nematodes+Using+TALENs+and+CRISPR/Cas9+to+Engineer+Insertions+and+Deletions.">Precise and Heritable Genome Editing in Evolutionarily Diverse Nematodes Using TALENs and CRISPR/Cas9 to Engineer Insertions and Deletions.</a> Genetics. 195 (2), 331-348 (2013).</li><li>Sommer, R. J., McGaughran, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nematode+Pristionchus+pacificus+as+a+model+system+for+integrative+studies+in+evolutionary+biology.">The nematode Pristionchus pacificus as a model system for integrative studies in evolutionary biology.</a> Molecular Ecology. 22 (9), 2380-2393 (2013).</li><li>Herrmann, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nematode+Pristionchus+pacificus+(Nematoda+:+Diplogastridae)+is+associated+with+the+oriental+beetle+Exomala+orientalis+(Coleoptera:Scarabaeidae)+in+Japan.">The nematode Pristionchus pacificus (Nematoda : Diplogastridae) is associated with the oriental beetle Exomala orientalis (Coleoptera:Scarabaeidae) in Japan.</a> Zoological Science. 24 (9), 883-889 (2007).</li><li>Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Introduction+to+Worm+Lab:+from+Culturing+Worms+to+Mutagenesis.">An Introduction to Worm Lab: from Culturing Worms to Mutagenesis.</a> J Vis Exp. (47), e2293 (2011).</li><li>Serobyan, V., Ragsdale, E. J., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptive+value+of+a+predatory+mouth-form+in+a+dimorphic+nematode.">Adaptive value of a predatory mouth-form in a dimorphic nematode.</a> Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 281, 20141334 (2014).</li><li>Albrecht, D. R., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-content+behavioral+analysis+of+Caenorhabditis+elegans+in+precise+spatiotemporal+chemical+environments.">High-content behavioral analysis of Caenorhabditis elegans in precise spatiotemporal chemical environments.</a> Nat Methods. 8 (7), 599-605 (2011).</li><li>Yeminin, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+database+of+Caenorhabditis+elegans+behavioral+phenotypes.">A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes.</a> Nat Methods. 9 (10), 877-879 (2013).</li><li>Raizen, D. M., Lee, R. Y. N., Avery, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interacting+Genes+Required+for+Pharyngeal+Excitation+by+Motor+Neuron+MC+in+Caenorhabditis+elegans.">Interacting Genes Required for Pharyngeal Excitation by Motor Neuron MC in Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 141 (4), 1365-1382 (1995).</li></ol>

The authors declare no financial or competing interests.

توفر الديدان الخيطية نظام قوي لفهم بيولوجيا الأعصاب والسلوك مع C. ايليجانس يجري حتى الآن الأداة الرئيسية. ومع ذلك، أنواع النيماتودا عديدة من بينها P. السلوكيات عرض pacificus، والتي هي غائبة أو تختلف في تعقيدات من نموذج حي C. ايليجانس وبالتالي تثير تساؤلات مثيرة حول تطور وتنظيم هذه السلوكيات. واحد مثل هذا السلوك إضافية وجدت في العديد من أنواع الديدان الأخرى بما في ذلك P. pacificus هو القدرة على تكملة نظامهم الغذائي البكتيري من خلال الانخراط في التغذية المفترسة 1، 20. لقد ولذا وضعت ووصف بروتوكول مفصلة لتوصيف السهل والسريع لهذه السلوكيات المفترسة unanalyzed سابقا في الديدان الخيطية. أولا، قدمنا ​​طرق للكشف عن تغيرات في تغذية الجهاز داخل الفم الخيطية. تحديد نوع الفم الصحيح هو أول أساسيتيب لفحوصات الافتراس ناجحة، على الأقل داخل جنس Pristionchus فقط الحيوانات eurystomatous قادرة على تغذية المفترسة. فمن الأفضل لتحديد الفم تأخذ أشكالا مختلفة مع بروتوكول &quot;السريع phenotyping الفم&quot; وصفت في بروتوكول 1.2 لأن هذا الأسلوب هو أقل الغازية من ذلك بكثير، وبالتالي فإنه من غير المحتمل أن السلوكيات المفترسة قد أقلقت. ومع ذلك، فمن المستحسن أن تصبح أول مألوفة مع هياكل الفم مختلفة من التماهي مع الحيوانات تخدير على منصات أجار (بروتوكول 1.1). وبعد التعرف على ضعهن الفم المطلوبة، التي وصفناها تحليلين لقياس التغذية المفترسة. هذه هي السريع، وإنتاجية عالية &quot;فحص الجثة&quot; (بروتوكول 3) والمزيد من الوقت طويلا ولكن أكثر تعمقا التحليل السلوكي من خلال &quot;فحص لدغة&quot; (بروتوكول 2). كل من هذه البروتوكولات هي درجة عالية من المرونة مما يسمح لعدة تعديلات من أجل تحسين فحوصات اعتمادا على التجربهمتطلبات التل. لفحوصات دغة باستخدام P. الحيوانات المفترسة pacificus على C. ايليجانس فريسة، وكانت الملاحظات من التفاعلات السلوكية المفترسة لنافذة زمنية من 10 دقيقة كافية لتحديد كمية كبيرة من لدغات جنبا إلى جنب مع الأحداث التغذية الأخرى. ل &quot;فحوصات جثة&quot; مرة أخرى باستخدام P. الحيوانات المفترسة pacificus على C. ايليجانس فريسة، 5 الحيوانات المفترسة لمدة 2 ساعة أنتجت أرقام جثة قابلة للقياس بسهولة ومتسق يتيح للالتحليل السلوكي السريع. ومع ذلك، تجدر الإشارة إلى أنواع مختلفة من الخطوة النيماتودا المفترسة بسرعات مختلفة، وتناول الطعام بمعدلات مختلفة وعموما يبرهن على وجود تنوع كبير في السلوكيات الأخرى 1. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أيضا أن تؤكل أنواع الفرائس المختلفة بمعدلات مختلفة لأسباب مشابهة. لذا فمن المستحسن لتحسين فحوصات استنادا إلى أنواع النيماتودا اختبارها على حد سواء والحيوانات المفترسة والفرائس، وأيضا عن أي اختلافات في الظروف البيئية. خلال كل من &quot;لدغة&quot; و &quot;فيلقه &quot;المقايسات فمن الأهمية بمكان أن كلا فريسة الحيوانات المفترسة ويتمتعون بصحة جيدة، كما أكد أو والحيوانات المفترسة جرح لا تقتل بكفاءة. وبالإضافة إلى ذلك، لوحات فحص جديدة ضرورية لوحات كبار السن يمكن أن تصبح جفت الذي يؤثر سلبا على صحة النيماتودا مما يؤدي إلى خاطئ المقايسات. ومن المأمول أيضا أن التكرار في المستقبل من هذه المقايسات المفترسة سوف تكون قادرة على الاستفادة من التطورات الحديثة في مجال التكنولوجيا من أجل أتمتة الكثير من التحليلات كما تم انجازه لتحقيق العديد من السلوكيات التي لوحظت في C. ايليجانس 21 و 22. وفي الوقت الراهن ومن المحتمل أن تنشأ في الديدان الخيطية مثل P. pacificus المشاكل كما تظهر أكثر حساسية في الاتصال، مما يجعل العزلة والشلل في غرف ميكروفلويديك المرجح أن تلغي التغذية المفترسة. التغلب على هذا قد يكون صعبا ولكن من شأنه أن يسهل الديدان الخيطية الفردية ليتم عرضه للدهاء المفترسة السلوكيات. وأخيرا، قدمنا ​​أيضا طرق FOص فحص جهاز التغذية الخيطية نفسه تسهيل المقارنات بين أوضاع التغذية المفترسة والبكتيرية عن طريق قياس الأسنان وضخ البلعوم حركية باستخدام كاميرا عالية السرعة (بروتوكول 4). القياس الكمي لمعدلات البلعوم الضخ في C. وقد استخدمت ايليجانس لمراقبة التغذية لسنوات عديدة 23، ومع ذلك، C. ايليجانس تفتقر إلى أي شكل من أشكال سنينة الفم وأيضا تفتقر إلى السلوكيات المفترسة. من خلال الجمع بين تقدير من بلعومي ضخ مع أن النشاط الأسنان، أي تعصيب للأسنان محددة لالافتراس يمكن ملاحظتها أيضا. ويرجع ذلك إلى التكبير المطلوبة لمراقبة حركة الأسنان الحيوانات في كثير من الأحيان الخروج من الطائرة الاتصال، وبالتالي من الممكن عادة فقط لمراقبة الأسنان للنوافذ زمنية قصيرة. بالإضافة إلى ذلك، على عكس C. ايليجانس، البلعوم من P. pacificus لا تضخ بشكل مستمر، بل يشارك في فترات الضخ والتغذية. لذلك، لدقيق الم البلعوممعدلات بينغ في حين تغذية يحدد لاحقا، فمن المهم لتسجيل 15 ثانية من تغذية مستمرة. وبالتالي، توفر هذه الأساليب المقدمة هنا في الإطار الأول للتحقيق في السلوكيات المفترسة في أنظمة الخيطية. وعلاوة على ذلك، فإنها قد تكون أيضا قابلة للتكيف لاستخدامها في التحقيق في التفاعلات الأخرى داخل النظام الإيكولوجي الخيطية بما في ذلك تأثير الكائنات الحية بالإضافة إلى ذلك ذات الصلة من الناحية البيئية على الافتراس بما في ذلك الكائنات الحية الدقيقة والفطريات والعث . وبالتالي فإنها توفر وسيلة لتشريح كيف يتم تنظيم هذه السلوكيات المفترسة، وكيف أنها قد تطورت وأيضا أهمية البيئية.

وقد أثبتت الديدان الخيطية مع الجهاز العصبي صغيرة ولكنها معقدة من أدوات قوية لفهم العديد من جوانب علم الأعصاب بما في ذلك السلوك. وقد ركزت معظم هذه البحوث على الكائن الحي نموذج ايليجانس انواع معينة فيها مجموعة كبيرة من السلوكيات مختلفة تم تشريح بنجاح وتحليلها. وتشمل هذه ميكانيكية حسية 3، 4 الكيميائي، منجذب للحرارة 5،6 وmagnetotactic 7 التأثير على التزاوج 8،9، والتعلم 10 و التغذية السلوكيات 11. ومع ذلك، عرض أنواع النيماتودا الأخرى ذات الصلة أكثر بعيدة السلوكيات التي لا تراعى في rhabditid C. ايليجانس أو بدلا من ذلك تظهر مستويات إضافية من التعقيد، مما يثير التساؤلات ذات الصلة بشأن تطور وتنظيمها. أحد الأمثلة على ذلك يمكن ملاحظتها في الديدان الخيطية diplogastrid بعيدة الصلة Pristionchus pacificus، والذي يعرض أكثر تعقيدا التغذية يكونhaviors والإيقاعات من لوحظ في C. ايليجانس 1. هذا على الرغم من النوعين تقاسم الخلايا العصبية البلعوم المتجانسة (12). وبالتزامن مع هذه السلوكيات تغذية إضافية، P. يعرض pacificus أيضا مجموعة والغذائية الموسعة، كما هي الحيوانات المفترسة متعطشا، قادرة على استكمال نظامهم الغذائي البكتيري عن طريق تغذية أيضا على يرقات الديدان الأخرى. لحسن الحظ، P. وقد تم تطوير pacificus كنموذج لعلم الأحياء التطوري المقارن والتكاملي، وبالتالي العديد من الأدوات الجزيئية والجينية متوفرة الآن. وتشمل هذه التسلسل الكامل والمشروح الجينوم 13، الأدوات الجزيئية والجينية بما في ذلك الجينات المحورة 14 و كريسبر / Cas9 15،16 فضلا عن نسالة مفصلة ومشروحة بشكل جيد 17 مع أكثر من 25 نوعا وثيق الصلة بما في ذلك الأنواع شقيقة اكتشف حديثا. بالإضافة إلى ذلك، علم البيئة من العديد من الأنواع Pristionchus بما في ذلك P. pacificus هو أنناوقد تم الآن وصف ليرة لبنانية محددة مع العديد من الأنواع تقاسم جمعية necromenic مع الخنافس الجعل، مضيفة أنهما يشتركان في كثير من الأحيان مع أنواع النيماتودا أخرى 18. ب. بالتالي يوفر pacificus نظام نموذجا ممتازا التي لتشريح تطور السلوكيات الجديدة وأهميتها البيئية. من أجل تحليل سلوكيات التغذية المفترسة في أنواع النيماتودا مثل P. pacificus وضعنا عدة فحوصات السلوكية جديدة لمراقبة سهلة وتقدير من الإجراءات المفترسة. كما P. يعرض pacificus بنية الفم ديمبرافيك، الأمر الذي يؤثر بشدة سلوك المفترسة، وتحديد نمط شكلي الصحيح ضروري 1،2. يحتوي ضعهن stenostomatous الفم ضيق واحد الأسنان ظهري حادة ولا تشارك في أي تغذية المفترسة. بدلا من ذلك، يتضمن ضعهن eurystomatous الفم واسعة مخلب شكل أكبر من ذلك بكثير الأسنان ظهري ومبلغ إضافي معارضةالأسنان الفرعية بطني، والتي تعمل معا لفتح بكفاءة إهاب من فرائسها. تختلف نسبة eurystomatous المفترسة إلى النموذج stenostomatous غير المفترسة بين الأنواع Pristionchus وأيضا داخل P. pacificus، ومع ذلك، فإن نسبة من الفم eurystomatous تتحول في في P. pacificus البرية نوع سلالة (PS312) هو عادة 70-90٪ 2. بالإضافة إلى ذلك، نسب شكل الفم يمكن أن تتقلب حسب اختلاف التأثيرات البيئية (وكلاهما معروف، بما في ذلك الموت جوعا وبعض جزيء صغير يشير فضلا عن عوامل غير معروفة)، وتحديد بالتالي الصحيح وعزل شكل الفم eurystomatous المفترسة أمر ضروري لفحوصات المفترسة ناجحة. جنبا إلى جنب مع وصف لشكل الفم المفترسة وضعنا &quot;فحص لدغة&quot; لالملاحظة المباشرة وتقدير من السلوكيات المفترسة بما في ذلك عض، مما أسفر عن مقتل وتغذية الأحداث. هنا يتم عزل النيماتودا فريسة من خلال فلترجي الثقافات تجويع حديثا ويتعرض إلى الكبار المفترسة P. pacificus، الذي لوحظ معا خلال فترة زمنية قصيرة. وبالإضافة إلى ذلك، وقد وضعنا أيضا عالية الإنتاجية &quot;فحص الجثة&quot; لتسهيل الفحص السريع للسلوك المفترسة من خلال الملاحظة المباشرة للأحداث المفترسة. هذا يستفيد من وجود جثث اليرقات كأداة للكشف عن الافتراس. توفر كل من المقايسات طرق سهلة وقابلة للتكرار للغاية لمراقبة وقياس السلوك المفترسة في أنواع النيماتودا مثل P. pacificus.

<table><tbody><tr><td>Nylon net filters (20 &amp;#181;m)</td><td>Merck Millipore Ltd</td><td>NY2004700</td><td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td></tr><tr><td>PP Funnel for filter (54 mm)</td><td>Duran</td><td>292215003</td><td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td></tr><tr><td>Small petri dish (35/10 mm)</td><td>Greiner Bio-One&amp;nbsp;</td><td>627102</td><td>For imaging on High speed camera</td></tr><tr><td>Zeiss SteREO Discovery V12</td><td></td><td></td><td>For mouth form identificaton</td></tr><tr><td>Axio-Imager A1</td><td></td><td></td><td>For mouth form identificaton</td></tr><tr><td>Glass Slides</td><td>Roth</td><td>H869</td><td></td></tr><tr><td>Cover Slips</td><td>Roth</td><td>657</td><td></td></tr><tr><td>Motion Scope M3 Highspeed camera</td><td>IDT</td><td></td><td>High speed camera</td></tr><tr><td>Video zoom 44 ENG 1/2&quot; 0.5X to 2.4X</td><td>Zeis</td><td>452984-0000-000</td><td>High speed camera zoom</td></tr><tr><td>Nematode Growth Medium (NGM) ingredients:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Roth</td><td>5210.2</td><td>CAS-Nr. 9002-18-0</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Roth</td><td>3957</td><td>CAS-Nr. 7647-14-5</td></tr><tr><td>Bacto Tryptone</td><td>BD</td><td>211699</td><td>Lot 4316614</td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate (CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3306</td><td>CAS-Nr. 10035-04-8</td></tr><tr><td>Cholesterol from lanolin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F 26732 00050</td><td>CAS-Nr. 57-88-5</td></tr><tr><td>Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Merck</td><td>1,058,861,000</td><td>CAS-Nr. 10034-99-8</td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>ACROS organics</td><td>271080025</td><td>CAS-Nr. 7778-77-0</td></tr><tr><td>6 cm petri dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>628102</td><td></td></tr><tr><td>3.5 cm petri dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>627102</td><td></td></tr><tr><td>M9 ingredients:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>ACROS organics</td><td>271080025</td><td>CAS-Nr. 7778-77-0</td></tr><tr><td>Sodium hydrogen phosphate heptahydrate (NaHPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9390-500G-D</td><td>CAS-Nr. 7782-85-6</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Roth</td><td>3957</td><td>CAS-Nr. 7647-14-5</td></tr></tbody></table>

assaying predatory feeding behaviors in pristionchus and other nematodes

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including Pristionchus pacificus display complex behaviors, the most striking of which is the predation of other nematode larvae. However, as these behaviors are absent in the model organism Caenorhabditis elegans, they have thus far only recently been described in detail along with the development of reliable behavioral assays 1. These predatory behaviors are dependent upon phenotypically plastic but fixed mouth morphs making the correct identification and categorization of these animals essential. In P. pacificus there are two mouth types, the stenostomatous and eurystomatous morphs 2, with only the wide mouthed eurystomatous containing an extra tooth and being capable of killing other nematode larvae. Through the isolation of an abundance of size matched prey larvae and subsequent exposure to predatory nematodes, assays including both "corpse assays" and "bite assays" on correctly identified mouth morph nematodes are possible. These assays provide a means to rapidly quantify predation success rates and provide a detailed behavioral analysis of individual nematodes engaged in predatory feeding activities. In addition, with the use of a high-speed camera, visualization of changes in pharyngeal activity including tooth and pumping dynamics are also possible.

<html> وبعد تحديد الناجح لضعهن الفم المناسب في P. pacificus، اختلافات واضحة بين الحيوانات eurystomatous وstenostomatous يمكن الكشف عن (الشكل 3) فقط مع الحيوانات eurystomatous الانخراط في قتل السلوك. في الحيوانات stenostomatous يبدو أن هذا السلوك يمكن منعها تماما. وعلاوة على ذلك، فإن الاختلافات في النشاط الأسنان والبلعوم ضخ الحيوانات eurystomatous على البكتيريا وفريسة (الشكل 4 و أفلام 2 و 3) واضح أيضا. في حين التغذية المفترسة، وخفض معدل الضخ أقل من تلك التي لوحظت خلال الكشف عن التغذية البكتيرية وحركة الأسنان في نسبة إلى واحدة مع ضخ البلعوم. هذا ومن المحتمل أن تكون مؤشرا على الآليات التنظيمية الرئيسية تحوير الاستجابة السلوكية لاختلاف النظام الغذائي. ق / ftp_upload / 54404 / 54404fig1.jpg &quot;/&gt; الشكل 1. P. pacificus لديه الفم إزدواج الشكل الذي يؤثر في سلوك التغذية. (أ) شكل الفم eurystomatous قادر على الافتراس، ولها فتحة الفم واسعة مع مخلب شكل كبير ظهري الأسنان (كاذبة اللون الأحمر) و (ب) ربط المنافس على شكل الأسنان واسع الفرعية بطني (كاذبة اللون الأزرق). (C) وشكل الفم stenostomatous هو فقط قادرة على تتغذى على البكتيريا، ولها فتحة الفم أضيق مع الصوان على شكل ظهري الأسنان (كاذبة اللون الأحمر) و (D) لا الأسنان الفرعية بطني (*). صور Normaski هي 63X ويمثل شريط مقياس 10 ميكرون. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig2.jpg" /> <strأونج&gt; الشكل 2. الافتراس فحوصات. (A) P. pacificus يعض ويقتل يرقات الديدان الخيطية أخرى مثل C. ايليجانس. (ب) لفحوصات لاذعة، وعدد من bitesby الحيوانات المفترسة (*) يمكن ملاحظتها باستخدام مجهر تشريحي خفيفة وقتل ناجحة وتغذية الأحداث المسجلة أيضا. الجثث هي أيضا واضحة للعيان (الدوائر). (C) لفحوصات الجثة، أطر اليرقات (الأسهم) ويمكن بسهولة تحديدها مقارنة اليرقات الحية. يمثل مقياس شريط 1 مم في B و 150 ميكرومتر في C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig3.jpg" /> الشكل 3. النتائج من لدغة والجثة فحوصات على C. ايليجانس الجارحة. (A) هو سلوك العض واضحا فقط<html> في شكل الفم eurystomatous مع هذا السلوك لا يتم عرض في الحيوانات stenostomatous. يمثل شريط خطأ الانحراف المعياري من 10 مكررات. (ب) وتزامنا مع أي سلوك العض واضحا من الحيوانات stenostomatous، كما تكشف فحوصات جثة جثث فقط على لوحات فحص الحيوانات eurystomatous. يمثل شريط خطأ الانحراف المعياري من 5 مكررات. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (4)" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig4.jpg" /> ويلاحظ الشكل 4. Eurystomatous ضخ حركة السعر والأسنان خلال تغذية مفترسة. حركة الأسنان فقط، بينما تشارك الحيوانات eurystomatous في التغذية المفترسة. ويتزامن ذلك أيضا مع انخفاض في ضخ البلعوم. يمثل شريط خطأ الانحراف المعياري من 10 مكررات.<html> أ href = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig4large.jpg&quot; الهدف = &quot;_ فارغة&quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="فيلم 1" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie1.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_1_Killing_behaviour.mp4">الفيلم 1. مراقبة من قتل السلوك لفحص دغة باستخدام مجهر تشريحي الخفيفة. (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل).</a> <img alt="فيلم 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie2.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_2_HS_Camera_Killing.mp4">فيلم فيلم الكاميرا 2. عالية السرعة من P. pacificus قتل C. ايليجانس اليرقات. (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل).</a> إعلان / 54404 / 54404movie3.jpg &quot;/&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_3_HS_pumping_and_tooth.mp4">فيلم 3. التكبير كاميرا عالية السرعة من حركة الأسنان أثناء الافتراس. (انقر بزر الماوس الأيمن للتحميل).</a>

Watch this Scientific Journal Video about Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes at JoVE.com

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth.

يعاير سلوكيات التغذية المفترسة في<em&gt; Pristionchus</em&gt; والديدان الخيطية أخرى

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including ...

assaying-predatory-feeding-behaviors-pristionchus-other

Research

JoVE Journal

Environment

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

9.7K Views.  Max-Planck Institute for Developmental Biology. Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth. 

Video: Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

أخذ العينات التربة والنيماتودا الممرضة للحشرات عزل (Steinernematidae، Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

Automated Analysis of a Nematode Population-based Chemosensory Preference Assay

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection of the neural circuits underlying these behaviors, the development of robust and reproducible behavioral assays is necessary. Previous C. elegans behavioral studies have used variations of a "drop test", a "chemotaxis assay", and a "retention assay" to investigate the response of C. elegans to soluble compounds. The method described in this article seeks to combine the complementary strengths of the three aforementioned assays. Briefly, a small circle in the middle of each assay plate is divided into four quadrants with the control and experimental solutions alternately placed. After the addition of the worms, the assay plates are loaded into a behavior chamber where microscope cameras record the worms' encounters with the treated regions. Automated video analysis is then performed and a preference index (PI) value for each video is generated. The video acquisition and automated analysis features of this method minimizes the experimenter's involvement and any associated errors. Furthermore, minute amounts of the experimental compound are used per assay and the behavior chamber's multi-camera setup increases experimental throughput. This method is particularly useful for conducting behavioral screens of genetic mutants and novel chemical compounds. However, this method is not appropriate for studying stimulus gradient navigation due to the close proximity of the control and experimental solution regions. It should also not be used when only a small population of worms is available. While suitable for assaying responses only to soluble compounds in its current form, this method can be easily modified to accommodate multimodal sensory interaction and optogenetic studies. This method can also be adapted to assay the chemosensory responses of other nematode species.

We present a behavior recording setup and protocol that enables automated analysis of the nematode, Caenorhabditis elegans' preference for soluble compounds in a population-based assay. This article describes the construction of a behavior chamber, the behavioral assay protocol, and video analysis software usage.

التحليل الآلي من النيماتودا القائم على السكان الحسية الكيميائية تفضيل التفضيل

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection ...

Behavior

Rapid Isolation of Wild Nematodes by Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild nematodes in their natural environments are valuable for understanding many aspects of biology, including the selective regimes in which distinctive genomic and phenotypic characters evolve, the genetic basis for complex trait variation, and the natural genetic diversity fundamental to all animal populations. This manuscript describes a simple and efficient method for extracting nematodes from their natural substrates, including rotting fruits, flowers, fungi, leaf litter, and soil. The Baermann funnel method, a classical nematology technique, selectively isolates active nematodes from their substrates. Because it recovers nearly all active worms from the sample, the Baermann funnel technique allows for the recovery of rare and slow-growing genotypes that co-occur with abundant and fast-growing genotypes, which might be missed in extraction methods that involve multiple generations of reproduction. The technique is also well suited to addressing metagenetic, population-genetic, and ecological questions. It captures the entire population in a sample simultaneously, allowing an unbiased view of the natural distribution of ages, sexes, and genotypes. The protocol allows for deployment at scale in the field, rapidly converting substrates into worm plates, and the authors have validated it through fieldwork on multiple continents.

This protocol outlines a method for efficiently extracting live nematodes from natural substrates in the field.

العزل السريع للديدان الخيطية البرية بواسطة قمع بيرمان

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild ...

Genetics

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in cellular and mammalian models. Here, we describe detailed methods to perform stable isotopic profiling of intermediary metabolism and metabolic flux in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are described for profiling whole worm free amino acids, labeled carbon dioxide, labeled organic acids, and labeled amino acids in animals exposed to stable isotopes either from early development on nematode growth media agar plates or beginning as young adults while exposed to various pharmacologic treatments in liquid culture. Free amino acids are quantified by high performance liquid chromatography (HPLC) in whole worm aliquots extracted in 4% perchloric acid. Universally labeled 13C-glucose or 1,6-13C2-glucose is utilized as the stable isotopic precursor whose labeled carbon is traced by mass spectrometry in carbon dioxide (both atmospheric and dissolved) as well as in metabolites indicative of flux through glycolysis, pyruvate metabolism, and the tricarboxylic acid cycle. Representative results are included to demonstrate effects of isotope exposure time, various bacterial clearing protocols, and alternative worm disruption methods in wild-type nematodes, as well as the relative extent of isotopic incorporation in mitochondrial complex III mutant worms (isp-1(qm150)) relative to wild-type worms. Application of stable isotopic profiling in living nematodes provides a novel capacity to investigate at the whole animal level real-time metabolic alterations that are caused by individual genetic disorders and/or pharmacologic therapies.

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling by gas chromatography mass spectrometric analysis of intermediary metabolic flux is described in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are detailed for assessing isotopic enrichment in carbon dioxide, organic acids, and amino acids following isotope exposure either during development on agar plates or during adulthood in liquid culture.

النظائر مستقرة من التنميط التمويه الاستقلابية المتوسطة في مرحلة تطوير والكبار انواع معينة ايليجانس</em

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in ...

Biology

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their locomotory patterns upon detection of diverse environmental stimuli and can modulate their suite of behavioral responses in response to starvation conditions. Nematodes typically exhibit a decreased aversive response when removed from a food source for over 30 min. Observation of behavioral changes in response to a changing nutritional status can provide insight into the mechanisms that regulate the transition from a well-fed to starved state.
We have developed an assay that measures a nematode&#39;s ability to cross an aversive barrier (i.e. copper) then reach a food source over a prolonged period of time. This protocol builds upon previous work by integrating multiple variables in a manner that allows for continued data collection as the organisms shift towards an increasingly starved condition. Moreover, this assay permits an increased sample size so that larger populations of nematodes can be simultaneously evaluated.
Organisms defective for the ability to detect or respond to copper immediately cross the chemical barrier, while wild type nematodes are initially repelled. As wild type worms are increasingly starved, they begin to cross the barrier and reach the food source. We designed this assay to evaluate a mutant that is incapable of responding to diverse environmental cues, including food sensation or detection of aversive chemicals. When evaluated via this protocol, the defective organisms immediately crossed the barrier, but were also incapable of detecting a food source. Hence, these mutants repeatedly cross the chemical barrier despite temporarily reaching a food source. This assay can straightforwardly test populations of worms to evaluate potential pathway defects related to aversion and starvation.

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

Here, we present a Caenorhabditis elegans-specific assay designed to evaluate changes in copper aversion behavior and the ability to locate a common food source, as the organism progresses from a well-fed to starved nutritional state.

ا<em&gt; كاينورهابديتيس ايليجانس</em&gt; الوضع الغذائي القائم على النحاس النفور الفحص

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their ...

Neuroscience

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. To improve the mating efficiency of B. Xylophilus and to increase the chances of mating observation, virgin adults were cultured and used for the investigation. Eggs were obtained by keeping the nematodes in water and allowing the females to lay eggs for 10 min. The second-stage juveniles (J2) were synchronized by incubating the eggs for 24 h at 25 &#176;C in the dark, and the early J4 were obtained by culturing the J2 with grey mold, Botrytis cinerea, for another 52 h. At this time point, most J4 nematodes could be clearly distinguished as being male or female using their genital morphology. The male and female J4 were collected and cultured separately in two different Petri dishes for 24 h to get virgin adult nematodes. A virgin male and a virgin female were paired in a drop of water in the well of a concave slide. The mating behavior was filmed with a video recorder under a stereomicroscope. The whole period of the mating process was 82.8 &#177;3.91 min (mean &#177;SE) and could be divided into 4 different phases: searching, contacting, copulating, and lingering. The mean minutes of duration were 21.8 &#177; 2.0, 28.0 &#177; 1.9, 25.8 &#177; 0.7 and 7.2 &#177; 0.5, respectively. Eleven sub-behaviors were described: cruising, approaching, encountering, touching, hooping, locating, attaching, ejaculating, separating, quiescence, and roaming. Interestingly, obvious intra-sexual competition was observed when one female was grouped with 3 males or one male with 3 females. This protocol is useful and valuable, not only in investigating the mating behavior of B. xylophilus, but also in acting as a reference for ethological studies of other nematodes.

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A protocol for investigating the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, is presented. Behavioral features of B. xylophilus are described in the mating process.

المراقبة والقياس الكمي للسلوك التزاوج في غابة الصنوبر نيماتودا،<em&gt; Bursaphelenchus xylophilus</em

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. ...

Laboratory Protocol for Genetic Gut Content Analyses of Aquatic Macroinvertebrates Using Group-specific rDNA Primers

Analyzing food webs is essential for a better understanding of ecosystems. For example, food web interactions can undergo severe changes caused by the invasion of non-indigenous species. However, an exact identification of field predator-prey interactions is difficult in many cases. These analyses are often based on a visual evaluation of gut content or the analysis of stable isotope ratios (&#948;15N and &#948;13C). Such methods require comprehensive knowledge about, respectively, morphologic diversity or isotopic signature from individual prey organisms, leading to obstacles in the exact identification of prey organisms. Visual gut content analyses especially underestimate soft bodied prey organisms, because maceration, ingestion and digestion of prey organisms make identification of specific species difficult. Hence, polymerase chain reaction (PCR) based strategies, for example the use of group-specific primer sets, provide a powerful tool for the investigation of food web interactions. Here, we describe detailed protocols to investigate the gut contents of macroinvertebrate consumers from the field using group-specific primer sets for nuclear ribosomal deoxyribonucleic acid (rDNA). DNA can be extracted either from whole specimens (in the case of small taxa) or out of gut contents of specimens collected in the field. Presence and functional efficiency of the DNA templates need to be confirmed directly from the tested individual using universal primer sets targeting the respective subunit of DNA. We also demonstrate that consumed prey can be determined further down to species level via PCR with unmodified group-specific primers combined with subsequent single strand conformation polymorphism (SSCP) analyses using polyacrylamide gels. Furthermore, we show that the use of different fluorescent dyes as labels enables parallel screening for DNA fragments of different prey groups from multiple gut content samples via automated fragment analysis.

Most common gut content analyses of macroinvertebrates are visual. Requiring intense knowledge about morphological diversity of prey organisms, they miss soft bodied prey and, due to strong comminution of prey, are nearly impossible for some organisms, including amphipods. We provide detailed, novel genetic approaches for macroinvertebrate prey identification in the diet of amphipods.

بروتوكول مختبر لتحليل محتوى الأمعاء الوراثية ماكروينفيرتيبراتيس المائية استخدام مجموعة محددة المتاشب كبسولة تفجير

Analyzing food webs is essential for a better understanding of ecosystems. For example, food web interactions can undergo severe changes caused by the ...

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative sparsity of information about C. elegans in its natural context comes from the challenges involved in the identification of the small nematode in nature. Despite these challenges, an increasing focus on the ecology of C. elegans has caused a wealth of new information regarding its life outside of the laboratory. The intensified search for C. elegans in nature has contributed to the discovery of many new Caenorhabditis species and revealed that congeneric nematodes frequently cohabitate in the wild, where they feed on microbial blooms associated with rotting plant material. The identification of new species has also revealed that the androdioecious mating system of males and self-fertilizing hermaphrodites has evolved three times independently within Caenorhabditis. The other two selfing species, C. briggsae and C. tropicalis, share the experimental advantages of C. elegans and have enabled comparative studies into the mechanistic basis of important traits, including self-fertilization. Despite these advances, much remains to be learned about the ecology and natural diversity of these important species. For example, we still lack functional information for many of their genes, which might only be attained through an understanding of their natural ecology. To facilitate ecological research of selfing Caenorhabditis nematodes, we developed a highly scalable method to collect nematodes from the wild. Our method makes use of mobile data collection platforms, cloud-based databases, and the R software environment to enhance researchers&#39; ability to collect nematodes from the wild, record associated ecological data, and identify wild nematodes using molecular barcodes.

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

This protocol can be used to perform large-scale ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. The primary advantage of this method is the efficient organization and analysis of ecological and molecular data associated with the nematodes collected from nature.

نهج قابل للتطوير للغاية لإجراء مسوحات بيئية للديدان الخيطية Caenorhabditis الذاتية

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative ...

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant matter, especially rotten fruits like apples or on compost heaps. It is also associated with certain invertebrate hosts such as slugs and woodlice. These habitats are rich in microbes, which serve as food for C. elegans and which can also persistently colonize the nematode gut. To date, the exact diversity and consistency of the native C. elegans microbiota across habitats and geographic locations is not fully understood. Here, we describe a suitable approach for isolating C. elegans from nature and characterizing the microbiota of worms. Nematodes can be easily isolated from compost material, rotting apples, slugs, or attracted by placing apples on compost heaps. The prime time for finding C. elegans in the Northern Hemisphere is from September until November. Worms can be washed out of collected substrate material by immersing the substrate in buffer solution, followed by the collection of nematodes and their transfer onto nematode growth medium or PCR buffer for subsequent analysis. We further illustrate how the samples can be used to isolate and purify the worm-associated microorganisms and to process worms for 16S ribosomal RNA analysis of microbiota community composition. Overall, the described methods may stimulate new research on the characterization of the C. elegans microbiota across habitats and geographic locations, thereby helping to obtain a comprehensive understanding of the diversity and stability of the nematode's microbiota as a basis for future functional research.

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is one of the main model species in biology, yet almost all research is performed in the absence of its naturally associated microbes. The methods described here will help to improve our understanding of the diversity of associated microbes as a basis for future functional C. elegans research.

عزل وتوصيف الجراثيم الطبيعية للنموذج الديدان الخيطية Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant ...

التحقيق في السلوكيات الجماعية في الديدان الخيطية باستخدام وسط أجار طعام

The Large-Scale Cultivation of Nematodes to Study Their Collective Behaviors

Animals exhibit dynamic collective behaviors, as observed in flocks of birds, schools of fish, and crowds of humans. The collective behaviors of animals have been investigated in the fields of both biology and physics. In the laboratory, researchers have used various model animals such as the fruit fly and zebrafish for approximately a century, but it has remained a major challenge to study large-scale complex collective behavior orchestrated by these genetically tractable model animals. This paper presents a protocol to create an experimental system of collective behaviors in Caenorhabditis elegans. The propagated worms climb on the lid of the Petri plate and show collective swarming behavior. The system also controls worm interactions and behaviors by changing the humidity and light stimulation. This system allows us to examine the mechanisms underlying collective behaviors by changing environmental conditions and examining the effects of individual-level locomotion on collective behaviors using mutants. Thus, the system is useful for future research in both physics and biology.

تسليط الضوء على المؤلف: التحليل السلوكي الجماعي للديدان الخيطية ، Caenorhabditis elegans

Here, a system is reported for studying the collective behaviors of nematodes by culturing them in bulk using dog food agar medium. This system allows researchers to propagate large numbers of dauer worms and can be applied to Caenorhabditis elegans and other related species.

زراعة الديدان الخيطية على نطاق واسع لدراسة سلوكياتها الجماعية

Animals exhibit dynamic collective behaviors, as observed in flocks of birds, schools of fish, and crowds of humans. The collective behaviors of animals ...

يعاير سلوكيات التغذية المفترسة في

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video