We thank Dr. Daniel Bumbarger for the predation behavior picture. This work was funded by the Max-Planck Society.

1. Bocca modulo Fenotipizzazione <ol><li> Bocca di identificazione Modulo su Agarose Pads Nota: Per visualizzare i morph bocca nematodi, immobilizzare i vermi con un trattamento anestetico delicato sul pad agarosio e osservare quanto segue. <ol><li> Crescere e mantenere le culture di nematodi, come P. pacificus su 6 cm di media crescita nematode di serie (NGM) piatti ed alimenti su un prato batterica di E. coli OP50 19. </li><li> Rendere pastiglie agarosio aggiungendo prima 0,06 g di agarosio al 3 ml H 2 O in una provetta da 15 ml a fare 3 ml 2% di soluzione di agarosio. Questo può essere conservato fino ad un anno a 4 ° C. </li><li> Mescolare e sciogliere l&#39;agarosio a fondo in un forno a microonde o in alternativa utilizzare un blocco di calore impostato a&gt; 88 ° C. </li><li> Una volta completamente sciolto, aggiungere 10 ml di una soluzione di sodio azide 10% al agarosio e miscelare accuratamente. ATTENZIONE: sodio azide Secco è reattivo e tutte le forme sono tossici. </li><li> Utilizzando un 1 mlmicropipetta, una goccia di non meno di 300 microlitri della miscela azide agarosio liquido sul mezzo di un vetrino per microscopio standard. </li><li> Prima della agar raffredda, inserire rapidamente un secondo vetrino da microscopio in cima della goccia per appiattire la agarosio che forma un rilievo sul raffreddamento. Ripetere l&#39;operazione per il maggior numero di pastiglie come richiesto. </li><li> Appena prima di usare, buccia a parte i vetrini per microscopio facendole scorrere l&#39;un l&#39;altro. Nota: Se pastiglie agarosio sono preparati troppo in anticipo possono essere eccessivamente secca e possono danneggiare i nematodi. </li><li> Per trasferire i vermi ai pad agarosio anestetici, una goccia di M9 tampone (2 - 3 microlitri) sul centro del pad. Scegli 2-3 giovane P. adulti pacificus nella goccia di M9 prima di posizionare accuratamente un vetrino sopra il pad. Il P. nematodi pacificus saranno immobilizzati nella agarosio e pronto a visualizzare. </li><li> Trasferire il vetrino da microscopio che contiene il worm anestetizzato di un microscopio del caso, unaND osservare sotto l&#39;ottica 63X Nomarski. Categorizzare identità morph base alle seguenti caratteristiche: la presenza di un ulteriore dente sub-ventrale, ingrandita dente dorsale e apertura della bocca larga è indicativo di una bocca morph animale eurystomatous, mentre la presenza di un solo dente dorsale e stretta apertura della bocca indica un stenostomatous animale (Figura 1). Nota: Al fine di mantenere la salute degli animali, vermi devono essere mantenuti sul pad agar per non più di 5 min. </li><li> Dopo l&#39;identificazione bocca morph, recuperare i nematodi sia eurystomatous o stenostomatous come richiesto rimuovendo il vetrino facendo scorrere delicatamente fuori il pad agarosio. Scegliere con cura gli animali selezionati dalla pad agarosio (E. coli OP50 può essere utilizzato sul pick per contribuire a rendere vischiosi) su piastre NGM fresca. Consentire il recupero dall&#39;anestesia fino comportamento motilità normale ha ripreso su cui gli animali sono pronti per ulteriori analisi predatori. </li></ol></li> &lt;li&gt; Rapid Bocca Fenotipizzazione Nota: in alternativa, con più esperienza, la bocca tipo modulo può essere saggiata senza necessità di alcun trattamento anestetico tramite uno stereomicroscopio con ingrandimento (150X). <ol><li> Luogo nematodi su piastre standard NGM con un prato batterica di E. coli OP50 sulla zona di visualizzazione al microscopio. </li><li> Rilevare le differenze di dimensioni della bocca e larghezza. Nota: A questo ingrandimento senza denti come le strutture sono osservabili quindi identificazione bocca metamorfosi si basa esclusivamente su ampi bocche contro bocche strette. </li></ol></li></ol> 2. Bite Assay Nota: saggi Mordere permettono una dettagliata analisi del comportamento predatorio. <ol><li> Crescere e mantenere le culture nematodi su piastre NGM standard (6 cm) e si nutrono di un prato batterica di E. coli OP50 19. </li><li> Fai piastre test facendo crescere una grande quantità di scelta prede delle larve di nematodi, come C. elegans o alternativa un adeguato preda ecologicamente rilevanti. Nota: Adulto C. elegans sono troppo grandi per essere adatto preda per cui è importante utilizzare lo stadio larvale. <ol><li> Mantenere C. elegans o altre prede potenziali su piastre standard NGM e si nutrono di un prato batterica di E. coli OP50 fino a quando la popolazione è appena morto di fame, con conseguente abbondanza di giovani larve L1. Nota: Tempo per fame dipende da numerosi fattori ambientali e sperimentali, incluso il numero di nematodi utilizzati per avviare la coltura, la quantità di E. coli OP50 aggiunto, e la temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Lavare quattro o più lastre di prede appena fame con M9 e passare la soluzione verme attraverso due 20 micron filtri per rimuovere tutti gli animali di grandi dimensioni e le rimanenti uova prima raccolta in un tubo da 15 ml. Solo piccole larve dovrebbe rimanere nella soluzione. </li><li> Per formare un pellet larvale centrifugare la preda filtrata a 377 g per 1 min. </li><li&gt; Pipetta da 3 ml di puro pellet a vite senza fine su una piastra NGM 6 centimetri senza E. coli OP50 presente e attendere almeno 30 minuti per le larve a diffondersi in misura sufficiente a generare un piatto di test. Nota: 3 ml di puro pellet verme sulle piastre test standard contengono&gt; 3.000 preda larve. Questo è sufficiente per generare frequente contatto tra predatori e prede. </li><li> Schermo nematodi predatori per la morph bocca richiesta (protocollo 1). </li><li> Utilizzando vite senza fine raccogliendo le tecniche standard e uno stereomicroscopio luce 19, trasferire i predatori correttamente classificati sulla piastra di dosaggio. Fare attenzione a trasferire come batteri poco OP50 possibile alla piastra di test durante il trasferimento di predatori per minimizzare la contaminazione batterica. Attendere 15 minuti per permettere al verme di recuperare dallo stress di essere trasferiti e verificare la presenza di wild-type comportamento motile per garantire i vermi non sono stati danneggiati dal trasferimento. Nota: Non c&#39;è bisogno di morire di fame P. pacificus, in quanto sono altamente efficienti predatori di altre larve di nematodi anche mentre ben nutriti su di batteri. </li><li> Dopo il recupero, osservare il predatore utilizzando uno stereomicroscopio luce per 10 minuti. Con questa apparecchiatura, osservare e caratterizzare eventi alimentazione distinti come mordere, caratterizzato dal predatore limitando il movimento della preda, uccidendo, dove da un&#39;apertura della cuticola preda viene rilevato; e l&#39;alimentazione, classificati per un consumo osservabile delle interiora preda (Figura 2A, B Movie 1). </li><li> Ripetere l&#39;analisi con lo screening e osservando un minimo di 10 singoli nematodi predatori per garantire l&#39;accuratezza. </li></ol> 3. Corpse Assay Nota: saggi Corpse facilitano una più rapida quantificazione di comportamenti predatori. <ol><li> Crescere e mantenere le culture nematodi su piastre standard NGM e si nutrono di un l battericaAWN di E. coli OP50 19. Generare triplicato delle piastre test citati in precedenza (protocollo 2,1-2,5). </li><li> Schermo nematodi predatori per la metamorfosi bocca richiesto come descritto nel protocollo 1. Utilizzando vite senza fine raccogliendo le tecniche standard e un trasferimento stereomicroscopio luce 5 nematodi predatori con la metamorfosi bocca richiesto per ogni piatto saggio. Lasciare i predatori insieme con la preda per 2 ore. </li><li> Dopo 2 ore a schermo piatto saggio per la presenza di corpi svuotati (Figura 2B e C). Identificare i cadaveri per l&#39;assenza di motilità con difetti morfologici evidenti tra perdite interiora o mancante frammenti vite senza fine. </li></ol> 4. Analisi di faringeo e dente Movimento <ol><li> Crescere e mantenere le culture nematodi su piastre standard NGM e si nutrono di un prato batterica di E. coli OP50 19. Generare piastre saggio come accennato in precedenza (protocollo 2,1-2,5). Se standard di 6 cmpiastre NGM non si adattano tra l&#39;obiettivo e il palco microscopio, utilizzare il coperchio di piccoli 35 mm capsule di Petri, contenenti 2 ml NGM come una valida alternativa. </li><li> Schermo nematodi predatori per la metamorfosi bocca richiesto come descritto nel protocollo 1. Utilizzando verme standard di raccolta e tecniche di uno stereomicroscopio luce, trasferire un singolo predatore classificato correttamente sulla piastra di dosaggio. Attendere 15 minuti per permettere al verme di recuperare dallo stress di essere trasferiti. </li><li> Osservare gli animali predatori su un microscopio a 40 - 63X Normaski, con una telecamera ad alta velocità (Video 2 e 3). Record faringeo pompaggio e il movimento dei denti oltre 15 sec, a 50 Hz in almeno 20 animali per garantire la quantificazione precisa. Replay ha registrato i film alla velocità desiderata per contare le singole pompe ed eventi denti. Nota: pompaggio è osservata nel corpus, situata al centro della faringe, mentre il movimento del dente è rilevabile in apertura della bocca ed è solo observito dal dente dorsale. </li></ol>

<ol>
	<li>Wilecki, M., Lightfoot, J. W., Susoy, V., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Predatory+feeding+behaviour+in+Pristionchus+nematodes+is+dependent+on+phenotypic+plasticity+and+induced+by+serotonin.">Predatory feeding behaviour in Pristionchus nematodes is dependent on phenotypic plasticity and induced by serotonin.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 9), 1306-1313 (2015).</li><li>Ragsdale, E. J., Muller, M. R., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Developmental+Switch+Coupled+to+the+Evolution+of+Plasticity+Acts+through+a+Sulfatase.">A Developmental Switch Coupled to the Evolution of Plasticity Acts through a Sulfatase.</a> Cell. 155 (4), 922-933 (2013).</li><li>Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensation.">Mechanosensation.</a> WormBook. , 1-14 (2006).</li><li>Rankin, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+behavior:+the+taste+of+success,+the+smell+of+danger!.">Nematode behavior: the taste of success, the smell of danger!.</a> Curr Biol. 16 (3), R89-R91 (2006).</li><li>Beverly, M., Anbil, S., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degeneracy+and+neuromodulation+among+thermosensory+neurons+contribute+to+robust+thermosensory+behaviors+in+Caenorhabditis+elegans.">Degeneracy and neuromodulation among thermosensory neurons contribute to robust thermosensory behaviors in Caenorhabditis elegans.</a> J Neurosci. 31 (32), 11718-11727 (2011).</li><li>Kimata, T., Sasakura, H., Ohnishi, N., Nishio, N., Mori, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermotaxis+of+C.+elegans+as+a+model+for+temperature+perception,+neural+information+processing+and+neural+plasticity.">Thermotaxis of C. elegans as a model for temperature perception, neural information processing and neural plasticity.</a> Worm. 1 (1), 31-41 (2012).</li><li>Vidal-Gadea, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetosensitive+neurons+mediate+geomagnetic+orientation+in+Caenorhabditis+elegans.">Magnetosensitive neurons mediate geomagnetic orientation in Caenorhabditis elegans.</a> Elife. 4, (2015).</li><li>Chute, C. D., Srinivasan, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+mating+cues+in+C.+elegans.">Chemical mating cues in C. elegans.</a> Semin Cell Dev Biol. 33, 18-24 (2014).</li><li>Sherlekar, A. L., Lints, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+Tango+Milonguero+-+the+C.+elegans+male's+search+for+the+hermaphrodite+vulva.">Nematode Tango Milonguero - the C. elegans male's search for the hermaphrodite vulva.</a> Semin Cell Dev Biol. 33, 34-41 (2014).</li><li>Sasakura, H., Mori, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+plasticity,+learning,+and+memory+in+C.+elegans.">Behavioral plasticity, learning, and memory in C. elegans.</a> Curr Opin Neurobiol. 23 (1), 92-99 (2013).</li><li>Avery, L., You, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+feeding.">C. elegans feeding.</a> WormBook. , 1-23 (2012).</li><li>Bumbarger, D. J., Riebesell, M., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=System-wide+Rewiring+Underlies+Behavioral+Differences+in+Predatory+and+Bacterial-Feeding+Nematodes.">System-wide Rewiring Underlies Behavioral Differences in Predatory and Bacterial-Feeding Nematodes.</a> Cell. 152 (1-2), 109-119 (2013).</li><li>Dieterich, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Pristionchus+pacificus+genome+provides+a+unique+perspective+on+nematode+lifestyle+and+parasitism.">The Pristionchus pacificus genome provides a unique perspective on nematode lifestyle and parasitism.</a> Nature Genetics. 40 (10), 1193-1198 (2008).</li><li>Schlager, B., Wang, X. Y., Braach, G., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+Cloning+of+a+Dominant+Roller+Mutant+and+Establishment+of+DNA-Mediated+Transformation+in+the+Nematode+Pristionchus+pacificus.">Molecular Cloning of a Dominant Roller Mutant and Establishment of DNA-Mediated Transformation in the Nematode Pristionchus pacificus.</a> Genesis. 47 (5), 300-304 (2009).</li><li>Witte, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+inactivation+using+the+CRISPR/Cas9+system+in+the+nematode+Pristionchus+pacificus.">Gene inactivation using the CRISPR/Cas9 system in the nematode Pristionchus pacificus.</a> Dev Genes Evol. 225 (1), 55-62 (2015).</li><li>Lo, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precise+and+Heritable+Genome+Editing+in+Evolutionarily+Diverse+Nematodes+Using+TALENs+and+CRISPR/Cas9+to+Engineer+Insertions+and+Deletions.">Precise and Heritable Genome Editing in Evolutionarily Diverse Nematodes Using TALENs and CRISPR/Cas9 to Engineer Insertions and Deletions.</a> Genetics. 195 (2), 331-348 (2013).</li><li>Sommer, R. J., McGaughran, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nematode+Pristionchus+pacificus+as+a+model+system+for+integrative+studies+in+evolutionary+biology.">The nematode Pristionchus pacificus as a model system for integrative studies in evolutionary biology.</a> Molecular Ecology. 22 (9), 2380-2393 (2013).</li><li>Herrmann, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nematode+Pristionchus+pacificus+(Nematoda+:+Diplogastridae)+is+associated+with+the+oriental+beetle+Exomala+orientalis+(Coleoptera:Scarabaeidae)+in+Japan.">The nematode Pristionchus pacificus (Nematoda : Diplogastridae) is associated with the oriental beetle Exomala orientalis (Coleoptera:Scarabaeidae) in Japan.</a> Zoological Science. 24 (9), 883-889 (2007).</li><li>Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Introduction+to+Worm+Lab:+from+Culturing+Worms+to+Mutagenesis.">An Introduction to Worm Lab: from Culturing Worms to Mutagenesis.</a> J Vis Exp. (47), e2293 (2011).</li><li>Serobyan, V., Ragsdale, E. J., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptive+value+of+a+predatory+mouth-form+in+a+dimorphic+nematode.">Adaptive value of a predatory mouth-form in a dimorphic nematode.</a> Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 281, 20141334 (2014).</li><li>Albrecht, D. R., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-content+behavioral+analysis+of+Caenorhabditis+elegans+in+precise+spatiotemporal+chemical+environments.">High-content behavioral analysis of Caenorhabditis elegans in precise spatiotemporal chemical environments.</a> Nat Methods. 8 (7), 599-605 (2011).</li><li>Yeminin, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+database+of+Caenorhabditis+elegans+behavioral+phenotypes.">A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes.</a> Nat Methods. 9 (10), 877-879 (2013).</li><li>Raizen, D. M., Lee, R. Y. N., Avery, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interacting+Genes+Required+for+Pharyngeal+Excitation+by+Motor+Neuron+MC+in+Caenorhabditis+elegans.">Interacting Genes Required for Pharyngeal Excitation by Motor Neuron MC in Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 141 (4), 1365-1382 (1995).</li></ol>

The authors declare no financial or competing interests.

I nematodi forniscono un potente sistema per la comprensione neurobiologia e comportamento con C. elegans finora essere lo strumento principale. Tuttavia, numerose specie di nematodi, tra cui P. comportamenti di visualizzazione pacificus, che sono assenti o variano per complessità dalla organismo modello C. elegans e quindi sollevano questioni interessanti per quanto riguarda l&#39;evoluzione e la regolamentazione di questi comportamenti. Un tale comportamento aggiuntivo trovato in molte altre specie di nematodi inclusi P. pacificus è la capacità di integrare la propria dieta batterica impegnandosi per l&#39;alimentazione degli predatori 1, 20. Per questo motivo abbiamo sviluppato e descritto un protocollo dettagliato per una facile e rapida caratterizzazione di questi comportamenti predatori in precedenza non analizzati in nematodi. In primo luogo, abbiamo fornito i metodi per lo screening per le variazioni in apparati di alimentazione all&#39;interno della bocca nematode. L&#39;identificazione del tipo corretto bocca è un elemento essenziale prima sTep per le prove di predazione di successo come, almeno all&#39;interno del genere Pristionchus solo gli animali eurystomatous sono in grado di alimentare predatori. E &#39;meglio identificare bocca si trasforma con il protocollo &quot;rapida bocca fenotipizzazione&quot; descritto nel protocollo 1.2 in quanto questo metodo è molto meno invasivo e quindi è meno probabile che i comportamenti predatori possono essere turbati. Tuttavia, si raccomanda di diventare prima familiarità con le diverse strutture bocca dall&#39;identificazione con animali anestetizzati su pattini di agar (protocollo 1.1). Dopo l&#39;identificazione del morph bocca desiderato, abbiamo descritto due saggi per quantificare l&#39;alimentazione predatori. Questi sono un rapido, high throughput &quot;assay cadavere&quot; (protocollo 3) ed un altro tempo ma analisi comportamentale più approfondita attraverso il &quot;test morso&quot; (protocollo 2). Entrambi questi protocolli sono altamente flessibile consentendo diverse modifiche al fine di ottimizzare i saggi seconda delle sperirequisiti Tal. Per i saggi morso utilizzando P. predatori pacificus su C. elegans prede, osservazioni delle interazioni comportamentali predatori per una finestra temporale di 10 minuti era sufficiente per quantificare una quantità significativa di punture insieme ad altri eventi alimentazione. Per i &quot;saggi&quot; cadavere ancora una volta utilizzando P. predatori pacificus su C. elegans prede, 5 predatori per 2 ore ha prodotto numeri cadavere facilmente quantificabili e coerenti che consentano una rapida analisi comportamentale. Tuttavia, va notato diverse specie di predatori mossa nematode a velocità diverse, mangiare a velocità diverse e generalmente mostrano una grande diversità in altri comportamenti 1. Inoltre, diverse prede possono essere consumati a velocità diverse per ragioni analoghe. Si raccomanda pertanto di ottimizzare le analisi basate sulle specie di nematodi testati sia come predatori e prede, e anche per le eventuali differenze di condizioni ambientali. Durante entrambi &quot;morso&quot; e &quot;corpie &quot;test è fondamentale che sia prede e predatori sono sani, come sottolineato o predatori feriti non uccideranno in modo efficiente. Inoltre, le piastre test freschi sono essenziali come piatti più anziani possono diventare asciugato che influisce negativamente sulla salute dei nematodi che porta alla erronea saggi. Si spera inoltre che le future iterazioni di questi saggi predatori saranno in grado di sfruttare i recenti progressi nella tecnologia, al fine di automatizzare gran parte delle analisi, come è stato fatto per indagare molti comportamenti osservati in C. elegans 21, 22. Attualmente i problemi possono sorgere nei nematodi, come P. pacificus come appaiono molto più sensibili al contatto, rendendo l&#39;isolamento e l&#39;immobilizzazione in camere microfluidica probabilità di abrogare l&#39;alimentazione predatori. il superamento di questa potrebbe rivelarsi impegnativo, ma faciliterebbe singoli nematodi a essere sottoposti a screening per il sottile predatori comportamenti. Infine, abbiamo anche fornito metodi FOR esaminando l&#39;apparato di alimentazione nematode stesso facilitando il confronto tra le modalità di alimentazione predatori e batteriche quantificando la cinetica dei denti e della faringe di pompaggio con una macchina fotografica ad alta velocità (protocollo 4). La quantificazione dei tassi faringea di pompaggio in C. elegans è stato utilizzato per monitorare l&#39;alimentazione per molti anni 23, tuttavia, C. elegans è priva di qualsiasi forma di bocca denticle e manca anche comportamenti predatori. Attraverso combinando la quantificazione della faringe pompaggio con quello dell&#39;attività dente, qualsiasi innervazione dei denti specifici predazione può essere anche osservata. A causa l&#39;ingrandimento necessario per osservare il movimento dei denti degli animali muovono spesso fuori del piano focale, quindi è di solito possibile solo osservare il dente per finestre temporali brevi. Inoltre, a differenza C. elegans, la faringe di P. pacificus non continuo della pompa, ma piuttosto si impegna in periodi di pompaggio e l&#39;alimentazione. Pertanto, per un accurato pum faringeacon tempi di risposta mentre l&#39;alimentazione da determinare, è importante registrare 15 secondi di alimentazione continua. Questi metodi qui presentati forniscono quindi il primo quadro per indagare i comportamenti predatori nei sistemi di nematodi. Inoltre, possono anche essere adattabile per l&#39;impiego nelle indagini altre interazioni all&#39;interno dell&#39;ecosistema nematode tra cui l&#39;influenza di organismi inoltre ecologicamente rilevanti sulla predazione compresi microrganismi, funghi e acari . Così essi forniscono un mezzo per analizzare come questi comportamenti predatori sono regolate, come essi si siano evoluti e anche la loro importanza ecologica.

I nematodi con le loro piccole ma complessi sistemi nervosi si sono rivelati potenti strumenti per la comprensione di molti aspetti della neurobiologia, tra cui comportamento. Gran parte di questa ricerca si è concentrata sulla organismo modello Caenorhabditis elegans in cui un gran numero di diversi comportamenti sono stati sezionati e analizzati con successo. Questi includono meccanosensoriali 3, 4 chemiotattica, thermotactic 5,6 e 7 magnetotactic influenzare l&#39;accoppiamento 8,9, l&#39;apprendimento e l&#39;alimentazione 10 comportamenti 11. Tuttavia, altre specie di nematodi più distante relativi mostrano comportamenti che non si osservano nel rhabditid C. elegans o in alternativa mostrano ulteriori livelli di complessità, che solleva domande pertinenti per quanto riguarda la loro evoluzione e la regolamentazione. Uno di questi casi di questo può essere osservato nel lontanamente connessi diplogastrid nematode Pristionchus pacificus, che visualizza molto più complessa di alimentazione esserecomporta- e ritmi che si osservano in C. elegans 1. Questo nonostante le due specie condividono neuroni faringei omologhi 12. In concomitanza con questi comportamenti di alimentazione aggiuntivi, P. pacificus mostra anche una gamma alimentare espanso, in quanto sono predatori avidi, in grado di integrare la loro dieta batterica anche nutrendosi di larve di altri nematodi. Fortunatamente, P. pacificus è stato sviluppato come un modello per la biologia evolutiva e comparativa integrativo e quindi molti strumenti molecolari e genetici sono ora disponibili. Questi includono un genoma completamente sequenziato e annotato 13, strumenti molecolari e genetici, tra cui transgeni 14 e CRISPR / Cas9 15,16, nonché una dettagliata e ben annotato filogenesi 17 con oltre 25 specie strettamente correlate tra le sue specie sorelle di recente scoperta. Inoltre, l&#39;ecologia di numerose specie Pristionchus tra cui P. pacificus è noill definito con molte specie essendo ora descritta la condivisione di una associazione Necromenic con scarabei, un host che condividono spesso con altre specie di nematodi 18. P. pacificus fornisce quindi un sistema modello eccellente con cui analizzare l&#39;evoluzione dei comportamenti nuovi e la loro importanza ecologica. Al fine di analizzare i comportamenti alimentari predatori in specie di nematodi, come P. pacificus abbiamo sviluppato diversi test comportamentali nuovi per una facile osservazione e la quantificazione delle azioni predatorie. Come P. pacificus mostra una struttura bocca dimorphic, che influenza fortemente il comportamento predatorio, identificazione del morfotipo corretta è essenziale 1,2. La stretta bocca metamorfosi stenostomatous contiene un solo dente dorsale smussato e non svolge alcuna alimentazione predatori. In alternativa, l&#39;ampia bocca metamorfosi eurystomatous include una molto più grande a forma di artiglio dente dorsale e un ulteriore oppostesub-ventrale dente, che insieme operano per aprire in modo efficiente la cuticola delle loro prede. Il rapporto tra la eurystomatous predatori alla forma stenostomatous non predatori varia tra le specie Pristionchus e anche all&#39;interno P. pacificus, tuttavia, la percentuale della bocca eurystomatous trasformarsi in P. pacificus ceppo selvatico (PS312) è di solito 70 - 90% 2. Inoltre, i rapporti di forma della bocca può variare a seconda di diversi fattori ambientali (sia a conoscenza, anche fame e qualche piccola molecola di segnalazione così come i fattori sconosciuti), in tal modo la corretta identificazione e l&#39;isolamento della forma bocca eurystomatous predatori è essenziale per le analisi predatori di successo. Accanto alla descrizione della forma della bocca predatori abbiamo sviluppato un &quot;saggio morso&quot; per l&#39;osservazione diretta e la quantificazione dei comportamenti predatori, tra cui mordere, uccidendo e alimentando eventi. Qui nematodi prede sono isolati attraverso il filtroing delle culture di recente fame ed esposti a predatori adulti P. pacificus, che si osservano insieme in un breve lasso di tempo. Inoltre, abbiamo anche sviluppato un elevato throughput &quot;saggio cadavere&quot; per facilitare una rapida proiezione di comportamenti predatori attraverso l&#39;osservazione indiretta di eventi predatori. Questo si avvale della presenza di cadaveri larvali come strumento per lo screening per predazione. Entrambi i test forniscono metodi semplici e altamente ripetibili per l&#39;osservazione e la misurazione comportamenti predatori di specie di nematodi, come P. pacificus.

<table><tbody><tr><td>Nylon net filters (20 &amp;#181;m)</td><td>Merck Millipore Ltd</td><td>NY2004700</td><td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td></tr><tr><td>PP Funnel for filter (54 mm)</td><td>Duran</td><td>292215003</td><td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td></tr><tr><td>Small petri dish (35/10 mm)</td><td>Greiner Bio-One&amp;nbsp;</td><td>627102</td><td>For imaging on High speed camera</td></tr><tr><td>Zeiss SteREO Discovery V12</td><td></td><td></td><td>For mouth form identificaton</td></tr><tr><td>Axio-Imager A1</td><td></td><td></td><td>For mouth form identificaton</td></tr><tr><td>Glass Slides</td><td>Roth</td><td>H869</td><td></td></tr><tr><td>Cover Slips</td><td>Roth</td><td>657</td><td></td></tr><tr><td>Motion Scope M3 Highspeed camera</td><td>IDT</td><td></td><td>High speed camera</td></tr><tr><td>Video zoom 44 ENG 1/2&quot; 0.5X to 2.4X</td><td>Zeis</td><td>452984-0000-000</td><td>High speed camera zoom</td></tr><tr><td>Nematode Growth Medium (NGM) ingredients:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Roth</td><td>5210.2</td><td>CAS-Nr. 9002-18-0</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Roth</td><td>3957</td><td>CAS-Nr. 7647-14-5</td></tr><tr><td>Bacto Tryptone</td><td>BD</td><td>211699</td><td>Lot 4316614</td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate (CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3306</td><td>CAS-Nr. 10035-04-8</td></tr><tr><td>Cholesterol from lanolin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F 26732 00050</td><td>CAS-Nr. 57-88-5</td></tr><tr><td>Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Merck</td><td>1,058,861,000</td><td>CAS-Nr. 10034-99-8</td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>ACROS organics</td><td>271080025</td><td>CAS-Nr. 7778-77-0</td></tr><tr><td>6 cm petri dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>628102</td><td></td></tr><tr><td>3.5 cm petri dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>627102</td><td></td></tr><tr><td>M9 ingredients:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>ACROS organics</td><td>271080025</td><td>CAS-Nr. 7778-77-0</td></tr><tr><td>Sodium hydrogen phosphate heptahydrate (NaHPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9390-500G-D</td><td>CAS-Nr. 7782-85-6</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Roth</td><td>3957</td><td>CAS-Nr. 7647-14-5</td></tr></tbody></table>

assaying predatory feeding behaviors in pristionchus and other nematodes

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including Pristionchus pacificus display complex behaviors, the most striking of which is the predation of other nematode larvae. However, as these behaviors are absent in the model organism Caenorhabditis elegans, they have thus far only recently been described in detail along with the development of reliable behavioral assays 1. These predatory behaviors are dependent upon phenotypically plastic but fixed mouth morphs making the correct identification and categorization of these animals essential. In P. pacificus there are two mouth types, the stenostomatous and eurystomatous morphs 2, with only the wide mouthed eurystomatous containing an extra tooth and being capable of killing other nematode larvae. Through the isolation of an abundance of size matched prey larvae and subsequent exposure to predatory nematodes, assays including both "corpse assays" and "bite assays" on correctly identified mouth morph nematodes are possible. These assays provide a means to rapidly quantify predation success rates and provide a detailed behavioral analysis of individual nematodes engaged in predatory feeding activities. In addition, with the use of a high-speed camera, visualization of changes in pharyngeal activity including tooth and pumping dynamics are also possible.

<html> Dopo l&#39;identificazione di successo del morph bocca appropriata in P. pacificus, chiare differenze tra gli animali eurystomatous e stenostomatous può essere rilevato (Figura 3), con solo gli animali eurystomatous impegnati a uccidere comportamento. Negli animali stenostomatous questo comportamento sembra essere soppressa del tutto. Inoltre, le differenze dell&#39;attività dente e della faringe pompaggio di animali eurystomatous sui batteri e prede (figura 4 e Video 2 e 3) sono anche evidenti. Mentre l&#39;alimentazione predatori, il tasso di pompaggio si riduce al di sotto di quello osservato durante l&#39;allattamento batterica e il movimento dei denti viene rilevato in un rapporto uno a uno con il pompaggio della faringe. Questo è potenzialmente indicativo di meccanismi regolatori chiave che modulano la risposta comportamentale alle diverse dieta. s / ftp_upload / 54404 / 54404fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1. P. pacificus ha una bocca Dimorfismo che influenza comportamento alimentare. (A) La forma della bocca eurystomatous è in grado di predazione e ha una vasta apertura della bocca con una grande forma di artiglio dorsale dente (falso-colore rosso) e (B) un grande avversario gancio a forma di dente sub-ventrale (falso-colore blu). (C) La forma della bocca stenostomatous è in grado di nutrirsi di batteri solo e ha una apertura della bocca più stretta con una forma di selce dorsale dente (falso-colore rosso) e (D) senza denti sub-ventrale (*). Immagini Normaski sono 63X e barra della scala rappresenta 10 micron. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig2.jpg" /> <strong&gt; Figura 2. Predazione dosaggi. (A) P. pacificus morde e uccide le larve di altri nematodi come C. elegans. (B) Per i saggi mordere, il numero di bitesby predatori (*) si può osservare utilizzando uno stereomicroscopio luce e l&#39;uccisione di successo e di alimentazione eventi anche registrati. I cadaveri sono anche ben visibili (cerchi). (C) Per i saggi di cadaveri, carcasse larvali (frecce) possono essere facilmente identificati confrontati con larve vive. Barra di scala rappresenta 1 mm in B e 150 micron di C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig2large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig3.jpg" /> Figura 3. Risultati del morso e Corpse saggi su C. elegans Prey. (A) comportamento Mordere è evidente solo<html> in forma bocca eurystomatous con questo comportamento non visualizzate in animali stenostomatous. Barra di errore rappresenta la deviazione standard di 10 replicati. (B) In coincidenza con nessun comportamento mordere evidente da animali stenostomatous, saggi cadavere rivelano anche carcasse solo su lastre test di animali eurystomatous. Barra di errore rappresenta la deviazione standard di 5 replicati. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig4.jpg" /> Figura 4. Eurystomatous pompaggio Rate e dente Movimento durante l&#39;allattamento Predatori. Movimento dentale è stata osservata solo mentre gli animali eurystomatous sono impegnati per l&#39;alimentazione degli predatori. Questo coincide anche con una riduzione faringea pompaggio. barra di errore rappresenta la deviazione standard di 10 replicati.<html> href = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig4large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="film 1" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie1.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_1_Killing_behaviour.mp4">Movie 1. Osservazione del Comportamento Uccidere per Assay Bite utilizzando uno stereomicroscopio luce. (Tasto destro del mouse per scaricare).</a> <img alt="Movie 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie2.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_2_HS_Camera_Killing.mp4">Movie Camera Movie 2. Alta velocità di P. pacificus uccidendo C. elegans larve. (Tasto destro del mouse per scaricare).</a> annuncio / 54404 / 54404movie3.jpg &quot;/&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_3_HS_pumping_and_tooth.mp4">Movie 3. ingrandita ad alta velocità della macchina fotografica del dente movimento durante predazione. (Tasto destro del mouse per scaricare).</a>

Watch this Scientific Journal Video about Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes at JoVE.com

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth.

Saggio comportamenti alimentari predatori in<em&gt; Pristionchus</em&gt; E altri nematodi

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including ...

assaying-predatory-feeding-behaviors-pristionchus-other

Research

JoVE Journal

Environment

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

9.7K Views.  Max-Planck Institute for Developmental Biology. Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth. 

Video: Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

Campionamento e Isolamento di Nematodi entomopatogeni Suolo (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

Ricerca

Ambiente

Automated Analysis of a Nematode Population-based Chemosensory Preference Assay

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection of the neural circuits underlying these behaviors, the development of robust and reproducible behavioral assays is necessary. Previous C. elegans behavioral studies have used variations of a "drop test", a "chemotaxis assay", and a "retention assay" to investigate the response of C. elegans to soluble compounds. The method described in this article seeks to combine the complementary strengths of the three aforementioned assays. Briefly, a small circle in the middle of each assay plate is divided into four quadrants with the control and experimental solutions alternately placed. After the addition of the worms, the assay plates are loaded into a behavior chamber where microscope cameras record the worms' encounters with the treated regions. Automated video analysis is then performed and a preference index (PI) value for each video is generated. The video acquisition and automated analysis features of this method minimizes the experimenter's involvement and any associated errors. Furthermore, minute amounts of the experimental compound are used per assay and the behavior chamber's multi-camera setup increases experimental throughput. This method is particularly useful for conducting behavioral screens of genetic mutants and novel chemical compounds. However, this method is not appropriate for studying stimulus gradient navigation due to the close proximity of the control and experimental solution regions. It should also not be used when only a small population of worms is available. While suitable for assaying responses only to soluble compounds in its current form, this method can be easily modified to accommodate multimodal sensory interaction and optogenetic studies. This method can also be adapted to assay the chemosensory responses of other nematode species.

We present a behavior recording setup and protocol that enables automated analysis of the nematode, Caenorhabditis elegans' preference for soluble compounds in a population-based assay. This article describes the construction of a behavior chamber, the behavioral assay protocol, and video analysis software usage.

Analisi automatizzata di un esame preferenziale di Chemosensory basato sulla popolazione di Nematode

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection ...

Comportamento

Rapid Isolation of Wild Nematodes by Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild nematodes in their natural environments are valuable for understanding many aspects of biology, including the selective regimes in which distinctive genomic and phenotypic characters evolve, the genetic basis for complex trait variation, and the natural genetic diversity fundamental to all animal populations. This manuscript describes a simple and efficient method for extracting nematodes from their natural substrates, including rotting fruits, flowers, fungi, leaf litter, and soil. The Baermann funnel method, a classical nematology technique, selectively isolates active nematodes from their substrates. Because it recovers nearly all active worms from the sample, the Baermann funnel technique allows for the recovery of rare and slow-growing genotypes that co-occur with abundant and fast-growing genotypes, which might be missed in extraction methods that involve multiple generations of reproduction. The technique is also well suited to addressing metagenetic, population-genetic, and ecological questions. It captures the entire population in a sample simultaneously, allowing an unbiased view of the natural distribution of ages, sexes, and genotypes. The protocol allows for deployment at scale in the field, rapidly converting substrates into worm plates, and the authors have validated it through fieldwork on multiple continents.

This protocol outlines a method for efficiently extracting live nematodes from natural substrates in the field.

Rapido isolamento dei nematodi selvatici di Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild ...

Genetica

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in cellular and mammalian models. Here, we describe detailed methods to perform stable isotopic profiling of intermediary metabolism and metabolic flux in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are described for profiling whole worm free amino acids, labeled carbon dioxide, labeled organic acids, and labeled amino acids in animals exposed to stable isotopes either from early development on nematode growth media agar plates or beginning as young adults while exposed to various pharmacologic treatments in liquid culture. Free amino acids are quantified by high performance liquid chromatography (HPLC) in whole worm aliquots extracted in 4% perchloric acid. Universally labeled 13C-glucose or 1,6-13C2-glucose is utilized as the stable isotopic precursor whose labeled carbon is traced by mass spectrometry in carbon dioxide (both atmospheric and dissolved) as well as in metabolites indicative of flux through glycolysis, pyruvate metabolism, and the tricarboxylic acid cycle. Representative results are included to demonstrate effects of isotope exposure time, various bacterial clearing protocols, and alternative worm disruption methods in wild-type nematodes, as well as the relative extent of isotopic incorporation in mitochondrial complex III mutant worms (isp-1(qm150)) relative to wild-type worms. Application of stable isotopic profiling in living nematodes provides a novel capacity to investigate at the whole animal level real-time metabolic alterations that are caused by individual genetic disorders and/or pharmacologic therapies.

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling by gas chromatography mass spectrometric analysis of intermediary metabolic flux is described in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are detailed for assessing isotopic enrichment in carbon dioxide, organic acids, and amino acids following isotope exposure either during development on agar plates or during adulthood in liquid culture.

Stabile Profiling isotopica di Flux Intermediario Metabolica in fase di sviluppo e per adulti Caenorhabditis elegans</em

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in ...

Biologia

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their locomotory patterns upon detection of diverse environmental stimuli and can modulate their suite of behavioral responses in response to starvation conditions. Nematodes typically exhibit a decreased aversive response when removed from a food source for over 30 min. Observation of behavioral changes in response to a changing nutritional status can provide insight into the mechanisms that regulate the transition from a well-fed to starved state.
We have developed an assay that measures a nematode&#39;s ability to cross an aversive barrier (i.e. copper) then reach a food source over a prolonged period of time. This protocol builds upon previous work by integrating multiple variables in a manner that allows for continued data collection as the organisms shift towards an increasingly starved condition. Moreover, this assay permits an increased sample size so that larger populations of nematodes can be simultaneously evaluated.
Organisms defective for the ability to detect or respond to copper immediately cross the chemical barrier, while wild type nematodes are initially repelled. As wild type worms are increasingly starved, they begin to cross the barrier and reach the food source. We designed this assay to evaluate a mutant that is incapable of responding to diverse environmental cues, including food sensation or detection of aversive chemicals. When evaluated via this protocol, the defective organisms immediately crossed the barrier, but were also incapable of detecting a food source. Hence, these mutants repeatedly cross the chemical barrier despite temporarily reaching a food source. This assay can straightforwardly test populations of worms to evaluate potential pathway defects related to aversion and starvation.

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

Here, we present a Caenorhabditis elegans-specific assay designed to evaluate changes in copper aversion behavior and the ability to locate a common food source, as the organism progresses from a well-fed to starved nutritional state.

UN<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Analisi di Aversione di rame basata sullo stato nutrizionale

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their ...

Neuroscienze

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. To improve the mating efficiency of B. Xylophilus and to increase the chances of mating observation, virgin adults were cultured and used for the investigation. Eggs were obtained by keeping the nematodes in water and allowing the females to lay eggs for 10 min. The second-stage juveniles (J2) were synchronized by incubating the eggs for 24 h at 25 &#176;C in the dark, and the early J4 were obtained by culturing the J2 with grey mold, Botrytis cinerea, for another 52 h. At this time point, most J4 nematodes could be clearly distinguished as being male or female using their genital morphology. The male and female J4 were collected and cultured separately in two different Petri dishes for 24 h to get virgin adult nematodes. A virgin male and a virgin female were paired in a drop of water in the well of a concave slide. The mating behavior was filmed with a video recorder under a stereomicroscope. The whole period of the mating process was 82.8 &#177;3.91 min (mean &#177;SE) and could be divided into 4 different phases: searching, contacting, copulating, and lingering. The mean minutes of duration were 21.8 &#177; 2.0, 28.0 &#177; 1.9, 25.8 &#177; 0.7 and 7.2 &#177; 0.5, respectively. Eleven sub-behaviors were described: cruising, approaching, encountering, touching, hooping, locating, attaching, ejaculating, separating, quiescence, and roaming. Interestingly, obvious intra-sexual competition was observed when one female was grouped with 3 males or one male with 3 females. This protocol is useful and valuable, not only in investigating the mating behavior of B. xylophilus, but also in acting as a reference for ethological studies of other nematodes.

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A protocol for investigating the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, is presented. Behavioral features of B. xylophilus are described in the mating process.

Osservazione e quantificazione di comportamento di accoppiamento nel nematode del pino,<em&gt; Bursaphelenchus xylophilus</em

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. ...

Laboratory Protocol for Genetic Gut Content Analyses of Aquatic Macroinvertebrates Using Group-specific rDNA Primers

Analyzing food webs is essential for a better understanding of ecosystems. For example, food web interactions can undergo severe changes caused by the invasion of non-indigenous species. However, an exact identification of field predator-prey interactions is difficult in many cases. These analyses are often based on a visual evaluation of gut content or the analysis of stable isotope ratios (&#948;15N and &#948;13C). Such methods require comprehensive knowledge about, respectively, morphologic diversity or isotopic signature from individual prey organisms, leading to obstacles in the exact identification of prey organisms. Visual gut content analyses especially underestimate soft bodied prey organisms, because maceration, ingestion and digestion of prey organisms make identification of specific species difficult. Hence, polymerase chain reaction (PCR) based strategies, for example the use of group-specific primer sets, provide a powerful tool for the investigation of food web interactions. Here, we describe detailed protocols to investigate the gut contents of macroinvertebrate consumers from the field using group-specific primer sets for nuclear ribosomal deoxyribonucleic acid (rDNA). DNA can be extracted either from whole specimens (in the case of small taxa) or out of gut contents of specimens collected in the field. Presence and functional efficiency of the DNA templates need to be confirmed directly from the tested individual using universal primer sets targeting the respective subunit of DNA. We also demonstrate that consumed prey can be determined further down to species level via PCR with unmodified group-specific primers combined with subsequent single strand conformation polymorphism (SSCP) analyses using polyacrylamide gels. Furthermore, we show that the use of different fluorescent dyes as labels enables parallel screening for DNA fragments of different prey groups from multiple gut content samples via automated fragment analysis.

Most common gut content analyses of macroinvertebrates are visual. Requiring intense knowledge about morphological diversity of prey organisms, they miss soft bodied prey and, due to strong comminution of prey, are nearly impossible for some organisms, including amphipods. We provide detailed, novel genetic approaches for macroinvertebrate prey identification in the diet of amphipods.

Protocollo di laboratorio per analisi genetiche del contenuto dell'intestino del rDNA acquatica macroinvertebrati Using Group-specific Primers

Analyzing food webs is essential for a better understanding of ecosystems. For example, food web interactions can undergo severe changes caused by the ...

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative sparsity of information about C. elegans in its natural context comes from the challenges involved in the identification of the small nematode in nature. Despite these challenges, an increasing focus on the ecology of C. elegans has caused a wealth of new information regarding its life outside of the laboratory. The intensified search for C. elegans in nature has contributed to the discovery of many new Caenorhabditis species and revealed that congeneric nematodes frequently cohabitate in the wild, where they feed on microbial blooms associated with rotting plant material. The identification of new species has also revealed that the androdioecious mating system of males and self-fertilizing hermaphrodites has evolved three times independently within Caenorhabditis. The other two selfing species, C. briggsae and C. tropicalis, share the experimental advantages of C. elegans and have enabled comparative studies into the mechanistic basis of important traits, including self-fertilization. Despite these advances, much remains to be learned about the ecology and natural diversity of these important species. For example, we still lack functional information for many of their genes, which might only be attained through an understanding of their natural ecology. To facilitate ecological research of selfing Caenorhabditis nematodes, we developed a highly scalable method to collect nematodes from the wild. Our method makes use of mobile data collection platforms, cloud-based databases, and the R software environment to enhance researchers&#39; ability to collect nematodes from the wild, record associated ecological data, and identify wild nematodes using molecular barcodes.

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

This protocol can be used to perform large-scale ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. The primary advantage of this method is the efficient organization and analysis of ecological and molecular data associated with the nematodes collected from nature.

Un approccio altamente scalabile per eseguire indagini ecologiche sui nematodi della caenorhabdite selfing

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative ...

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant matter, especially rotten fruits like apples or on compost heaps. It is also associated with certain invertebrate hosts such as slugs and woodlice. These habitats are rich in microbes, which serve as food for C. elegans and which can also persistently colonize the nematode gut. To date, the exact diversity and consistency of the native C. elegans microbiota across habitats and geographic locations is not fully understood. Here, we describe a suitable approach for isolating C. elegans from nature and characterizing the microbiota of worms. Nematodes can be easily isolated from compost material, rotting apples, slugs, or attracted by placing apples on compost heaps. The prime time for finding C. elegans in the Northern Hemisphere is from September until November. Worms can be washed out of collected substrate material by immersing the substrate in buffer solution, followed by the collection of nematodes and their transfer onto nematode growth medium or PCR buffer for subsequent analysis. We further illustrate how the samples can be used to isolate and purify the worm-associated microorganisms and to process worms for 16S ribosomal RNA analysis of microbiota community composition. Overall, the described methods may stimulate new research on the characterization of the C. elegans microbiota across habitats and geographic locations, thereby helping to obtain a comprehensive understanding of the diversity and stability of the nematode's microbiota as a basis for future functional research.

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is one of the main model species in biology, yet almost all research is performed in the absence of its naturally associated microbes. The methods described here will help to improve our understanding of the diversity of associated microbes as a basis for future functional C. elegans research.

Isolamento e caratterizzazione del microbiota naturale del nematode modello Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant ...

Indagine sui comportamenti collettivi nei nematodi utilizzando il cibo per cani Agar Medium

The Large-Scale Cultivation of Nematodes to Study Their Collective Behaviors

Animals exhibit dynamic collective behaviors, as observed in flocks of birds, schools of fish, and crowds of humans. The collective behaviors of animals have been investigated in the fields of both biology and physics. In the laboratory, researchers have used various model animals such as the fruit fly and zebrafish for approximately a century, but it has remained a major challenge to study large-scale complex collective behavior orchestrated by these genetically tractable model animals. This paper presents a protocol to create an experimental system of collective behaviors in Caenorhabditis elegans. The propagated worms climb on the lid of the Petri plate and show collective swarming behavior. The system also controls worm interactions and behaviors by changing the humidity and light stimulation. This system allows us to examine the mechanisms underlying collective behaviors by changing environmental conditions and examining the effects of individual-level locomotion on collective behaviors using mutants. Thus, the system is useful for future research in both physics and biology.

Autore in primo piano: Analisi comportamentale collettiva del nematode, Caenorhabditis elegans

Here, a system is reported for studying the collective behaviors of nematodes by culturing them in bulk using dog food agar medium. This system allows researchers to propagate large numbers of dauer worms and can be applied to Caenorhabditis elegans and other related species.

La coltivazione su larga scala dei nematodi per studiarne i comportamenti collettivi

Animals exhibit dynamic collective behaviors, as observed in flocks of birds, schools of fish, and crowds of humans. The collective behaviors of animals ...

Saggio comportamenti alimentari predatori in

Riepilogo

Esplora Altri Video

Capitoli in questo video