We thank Dr. Daniel Bumbarger for the predation behavior picture. This work was funded by the Max-Planck Society.

1. Mundform Phänotypisierung <ol><li> Mouth Formularidentifizierung auf Agarose - Pads Hinweis: Um die Nematoden Mund Morphs zu visualisieren, zu immobilisieren, die Würmer mit einer milden Betäubung Behandlung auf Agarose-Pads und beobachten Sie wie folgt vor. <ol><li> Wachsen und Nematodenkulturen wie P. aufrechtzuerhalten pacificus auf 6 cm Standard Nematoden Nährmedien (NGM) Platten und ernähren sich von einem Bakterienrasen von E. coli OP50 19. </li><li> Machen Agarose pads , indem zuerst 0,06 g Agarose zu 3 ml H 2 O in einem 15 - ml - Röhrchen Zugabe von 3 ml 2% igen Lösung herzustellen. Dies kann bis zu einem Jahr bei 4 ° C gelagert werden , </li><li> Mischen und Schmelzen der Agarose gründlich in einer Mikrowelle oder alternativ einen Wärmeblock verwenden auf&gt; 88 ° C </li><li> Sobald sie vollständig geschmolzen ist, fügen 10 ul einer 10% Natriumazid Lösung der Agarose und gründlich mischen. ACHTUNG: Trockene Natriumazid reaktiv ist und alle Formen sind giftig. </li><li> Unter Verwendung einer 1 mlMikropipette einen Tropfen von nicht weniger als 300 &amp; mgr; l des flüssigen Agarose-Azid-Mix auf der Mitte eines Standard-Objektträger aus Glas. </li><li> Vor dem Agar abkühlt, stellen schnell ein zweites Mikroskop-Objektträger auf der Oberseite des Tropfens, um die Agarose zu glätten, die sich beim Abkühlen ein Polster bildet. Wiederholen Sie dies für so viele Pads wie erforderlich ist. </li><li> Kurz vor schälen zu verwenden auseinander, die Glasobjektträger, indem sie aufeinander ab gleitet. Hinweis: Wenn Agarose-Pads zu weit im Voraus vorbereitet werden, können sie zu trocken sein und die Nematoden beschädigen können. </li><li> Zur Übertragung von Würmern auf die Betäubung Agarose-Pads, einen Tropfen von M9-Puffer (2 - 3 ul) auf die Mitte des Pads. Wählen Sie 2 - 3 junge P. pacificus Erwachsene in den Tropfen M9 vor einem Deckglas vorsichtig über das Pad platzieren. Die P. pacificus Nematoden werden in der Agarose und bereit immobilisiert werden sichtbar zu machen. </li><li> Übertragen Sie die Objektträger der narkotisierten Wurm auf ein geeignetes Mikroskop ein enthält,nd beobachten unter 63X Nomarski-Optik. Kategorisieren Morph-Identitäten auf der Grundlage der folgenden Merkmale: das Vorhandensein einer zusätzlichen Unter ventralen Zahn, vergrößerte Dorsalzahn und breite Mundöffnung ist ein Hinweis auf einen eurystomatous Mund Morph Tier, während die Anwesenheit eines einzelnen Dorsalzahn und schmaler Mundöffnung eine stenostomatous zeigt Tier (Abbildung 1). Hinweis: Um die Gesundheit des Tieres zu halten, Würmer sollte nicht länger als 5 Minuten auf dem Agar-Pad gehalten werden. </li><li> Nach dem Mund Morph-Identifikation, erholen entweder eurystomatous oder stenostomatous Nematoden, wie sie durch leichtes Verschieben des Agarose-Pad aus, indem das Deckglas erforderlich. Auf frische NGM - Platten sorgfältig wählen Sie die ausgewählten Tiere aus dem Agarose - Pad (es klebriger machen kann E. coli OP50 auf dem Pick verwendet werden , um). Lassen Sie Erholung von der Narkose, bis die normale motile Verhalten wieder aufgenommen hat, auf denen Tiere für weitere Raub Assays bereit sind. </li></ol></li> &lt;li&gt; Rapid - Mouth Phänotypisierung Hinweis: Alternativ mit mehr Erfahrung, Mund Formulartyp kann über eine Stereomikroskop mit hoher Vergrößerung (150X) ohne die Notwendigkeit einer Narkose Behandlung getestet werden. <ol><li> Platz Nematoden auf Standard - NGM - Platten mit einem Bakterienrasen von E. coli OP50 auf das Mikroskop - Sichtbereich. </li><li> Erkennen Unterschiede in den Mund Größe und Breite. Hinweis: Bei dieser Vergrößerung kein Zahn artige Strukturen beobachtbar sind daher Identifizierung Mund Morph basiert ausschließlich auf breiten Mund im Vergleich zu schmalen Mund. </li></ol></li></ol> 2. Biss Assay Hinweis: Biting-Assays eine detaillierte räuberische Verhaltensanalyse ermöglichen. <ol><li> Wachsen und Nematodenkulturen auf Standard - NGM - Platten (6 cm) und ernähren sich von einem Bakterienrasen von E. halten coli OP50 19. </li><li> Machen Testplatten durch eine große Menge an ausgewählten Beute Nematodenlarven wie C. wachsenden elegans oder alternativ eine entsprechende ökologisch relevante Beute. Hinweis: Erwachsene C. elegans sind zu groß , geeignet zum Opfer zu sein , so dass es wichtig ist , die Larvenstadium zu verwenden. <ol><li> Pflegen C. elegans oder andere potenzielle Beutetiere auf Standard - NGM - Platten und Futter auf einem Bakterienrasen von E. coli OP50 , bis die Bevölkerung frisch verhungert, in einer Fülle von jungen L1 - Larven zur Folge hat . Anmerkung: Zeit für Hungern auf zahlreiche Umwelt und experimentelle Faktoren abhängig ist, einschließlich der Anzahl von Nematoden verwendet , um die Kultur zu starten, wird die Menge an E. coli OP50 gegeben, und die Umgebungstemperatur. </li></ol></li><li> Waschen Sie vier oder mehr frisch verhungert Beute Platten mit M9 und der Wurm-Lösung durch zwei 20 &amp; mgr; m-Filter passieren alle großen Tiere und alle verbleibenden Eier in einem 15-ml-Röhrchen vor dem Sammeln zu entfernen. Nur kleine Larven sollten in der Lösung verbleiben. </li><li> Zentrifugieren des gefilterten Beute bei 377 × g für 1 min, um ein Larven Pellet bilden. </li><li&gt; Pipette 3 ul reinen Schnecken Pellet auf eine 6 cm NGM Platte ohne E. coli OP50 vorhanden und warten Sie mindestens 30 Minuten für Larven ausreichend , um sich auszubreiten eine Testplatte zu erzeugen. Hinweis: 3 ul reinen Schnecken Pellet auf den Standard-Testplatten enthalten&gt; 3.000 Beute Larven. Dies ist ausreichend häufigen Kontakt zwischen Räuber und Beute zu erzeugen. </li><li> Bildschirm räuberische Nematoden für die erforderliche Mund Morph (Protokoll 1). </li><li> Unter Verwendung von Standard Wurm Picking und eine leichte Stereo 19, übertragen korrekt klassifizierten Räuber auf die Assayplatte. Achten Sie darauf, so wenig OP50 Bakterien wie möglich an der Testplatte zu übertragen, wenn Räuber, um die Übertragung bakterielle Kontamination zu minimieren. Warten Sie 15 min die Schnecke zu ermöglichen, von dem Stress wird übertragen und prüfen für Wildtyp-motile Verhalten zu erholen Würmer, um sicherzustellen, nicht bei der Übertragung beschädigt wurde. Hinweis: Es gibt keine Notwendigkeit , zu verhungern P. pacificus, da sie hocheffiziente Räuber von anderen Nematodenlarven sind auch während der gut auf Bakterien gefüttert. </li><li> Nach der Wiederherstellung beachten Sie die Räuber für 10 Minuten ein leichtes Stereomikroskop. Mit dieser Ausrüstung beobachten und verschiedene Fütterungs Ereignisse charakterisieren wie Beißen, durch die Räuber gekennzeichnet , die Bewegung der Beute zu beschränken, zu töten, wo durch eine Öffnung der Beute Kutikula erfasst wird ; und Fütterung, kategorisiert durch einen beobachtbaren Verbrauch der Beute Innereien (2A, B und Film 1). </li><li> Wiederhole den Test durch Absuchen und ein Minimum von 10 einzelnen räuberische Nematoden Beobachtungsgenauigkeit sicherzustellen. </li></ol> 3. Corpse Assay Hinweis: Corpse-Assays eine schnellere Quantifizierung von räuberischen Verhalten erleichtern. <ol><li> Wachsen und Nematodenkulturen auf Standard-NGM-Platten und ernähren sich von einem bakteriellen l haltenawn von E. coli OP50 19. Erzeugen Triplikaten der Testplatten zuvor erwähnten (protocol 2,1-2,5). </li><li> Bildschirm räuberische Nematoden für die erforderliche Mund Morph wie in Protokoll 1 beschrieben Unter Verwendung von Standard Wurm Picking und eine leichte Stereoübertragung 5 räuberische Nematoden mit der erforderlichen Mund Morph zu jeder Testplatte. Lassen Sie die Räuber zusammen mit der Beute für 2 Std. </li><li> Nach 2 Stunden der Testplatte auf das Vorhandensein von entleerten Leichen (2B und C) auf dem Bildschirm. Identifizieren Leichen durch das Fehlen der Beweglichkeit zusammen mit offensichtlichen morphologischen Defekte einschließlich undichten Innereien oder fehlende Wurm Fragmente. </li></ol> 4. Analyse der Pharyngeal und Zahnbewegung <ol><li> Wachsen und Nematodenkulturen auf Standard - NGM - Platten und ernähren sich von einem Bakterienrasen von E. halten coli OP50 19. Erzeugen Assayplatten wie zuvor erwähnt (protocol 2,1-2,5). Wenn Standard 6 cmNGM-Platten passen nicht zwischen dem Objektiv und dem Mikroskoptisch, verwenden Sie den Deckel der kleinen 35-mm-Petrischalen mit 2 ml NGM als eine geeignete Alternative. </li><li> Bildschirm räuberische Nematoden für die erforderliche Mund Morph wie in Protokoll 1 beschrieben Standard Wurm Mit Picking und eine leichte Stereo, übertragen eine einzige richtig klassifiziert Räuber auf die Assayplatte. Warten Sie 15 min die Schnecke zu ermöglichen, von dem Stress wird übertragen zu erholen. </li><li> Beobachten Raubtiere auf einem Mikroskop bei 40 - 63X Normaski, mit einer Hochgeschwindigkeitskamera (Filme 2 und 3). Record pharyngealen Pump- und Zahnbewegung über 15 sec, bei 50 Hz in mindestens 20 Tiere genaue Quantifizierung zu gewährleisten. Replay aufgenommenen Filme mit der gewünschten Geschwindigkeit, um einzelnen Pumpen und Zahn Ereignisse zu zählen. Anmerkung: Pumping ist im corpus beobachtet, in der Mitte des Pharynx angeordnet, während der Zahnbewegung in der Mündungsöffnung nachweisbar ist und nur obvom Dorsalzahn serviert. </li></ol>

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The authors declare no financial or competing interests.

Nematoden bieten ein leistungsfähiges System für das Verständnis der Neurobiologie und Verhalten mit C. elegans ist bisher das wichtigste Werkzeug. Doch zahlreiche Nematodenarten einschließlich P. pacificus Anzeigeverhalten, die nicht vorhanden sind oder variieren in Komplexitäten aus dem Modellorganismus C. elegans und deshalb erhöhen faszinierende Fragen in Bezug auf die Entwicklung und die Regulierung dieser Verhaltensweisen. Ein solches zusätzliches Verhalten in vielen anderen Nematodenarten einschließlich P. gefunden pacificus ist die Fähigkeit , ihre bakterielle Ernährung zu ergänzen durch 1 in räuberische Fütterung Eingriff, 20. Daher haben wir entwickelt und beschrieben ein detailliertes Protokoll für eine einfache und schnelle Charakterisierung dieser bisher nicht analysierte räuberische Verhalten in Nematoden. Erstens haben wir Methoden zur Verfügung gestellt in der Fütterung Apparat innerhalb der Nematoden Mund für Variationen zu screenen. Die Identifizierung der richtigen Mund Typ ist ein erster wichtiger step für eine erfolgreiche predation Assays wie, zumindest innerhalb der Pristionchus Gattung nur eurystomatous Tiere fähig ist räuberischen Fütterung sind. Es ist am besten zu identifizieren Mund mit dem &quot;schnellen Mund Phänotypisierung&quot; Protokoll in Protokoll 1.2, da dieses Verfahren beschrieben Morphs ist viel weniger invasiv und daher ist es weniger wahrscheinlich, dass räuberische Verhalten gestört werden kann. Es wird jedoch empfohlen, zuerst mit den verschiedenen Mundstrukturen durch Identifikation mit anästhesierten Tieren auf Agar pads (Protokoll 1.1) vertraut. Nach der Identifizierung der gewünschten Mund morph, haben wir zwei Assays beschriebenen Verdrängungsfütterungs zur Quantifizierung. Es handelt sich um ein schnelles, mit hohem Durchsatz &quot;Leiche Assay&quot; (Protokoll 3) und einer mehr zeitaufwendig, sondern mehr in die Tiefe Verhaltensanalyse durch den &quot;Biss-Test&quot; (Protokoll 2). Beide Protokolle sind sehr flexibel, so dass mehrere Modifikationen, um die Tests in Abhängigkeit von den experimen zu optimierental Anforderungen. Für Biss Assays P. mit pacificus Räuber auf C. elegans Beute, Beobachtungen von räuberischen Verhaltens - Interaktionen für ein Zeitfenster von 10 Minuten war ausreichend , um eine erhebliche Menge an Bissen zusammen mit anderen Fütterung Ereignisse zu quantifizieren. Für &quot;Leiche Assays&quot; wieder P. Verwendung pacificus Räuber auf C. elegans Beute, 5 Räuber für 2 Stunden produziert leicht zu quantifizieren und konsistente Zahlen Leiche für eine schnelle Verhaltensanalyse ermöglicht. Es sollte jedoch verschiedene Arten von räuberischen Nematoden bewegen sich mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten zu beachten, essen mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten und in der Regel eine große Vielfalt in andere Verhaltensweisen 1 zeigen. Zusätzlich können verschiedene Beutearten auch mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten aus ähnlichen Gründen gegessen werden. Es wird deshalb empfohlen, die Tests empfohlen, auf die Nematodenarten getestet sowohl als Räuber und Beute, und auch für alle Unterschiede in den Umweltbedingungen auf Basis zu optimieren. Während beide &quot;Biss&quot; und &quot;Corpse &quot;Assays ist es entscheidend, dass sowohl Beute und Räuber gesund sind, werden wie gestresst oder verletzt Räuber nicht effizient töten. Außerdem sind frische Testplatten wesentlich ältere Platten ausgetrocknet werden kann, was sich negativ auf die Gesundheit der Nematoden wirkt sich auf fehlerhafte führende Assays. Es ist zu hoffen , dass auch künftige Iterationen dieser räuberischen Assays Lage , die Vorteile der jüngsten Fortschritte in der Technologie , um viel von der Analyse zu automatisieren wie ausgeführt wurde in C zu nehmen sein wird elegans 21, 22 beobachtet viele Verhaltensweisen für die Untersuchung. zur Zeit Probleme in Nematoden entstehen dürften, wie P. pacificus , da sie viel empfindlicher zu kontaktieren, so dass die Isolierung und Immobilisierung in mikrofluidischen Kammern wahrscheinlich räuberischen Fütterung abschaffen erscheinen. Die Überwindung dieser Herausforderung erweisen können würde , aber einzelne Nematoden erleichtern , um für subtilere räuberische gescreent werden Verhaltensweisen. Schließlich haben wir auch vorgesehen Verfahren for Prüfung der Nematode Zuführungsvorrichtung selbst Vergleiche zwischen den räuberischen und bakteriellen Zufuhrmodi zu erleichtern, indem die Zahn und Rachenpump Kinetik Quantifizierung einer Hochgeschwindigkeitskamera mit (Protokoll 4). Die Quantifizierung der Schlundpumpraten in C. elegans wurde Fütterung seit vielen Jahren zur Überwachung genutzt 23, jedoch C. elegans fehlt jede Form von Mund denticle und es fehlt auch räuberische Verhalten. Durch die Quantifizierung der Rachen mit der Zahn Aktivität, jede Innervation der Zähne spezifisch predation Pumpen kombinieren kann ebenfalls beobachtet. Aufgrund der Vergrößerung der Zahnbewegung zu beobachten erforderlich die Tiere oft aus der Fokusebene zu bewegen, so ist es in der Regel nur möglich, den Zahn für kurze Zeitfenster zu beobachten. Außerdem, im Gegensatz zu C. elegans, des Rachens von P. pacificus nicht kontinuierlich pumpen, sondern greift es in Phasen der Pump und Fütterung. Daher ist für eine genaue pharyngealen PUMwährend der Fütterung Ping-Raten bestimmt werden, ist es wichtig, 15 Sekunden kontinuierlicher Zuführung aufzuzeichnen. Diese hier vorgestellten Methoden bieten daher den ersten Rahmen für die räuberische Verhalten in Nematoden Systeme zu untersuchen. Darüber hinaus können sie auch anpassungsfähig sein , für den Einsatz bei der Untersuchung anderer Wechselwirkungen innerhalb des Nematoden - Ökosystem einschließlich des Einflusses von zusätzlich ökologisch relevanten Organismen auf predation einschließlich Mikroorganismen, Pilzen und Milben . So bieten sie ein Mittel zu sezieren, wie diese räuberische Verhalten geregelt werden, wie sie sich entwickelt haben und auch ihre ökologische Bedeutung.

Nematoden mit ihren kleinen, aber komplexen Nervensysteme haben für das Verständnis vieler Aspekte der Neurobiologie einschließlich des Verhaltens leistungsfähige Werkzeuge bewährt. Ein großer Teil dieser Forschung hat sich auf dem Modellorganismus Caenorhabditis elegans konzentriert , in denen eine Fülle von unterschiedlichen Verhaltensweisen erfolgreich seziert und analysiert. Dazu gehören mechanosensorischen 3, chemotaktische 4, thermotactic 5,6 und magnetotactic 7 Beeinflussung der Paarung 8,9, das Lernen 10 und Fütterung Verhaltensweisen 11. Aber auch andere mehr weitläufig verwandt Nematodenarten zeigen Verhaltensweisen , die nicht in der rhabditid C beobachtet elegans oder zeigen alternativ zusätzliche Ebenen der Komplexität, die in Bezug auf ihre Entwicklung und Regulierung relevanten Fragen aufwirft. Eine solche Instanz kann dies in der entfernt verwandten diplogastrid Nematoden Pristionchus pacificus, beobachtet werden , die Fütterung viel komplexer zeigt seinhaviors und Rhythmen als in C beobachtet werden elegans 1. Dies ist trotz der beiden Arten homologe Rachen Neuronen 12 zu teilen. Zeitgleich mit dieser zusätzlichen Fütterungsverhalten, P. pacificus zeigt auch ein Ernährungsprogramm erweitert, da sie eifriger Räuber sind, der fähig ist , ihre bakterielle Ernährung zu ergänzen , indem auch auf die Larven anderer Nematoden ernähren. Zum Glück, P. pacificus wurde für vergleichende und integrative Evolutionsbiologie und deshalb viele molekulare und genetische Werkzeuge sind jetzt als Modell entwickelt. Dazu gehören ein vollständig sequenzierten und kommentierte Genom 13, molekularen und genetischen Werkzeuge einschließlich Transgene 14 und CRISPR / Cas9 15,16 sowie eine detaillierte und gut kommentierten Phylogenie 17 mit über 25 eng verwandten Arten einschließlich der neu entdeckten Schwesterarten. Darüber hinaus, auch die Ökologie der zahlreichen Pristionchus Arten P. pacificus ist , dass wirll mit vielen Arten definiert haben nun beschrieben eine necromenic Verbindung mit Skarabäen teilen, einen Wirt sie häufig mit anderen Nematodenarten 18 teilen. P. pacificus bietet daher ein ausgezeichnetes Modellsystem , mit dem die Entwicklung neuer Verhaltensweisen und ihre ökologische Bedeutung zu sezieren. Um Raub Fütterung Verhalten in Nematodenarten wie P. zu analysieren pacificus wir mehrere neue Verhaltenstests für die einfache Beobachtung und Quantifizierung von räuberischen Aktionen entwickelt. Als P. pacificus zeigt eine dimorphic Mund - Struktur, die stark räuberische Verhalten beeinflusst, die Identifizierung des korrekten Morphotyp wesentliche 1,2 ist. Der schmale Mund stenostomatous Morph enthält einen einzigen stumpfen Dorsalzahn und beteiligt sich nicht an Verdrängungs Fütterung. Alternativ umfasst die breiten Mund eurystomatous morph eine viel größere claw förmigen dorsal Zahn und einen zusätzlichen entgegenUnter ventralen Zahn, die zusammen arbeiten effizient die Kutikula ihrer Beute zu öffnen. Das Verhältnis des räuberischen eurystomatous auf die nicht räuberischen stenostomatous Form variiert unter Pristionchus Arten und auch innerhalb P. pacificus jedoch morphen der Anteil der eurystomatous Mund im P. pacificus Wildtyp - Stamm (PS312) ist in der Regel 70 bis 90% 2. Zusätzlich können die Mundform Verhältnisse auf unterschiedliche Umwelteinflüsse schwanken kann (beide bekannt sind, einschließlich Hunger und einige kleine Molekül sowie unbekannte Faktoren signalisieren), so dass eine korrekte Identifizierung und Isolierung des räuberischen eurystomatous Mund Form ist entscheidend für die erfolgreiche räuberische Assays. Neben der Beschreibung der räuberischen Mund Form haben wir einen &quot;Biss-Test&quot; für die direkte Beobachtung und Quantifizierung von räuberischen Verhalten einschließlich Beißen entwickelt, die Tötung und Fütterung Ereignisse. Hier Beute Nematoden sind getrennt durch Filtering neu ausgehungert Kulturen und zu räuberischen Erwachsenen P. ausgesetzt pacificus, die zusammen über eine kurze Zeitspanne eingehalten werden. Darüber hinaus haben wir auch einen hohen Durchsatz &quot;Leiche Test&quot; entwickelt, um ein schnelles Screening von räuberischen Verhalten durch indirekte Beobachtung der räuberischen Ereignisse erleichtern. Dies nutzt die Anwesenheit von larvalen Leichen als Werkzeug für predation zu screenen. Beide Assays bieten eine einfache und hoch reproduzierbare Methoden zur Beobachtung und räuberische Verhalten in Nematodenarten wie P. Mess pacificus.

<table><tbody><tr><td>Nylon net filters (20 &amp;#181;m)</td><td>Merck Millipore Ltd</td><td>NY2004700</td><td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td></tr><tr><td>PP Funnel for filter (54 mm)</td><td>Duran</td><td>292215003</td><td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td></tr><tr><td>Small petri dish (35/10 mm)</td><td>Greiner Bio-One&amp;nbsp;</td><td>627102</td><td>For imaging on High speed camera</td></tr><tr><td>Zeiss SteREO Discovery V12</td><td></td><td></td><td>For mouth form identificaton</td></tr><tr><td>Axio-Imager A1</td><td></td><td></td><td>For mouth form identificaton</td></tr><tr><td>Glass Slides</td><td>Roth</td><td>H869</td><td></td></tr><tr><td>Cover Slips</td><td>Roth</td><td>657</td><td></td></tr><tr><td>Motion Scope M3 Highspeed camera</td><td>IDT</td><td></td><td>High speed camera</td></tr><tr><td>Video zoom 44 ENG 1/2&quot; 0.5X to 2.4X</td><td>Zeis</td><td>452984-0000-000</td><td>High speed camera zoom</td></tr><tr><td>Nematode Growth Medium (NGM) ingredients:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Roth</td><td>5210.2</td><td>CAS-Nr. 9002-18-0</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Roth</td><td>3957</td><td>CAS-Nr. 7647-14-5</td></tr><tr><td>Bacto Tryptone</td><td>BD</td><td>211699</td><td>Lot 4316614</td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate (CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3306</td><td>CAS-Nr. 10035-04-8</td></tr><tr><td>Cholesterol from lanolin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F 26732 00050</td><td>CAS-Nr. 57-88-5</td></tr><tr><td>Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Merck</td><td>1,058,861,000</td><td>CAS-Nr. 10034-99-8</td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>ACROS organics</td><td>271080025</td><td>CAS-Nr. 7778-77-0</td></tr><tr><td>6 cm petri dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>628102</td><td></td></tr><tr><td>3.5 cm petri dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>627102</td><td></td></tr><tr><td>M9 ingredients:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>ACROS organics</td><td>271080025</td><td>CAS-Nr. 7778-77-0</td></tr><tr><td>Sodium hydrogen phosphate heptahydrate (NaHPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9390-500G-D</td><td>CAS-Nr. 7782-85-6</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Roth</td><td>3957</td><td>CAS-Nr. 7647-14-5</td></tr></tbody></table>

assaying predatory feeding behaviors in pristionchus and other nematodes

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including Pristionchus pacificus display complex behaviors, the most striking of which is the predation of other nematode larvae. However, as these behaviors are absent in the model organism Caenorhabditis elegans, they have thus far only recently been described in detail along with the development of reliable behavioral assays 1. These predatory behaviors are dependent upon phenotypically plastic but fixed mouth morphs making the correct identification and categorization of these animals essential. In P. pacificus there are two mouth types, the stenostomatous and eurystomatous morphs 2, with only the wide mouthed eurystomatous containing an extra tooth and being capable of killing other nematode larvae. Through the isolation of an abundance of size matched prey larvae and subsequent exposure to predatory nematodes, assays including both "corpse assays" and "bite assays" on correctly identified mouth morph nematodes are possible. These assays provide a means to rapidly quantify predation success rates and provide a detailed behavioral analysis of individual nematodes engaged in predatory feeding activities. In addition, with the use of a high-speed camera, visualization of changes in pharyngeal activity including tooth and pumping dynamics are also possible.

<html> Nach erfolgreicher Identifizierung des entsprechenden Mund Morph in P. pacificus, deutliche Unterschiede zwischen eurystomatous und stenostomatous Tiere können (Abbildung 3) nur mit den eurystomatous Tiere zu töten Eingriff Verhalten nachgewiesen werden. In stenostomatous Tiere scheint dieses Verhalten völlig unterdrückt werden. Ferner können Unterschiede in der Zahn Aktivität und Rachen Pumpen von eurystomatous Tiere auf Bakterien und Beute (Abbildung 4 und Filme 2 und 3) sind ebenfalls evident. Während Verdrängungs Fütterung wird die Pumprate unter dass während bakterieller Zuführ- und Zahnbewegung in einer 12.59-Verhältnis mit der pharyngealen Pump detektiert beobachtet reduziert. Dies ist möglicherweise bezeichnend für wichtige regulatorische Mechanismen, um die Verhaltensreaktion auf unterschiedliche Ernährung zu modulieren. s / ftp_upload / 54404 / 54404fig1.jpg &quot;/&gt; Abbildung 1. P. pacificus hat einen Mund Dimorphismus , die Verhalten beeinflusst Fütterung. (A) Die eurystomatous Mund Form ist in der Lage predation und verfügt über eine breite Mundöffnung mit einer großen Kralle förmigen Dorsalzahn (false farbig rot) und (B) einen großen , einander gegenüberliegenden hakenförmigen Unter ventralen Zahn (falsch-blau gefärbt). (C) Das stenostomatous Mund Form nur in der Lage ist , auf Bakterien zu ernähren und eine schmalere Mundöffnung mit einem Feuerstein förmigen Dorsalzahn (false farbig rot) und (D) kein Unter ventralen Zahn (*). Normaski Bilder sind 63X und Maßstabsbalken entspricht 10 &amp; mgr; m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig2.jpg" /> <strOng&gt; Abbildung 2. Predation Assays. (A) P. pacificus beißt und tötet die Larven anderer Nematoden, wie C. elegans. (B) für das Beißen Assays, die Zahl der bitesby Räuber (*) kann mit einem Licht - Stereomikroskop und erfolgreiche Tötung und Fütterung Ereignisse aufgezeichnet ebenfalls zu beachten. Corpses sind auch deutlich sichtbar (Kreise). (C) Für Leiche Assays Larven Kadaver (Pfeile) leicht zu lebenden Larven im Vergleich identifiziert werden. Maßstabsbalken entspricht 1 mm in B und 150 &amp; mgr; m in C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig3.jpg" /> Abbildung 3. Die Ergebnisse der Biss und Corpse Assays auf C. elegans Prey. (A) Beißverhalten ist nur offensichtlich ,<html> im eurystomatous Mund Form mit diesem Verhalten nicht in stenostomatous Tiere angezeigt. Fehlerbalken eine Standardabweichung von 10 Wiederholungen. (B) Zeitgleich ohne Beißverhalten sich aus stenostomatous Tiere, Leiche Assays zeigen auch Kadaver nur auf Testplatten von eurystomatous Tiere. Fehlerbalken stellt Standardabweichung von 5 Replikaten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig4.jpg" /> Abbildung 4. Eurystomatous Pumprate und Zahnbewegung während Räuberische Fütterung. Zahnbewegung wird nur beobachtet , während eurystomatous Tiere in räuberische Fütterung beschäftigt sind. Dies deckt sich auch mit einer Verringerung der pharyngealen Pumpen. Fehlerbalken eine Standardabweichung von 10 Wiederholungen.<html> href = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig4large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="Film 1" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie1.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_1_Killing_behaviour.mp4">Film 1. Beobachtung des Tötens Verhalten für Biss Assay a Light Stereo verwenden. (Rechts Download anklicken).</a> <img alt="Movie 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie2.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_2_HS_Camera_Killing.mp4">Film 2. High-Speed</a> ​​- <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_2_HS_Camera_Killing.mp4">Kamera Film von P. pacificus Tötung C. elegans Larvae. (Rechtsklick zum Download).</a> ad / 54404 / 54404movie3.jpg &quot;/&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_3_HS_pumping_and_tooth.mp4">Film 3. Vergrößerte in Hochgeschwindigkeitskamera der Zahnbewegung Während Predation. (Rechts Download anklicken).</a>

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Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth.

Die Untersuchung Räuberische Fütterung Behaviors in<em&gt; Pristionchus</em&gt; Und andere Nematoden

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including ...

assaying-predatory-feeding-behaviors-pristionchus-other

Research

JoVE Journal

Environment

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

9.7K Aufrufe.  Max-Planck Institute for Developmental Biology. Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth. 

Serie: Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

Bodenproben und Isolierung von Nematoden (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

Forschung

Umwelt

Automated Analysis of a Nematode Population-based Chemosensory Preference Assay

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection of the neural circuits underlying these behaviors, the development of robust and reproducible behavioral assays is necessary. Previous C. elegans behavioral studies have used variations of a "drop test", a "chemotaxis assay", and a "retention assay" to investigate the response of C. elegans to soluble compounds. The method described in this article seeks to combine the complementary strengths of the three aforementioned assays. Briefly, a small circle in the middle of each assay plate is divided into four quadrants with the control and experimental solutions alternately placed. After the addition of the worms, the assay plates are loaded into a behavior chamber where microscope cameras record the worms' encounters with the treated regions. Automated video analysis is then performed and a preference index (PI) value for each video is generated. The video acquisition and automated analysis features of this method minimizes the experimenter's involvement and any associated errors. Furthermore, minute amounts of the experimental compound are used per assay and the behavior chamber's multi-camera setup increases experimental throughput. This method is particularly useful for conducting behavioral screens of genetic mutants and novel chemical compounds. However, this method is not appropriate for studying stimulus gradient navigation due to the close proximity of the control and experimental solution regions. It should also not be used when only a small population of worms is available. While suitable for assaying responses only to soluble compounds in its current form, this method can be easily modified to accommodate multimodal sensory interaction and optogenetic studies. This method can also be adapted to assay the chemosensory responses of other nematode species.

We present a behavior recording setup and protocol that enables automated analysis of the nematode, Caenorhabditis elegans' preference for soluble compounds in a population-based assay. This article describes the construction of a behavior chamber, the behavioral assay protocol, and video analysis software usage.

Automatisierte Analyse eines Nematoden-Populations-basierten Chemosensorischen Präferenzassays

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection ...

Verhalten

Rapid Isolation of Wild Nematodes by Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild nematodes in their natural environments are valuable for understanding many aspects of biology, including the selective regimes in which distinctive genomic and phenotypic characters evolve, the genetic basis for complex trait variation, and the natural genetic diversity fundamental to all animal populations. This manuscript describes a simple and efficient method for extracting nematodes from their natural substrates, including rotting fruits, flowers, fungi, leaf litter, and soil. The Baermann funnel method, a classical nematology technique, selectively isolates active nematodes from their substrates. Because it recovers nearly all active worms from the sample, the Baermann funnel technique allows for the recovery of rare and slow-growing genotypes that co-occur with abundant and fast-growing genotypes, which might be missed in extraction methods that involve multiple generations of reproduction. The technique is also well suited to addressing metagenetic, population-genetic, and ecological questions. It captures the entire population in a sample simultaneously, allowing an unbiased view of the natural distribution of ages, sexes, and genotypes. The protocol allows for deployment at scale in the field, rapidly converting substrates into worm plates, and the authors have validated it through fieldwork on multiple continents.

This protocol outlines a method for efficiently extracting live nematodes from natural substrates in the field.

Schnelle Isolierung wilder Nematoden durch Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild ...

Genetik

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in cellular and mammalian models. Here, we describe detailed methods to perform stable isotopic profiling of intermediary metabolism and metabolic flux in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are described for profiling whole worm free amino acids, labeled carbon dioxide, labeled organic acids, and labeled amino acids in animals exposed to stable isotopes either from early development on nematode growth media agar plates or beginning as young adults while exposed to various pharmacologic treatments in liquid culture. Free amino acids are quantified by high performance liquid chromatography (HPLC) in whole worm aliquots extracted in 4% perchloric acid. Universally labeled 13C-glucose or 1,6-13C2-glucose is utilized as the stable isotopic precursor whose labeled carbon is traced by mass spectrometry in carbon dioxide (both atmospheric and dissolved) as well as in metabolites indicative of flux through glycolysis, pyruvate metabolism, and the tricarboxylic acid cycle. Representative results are included to demonstrate effects of isotope exposure time, various bacterial clearing protocols, and alternative worm disruption methods in wild-type nematodes, as well as the relative extent of isotopic incorporation in mitochondrial complex III mutant worms (isp-1(qm150)) relative to wild-type worms. Application of stable isotopic profiling in living nematodes provides a novel capacity to investigate at the whole animal level real-time metabolic alterations that are caused by individual genetic disorders and/or pharmacologic therapies.

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling by gas chromatography mass spectrometric analysis of intermediary metabolic flux is described in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are detailed for assessing isotopic enrichment in carbon dioxide, organic acids, and amino acids following isotope exposure either during development on agar plates or during adulthood in liquid culture.

Stabilen Isotopen Profiling von Intermediary Metabolic Flux in Entwicklungs-und Erwachsenen-Stadium Caenorhabditis elegans</em

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in ...

Biologie

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their locomotory patterns upon detection of diverse environmental stimuli and can modulate their suite of behavioral responses in response to starvation conditions. Nematodes typically exhibit a decreased aversive response when removed from a food source for over 30 min. Observation of behavioral changes in response to a changing nutritional status can provide insight into the mechanisms that regulate the transition from a well-fed to starved state.
We have developed an assay that measures a nematode&#39;s ability to cross an aversive barrier (i.e. copper) then reach a food source over a prolonged period of time. This protocol builds upon previous work by integrating multiple variables in a manner that allows for continued data collection as the organisms shift towards an increasingly starved condition. Moreover, this assay permits an increased sample size so that larger populations of nematodes can be simultaneously evaluated.
Organisms defective for the ability to detect or respond to copper immediately cross the chemical barrier, while wild type nematodes are initially repelled. As wild type worms are increasingly starved, they begin to cross the barrier and reach the food source. We designed this assay to evaluate a mutant that is incapable of responding to diverse environmental cues, including food sensation or detection of aversive chemicals. When evaluated via this protocol, the defective organisms immediately crossed the barrier, but were also incapable of detecting a food source. Hence, these mutants repeatedly cross the chemical barrier despite temporarily reaching a food source. This assay can straightforwardly test populations of worms to evaluate potential pathway defects related to aversion and starvation.

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

Here, we present a Caenorhabditis elegans-specific assay designed to evaluate changes in copper aversion behavior and the ability to locate a common food source, as the organism progresses from a well-fed to starved nutritional state.

EIN<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Nährwert-basierter Kupfer-Aversion-Assay

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their ...

Neurowissenschaften

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. To improve the mating efficiency of B. Xylophilus and to increase the chances of mating observation, virgin adults were cultured and used for the investigation. Eggs were obtained by keeping the nematodes in water and allowing the females to lay eggs for 10 min. The second-stage juveniles (J2) were synchronized by incubating the eggs for 24 h at 25 &#176;C in the dark, and the early J4 were obtained by culturing the J2 with grey mold, Botrytis cinerea, for another 52 h. At this time point, most J4 nematodes could be clearly distinguished as being male or female using their genital morphology. The male and female J4 were collected and cultured separately in two different Petri dishes for 24 h to get virgin adult nematodes. A virgin male and a virgin female were paired in a drop of water in the well of a concave slide. The mating behavior was filmed with a video recorder under a stereomicroscope. The whole period of the mating process was 82.8 &#177;3.91 min (mean &#177;SE) and could be divided into 4 different phases: searching, contacting, copulating, and lingering. The mean minutes of duration were 21.8 &#177; 2.0, 28.0 &#177; 1.9, 25.8 &#177; 0.7 and 7.2 &#177; 0.5, respectively. Eleven sub-behaviors were described: cruising, approaching, encountering, touching, hooping, locating, attaching, ejaculating, separating, quiescence, and roaming. Interestingly, obvious intra-sexual competition was observed when one female was grouped with 3 males or one male with 3 females. This protocol is useful and valuable, not only in investigating the mating behavior of B. xylophilus, but also in acting as a reference for ethological studies of other nematodes.

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A protocol for investigating the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, is presented. Behavioral features of B. xylophilus are described in the mating process.

Beobachtung und Quantifizierung der Paarungsverhalten in der Pinewood Nematode,<em&gt; Bursaphelenchus xylophilus</em

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. ...

Laboratory Protocol for Genetic Gut Content Analyses of Aquatic Macroinvertebrates Using Group-specific rDNA Primers

Analyzing food webs is essential for a better understanding of ecosystems. For example, food web interactions can undergo severe changes caused by the invasion of non-indigenous species. However, an exact identification of field predator-prey interactions is difficult in many cases. These analyses are often based on a visual evaluation of gut content or the analysis of stable isotope ratios (&#948;15N and &#948;13C). Such methods require comprehensive knowledge about, respectively, morphologic diversity or isotopic signature from individual prey organisms, leading to obstacles in the exact identification of prey organisms. Visual gut content analyses especially underestimate soft bodied prey organisms, because maceration, ingestion and digestion of prey organisms make identification of specific species difficult. Hence, polymerase chain reaction (PCR) based strategies, for example the use of group-specific primer sets, provide a powerful tool for the investigation of food web interactions. Here, we describe detailed protocols to investigate the gut contents of macroinvertebrate consumers from the field using group-specific primer sets for nuclear ribosomal deoxyribonucleic acid (rDNA). DNA can be extracted either from whole specimens (in the case of small taxa) or out of gut contents of specimens collected in the field. Presence and functional efficiency of the DNA templates need to be confirmed directly from the tested individual using universal primer sets targeting the respective subunit of DNA. We also demonstrate that consumed prey can be determined further down to species level via PCR with unmodified group-specific primers combined with subsequent single strand conformation polymorphism (SSCP) analyses using polyacrylamide gels. Furthermore, we show that the use of different fluorescent dyes as labels enables parallel screening for DNA fragments of different prey groups from multiple gut content samples via automated fragment analysis.

Most common gut content analyses of macroinvertebrates are visual. Requiring intense knowledge about morphological diversity of prey organisms, they miss soft bodied prey and, due to strong comminution of prey, are nearly impossible for some organisms, including amphipods. We provide detailed, novel genetic approaches for macroinvertebrate prey identification in the diet of amphipods.

Laborprotokoll für genetische Darm Inhaltsanalysen der aquatischen Makroinvertebraten Using gruppenspezifische rDNA Primer

Analyzing food webs is essential for a better understanding of ecosystems. For example, food web interactions can undergo severe changes caused by the ...

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative sparsity of information about C. elegans in its natural context comes from the challenges involved in the identification of the small nematode in nature. Despite these challenges, an increasing focus on the ecology of C. elegans has caused a wealth of new information regarding its life outside of the laboratory. The intensified search for C. elegans in nature has contributed to the discovery of many new Caenorhabditis species and revealed that congeneric nematodes frequently cohabitate in the wild, where they feed on microbial blooms associated with rotting plant material. The identification of new species has also revealed that the androdioecious mating system of males and self-fertilizing hermaphrodites has evolved three times independently within Caenorhabditis. The other two selfing species, C. briggsae and C. tropicalis, share the experimental advantages of C. elegans and have enabled comparative studies into the mechanistic basis of important traits, including self-fertilization. Despite these advances, much remains to be learned about the ecology and natural diversity of these important species. For example, we still lack functional information for many of their genes, which might only be attained through an understanding of their natural ecology. To facilitate ecological research of selfing Caenorhabditis nematodes, we developed a highly scalable method to collect nematodes from the wild. Our method makes use of mobile data collection platforms, cloud-based databases, and the R software environment to enhance researchers&#39; ability to collect nematodes from the wild, record associated ecological data, and identify wild nematodes using molecular barcodes.

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

This protocol can be used to perform large-scale ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. The primary advantage of this method is the efficient organization and analysis of ecological and molecular data associated with the nematodes collected from nature.

Ein hochgradig skalierbarer Ansatz zur Durchführung ökologischer Untersuchungen von selbstsüchtigen Caenorhabditis-Nematoden

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative ...

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant matter, especially rotten fruits like apples or on compost heaps. It is also associated with certain invertebrate hosts such as slugs and woodlice. These habitats are rich in microbes, which serve as food for C. elegans and which can also persistently colonize the nematode gut. To date, the exact diversity and consistency of the native C. elegans microbiota across habitats and geographic locations is not fully understood. Here, we describe a suitable approach for isolating C. elegans from nature and characterizing the microbiota of worms. Nematodes can be easily isolated from compost material, rotting apples, slugs, or attracted by placing apples on compost heaps. The prime time for finding C. elegans in the Northern Hemisphere is from September until November. Worms can be washed out of collected substrate material by immersing the substrate in buffer solution, followed by the collection of nematodes and their transfer onto nematode growth medium or PCR buffer for subsequent analysis. We further illustrate how the samples can be used to isolate and purify the worm-associated microorganisms and to process worms for 16S ribosomal RNA analysis of microbiota community composition. Overall, the described methods may stimulate new research on the characterization of the C. elegans microbiota across habitats and geographic locations, thereby helping to obtain a comprehensive understanding of the diversity and stability of the nematode's microbiota as a basis for future functional research.

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is one of the main model species in biology, yet almost all research is performed in the absence of its naturally associated microbes. The methods described here will help to improve our understanding of the diversity of associated microbes as a basis for future functional C. elegans research.

Isolierung und Charakterisierung der natürlichen Mikrobiota des Modellnematoden Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant ...

Untersuchung des kollektiven Verhaltens von Nematoden mit Hundefutter-Agar-Medium

The Large-Scale Cultivation of Nematodes to Study Their Collective Behaviors

Animals exhibit dynamic collective behaviors, as observed in flocks of birds, schools of fish, and crowds of humans. The collective behaviors of animals have been investigated in the fields of both biology and physics. In the laboratory, researchers have used various model animals such as the fruit fly and zebrafish for approximately a century, but it has remained a major challenge to study large-scale complex collective behavior orchestrated by these genetically tractable model animals. This paper presents a protocol to create an experimental system of collective behaviors in Caenorhabditis elegans. The propagated worms climb on the lid of the Petri plate and show collective swarming behavior. The system also controls worm interactions and behaviors by changing the humidity and light stimulation. This system allows us to examine the mechanisms underlying collective behaviors by changing environmental conditions and examining the effects of individual-level locomotion on collective behaviors using mutants. Thus, the system is useful for future research in both physics and biology.

Autor im Rampenlicht: Kollektive Verhaltensanalyse des Fadenwurms, Caenorhabditis elegans,

Here, a system is reported for studying the collective behaviors of nematodes by culturing them in bulk using dog food agar medium. This system allows researchers to propagate large numbers of dauer worms and can be applied to Caenorhabditis elegans and other related species.

Die großflächige Kultivierung von Nematoden, um ihr kollektives Verhalten zu untersuchen

Animals exhibit dynamic collective behaviors, as observed in flocks of birds, schools of fish, and crowds of humans. The collective behaviors of animals ...

Die Untersuchung Räuberische Fütterung Behaviors in

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