Name: dissection and observation of honey bee dorsal vessel for studies of cardiac function
Uploaded: 2016-12-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function at JoVE.com

The authors thank Drs. Jeffrey Bloomquist and Daniel Swale for their technical comments and suggestions. This project was partially funded by the Department of Entomology and the College of Agriculture and Life Sciences at Virginia Tech.

1. جمع وإعداد الموضوعات اختبار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع العدد المناسب من النحل من مستعمرة. ملاحظة: إن العدد المطلوب يعتمد على ليس فقط حجم ونطاق التجربة، ولكن أيضا مهارة المحقق. على سبيل المثال، إذا كان هناك 2 مجموعات العلاج مع حجم العينة المطلوبة من 10 النحل في كل مجموعة، قد محقق المهرة معقول جمع لا يقل عن 30 النحل لحساب تشريح فاشلة وينتهي مع 20 شريط فيديو مفيدة للتسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقليل كمية الوقت الذي يمر بين جمع وتشريح. ملاحظة: على الرغم من أن النحل يمكن أن يضم في المختبر لعدة أيام قبل تشريح، ونسبة نجاح تشريح (أي احتمال من الحفاظ على معدل ضربات القلب مستقر في سفينة الظهرية تشريح) وقد لوحظ أن ينخفض نسبة إلى مقدار الوقت الذي ويعيش النحل بعيدا عن مستعمرة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توفير النحل مع مصدر المياه والغذاء في حين يضم في المختبر. لإكساءmple، كحد أدنى، وتوفير الوصول إلى 50٪ (ث / ت) حل السكروز في الماء (وهذا يكفي لفترات أقل من 6 ساعات). لفترات أطول، وتوفير النحل الوصول إلى العسل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> النحل منزل في ليلة وضحاها المختبر عند درجة حرارة حوالي 32 درجة مئوية والرطوبة النسبية 60-80٪ للحد من التوتر وتجنب الجفاف. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل التشريح، وتخدير النحل لفترة وجيزة للمساعدة في التعامل معها. ملاحظة: هذا يمكن أن تقلل من نسبة نجاح تشريح وتقليل الإنتاجية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هدئ النحل إما عن طريق وضعها على الجليد أو في الثلاجة لفترة طويلة بما يكفي للحد من حركة من أجل مساعدة في التعامل معها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدلا من ذلك، كشف لفترة وجيزة النحل إلى CO 2 وذلك للمساعدة في التعامل معها. ملاحظة: التعرض للبرد الموسع يمكن أن تقلل من نسبة نجاح التشريح. تمديد أو التعرض المتكرر للCO 2 يمكن أيضا أن يقلل من نسبة نجاح التشريح. </li></ol></li></ol> 2. تشريحفي ظهري جدار البطن ملاحظة: يجب أن يكون النحل على قيد الحياة في وقت تشريح. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط و / أو مقص تسليخ مجهري، إزالة الأرجل والأجنحة لتسهيل تشريح البطن. الحفاظ على كوب صغير أو حاوية مماثلة مملوءة بالماء المقطر قريب لغرض الشطف الصكوك بين التشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بينما يقيد النحل مع ملقط، واستخدام مقص تسليخ مجهري لقطع أفقيا على طول جدار البطن الظهري بين tergites الأولى والثانية (انظر الشكل 1). </li></ol><img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig1.jpg" /> الشكل 1: عرض الظهرية من البطن النحل. وينبغي أن يتم شق الأولي بين tergites الأولى والثانية، والرمز بواسطة الخط الأحمر. شريط مقياس = 1 مم. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء الضغط عليها</a>البريد لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <ol start="3" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين تجتاح بخفة الحافة الخلفية للtergite الثاني مع ملقط، قطع طولي على طول كل جانب من النحل من شق الأولي إلى الحشرة (انظر الشكل 2). توخي الحذر عند قطع لتجنب ثقب الجهاز الهضمي. </li></ol><img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig2.jpg" /> الشكل 2: عرض جانبي من بطن النحل. ينبغي الشقوق الثانية والثالثة على طول جانبي البطن، والرمز بواسطة الخط الأحمر. شريط مقياس = 1 مم. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <ol start="4" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبادل مقص لمجموعة ثانية من ملقط غرامة والاستفادة منها لفصل بعناية ظهري جدار البطن عن بقية سو البطن. إزالة بلطف الحشرة وأي جزء من الجهاز الهضمي التي لا تزال تعلق على جدار البطن الظهري. تجنب تمزق الأمعاء، كما محتويات يمكن معطف جدار البطن ويعيق التصور السفينة الظهرية. </li></ol><img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig3.jpg" /> الشكل (3): مشاهدة السفينة الظهرية. مرة واحدة وقد تم إزالة الأمعاء والواخزة، السفينة الظهرية مرئيا على طول خط الوسط من جدار البطن الظهرية تشريح. شريط مقياس = 1 مم. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <ol start="5" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترتيب جدار البطن الظهري في الاتجاه المطلوب تحت الكاميرا بحيث السفينة الظهرية مرئية (انظر الشكل 3). استخدام مقص لتقليم تسليخ مجهري بعيدا أي أب الزائدجدار dominal أن يعوق التصور السفينة الظهرية. شكل جدار البطن الظهري يجب أن تشبه كوب الضحلة أو وعاء عندما تقع بشكل صحيح. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> منذ سفينة الظهرية لا تمتد إلى قطاع البطن أخير للنحل، وإزالة tergite النهائي من أجل تحسين التصور للسفينة الظهرية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستفادة من micropipette حجم قابل للتعديل، وتغطي السفينة الظهرية مع 10 ميكرولتر من محلول متساوي التوتر للحفاظ على الظروف الفسيولوجية وتسهيل ضربات القلب ثابت. ملاحظة: الحل المقترح هو قوة الربع حل رينغر (0.120 غرام كلوريد / L الكالسيوم، 0.105 غرام / لتر كلوريد البوتاسيوم، 0.050 غرام / لتر بيكربونات الصوديوم، و2.250 غرام / لتر كلوريد الصوديوم)، والتي تم العثور عليها لتسهيل مستقرة، ضربات القلب المستمر. </li></ol> 3. مراقبة والتحوير من معدل ضربات القلب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للسفينة الظهرية للجلوس دون عائق حتى يتم التوصل إلى مستقر، ضربات القلب المستمر(عادة في غضون 300 ثانية). ملاحظة: يتم تصور نبضات كما الانقباضات الإيقاعية للسفينة الظهرية. في البداية، قد يبدو أن هناك أي ضربات القلب، وخاصة إذا كان تخدير والنحل، ولكن القلب عادة استئناف الضرب بعد يستريح في محلول متساوي التوتر لعدة دقائق، ويمكن أن يستمر الضرب لساعات، شريطة أن يبقى استحم في حل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس معدل ضربات القلب من حيث عدد نبضة في الدقيقة (BPM). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيل عدد من الانقباضات التي لوحظت خلال فترة 60 ثانية. استخدام عداد اليد رصيده وجهاز توقيت لتسهيل هذه العملية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس التغير في معدل ضربات القلب عن طريق تسجيل BPM لوحظ قبل وبعد العلاج بمركب cardiomodulatory. ملاحظة: على الرغم من أن الوقت اللازم لمراقبة تأثير على معدل ضربات القلب قد تختلف تبعا لمجمع يجري اختبارها، والتغيرات في معدل ضربات القلب وعادة ما يمكن أن يلاحظ في غضون دقائق. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد معدل ضربات القلب خط الأساس مباشرة قبلإضافة أي مركب الاختبار. وعادة ما يمكن تحديد معدل ضربات القلب في مرحلة ما بعد العلاج بعد 90-120 ثانية: ملاحظة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد cardiomodulators إمكانية (على سبيل المثال، أوكتوبامين) عن طريق إذابة المركب في محلول متساوي التوتر نفسه الذي استخدم ليستحم السفينة الظهرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة مركبات اختبار في حل المحيطة السفينة الظهرية من خلال الاستفادة من micropipetter. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمزيد من الدقة وأعلى إنتاجية، وجعل تسجيل الفيديو من كل موضوع الاختبار ثم استخدام أشرطة الفيديو لتسجيل معدل ضربات القلب في وقت لاحق. ملاحظة: هذا يسمح للمحقق واحد لارباك تشريح من أجل تسهيل الإنتاج المستمر تقريبا من أشرطة الفيديو. عند تسجيل الفيديو، والحد الأدنى الموصى به من طول ما يقرب من 240 ثانية مع أي مركب اختبار يتم إضافتها على علامة 60 ثانية. وهذا يضمن أن المحقق لديه نافذة 60 ثانية لتسجيل معدل ضربات القلب الأساسي ومن ثم نافذة 60 ثانية أخرى لتسجيل بعد المعالجة معدل ضربات القلب 120 ثانيةبعد العلاج. </li></ol>

<ol>
	<li>Klowden, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulatory+Systems.">Circulatory Systems.</a> Physiological Systems in Insects, 3rd Edition. , 365-413 (2013).</li><li>League, G. P., Onuh, O. C., Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+structural+and+functional+analysis+of+the+larval+and+adult+dorsal+vessel+and+its+role+in+hemolymph+circulation+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae.">Comparative structural and functional analysis of the larval and adult dorsal vessel and its role in hemolymph circulation in the mosquito Anopheles gambiae.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 3), 370-380 (2015).</li><li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillating+Hemolymph+Circulation+in+the+Butterfly+Papilio-Machaon+L+Revealed+by+Contact+Thermography+and+Photocell+Measurements.">Oscillating Hemolymph Circulation in the Butterfly Papilio-Machaon L Revealed by Contact Thermography and Photocell Measurements.</a> J Comp Physiol. 139 (2), 145-163 (1980).</li><li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+of+circulation+and+tracheal+ventilation+in+holometabolous+insects.">Interaction of circulation and tracheal ventilation in holometabolous insects.</a> Adv Insect Physiol. 26, 297-351 (1996).</li><li>Schwab, E. R., Chilson, R. A., Eddleman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heartbeat+Rate+Modulation+Mediated+by+the+Ventral+Nerve+Cord+in+the+Honey-Bee,+Apis-Mellifera.">Heartbeat Rate Modulation Mediated by the Ventral Nerve Cord in the Honey-Bee, Apis-Mellifera.</a> J Comp Physiol B-Biochem Syst Environ Physiol. 161 (6), 602-610 (1991).</li><li>Kaiser, W., Weber, T., Otto, D., Miroschnikow, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+supply+of+the+heart+and+electrocardiogram+potentials+with+reversed+polarity+in+sleeping+and+resting+honey+bees.">Oxygen supply of the heart and electrocardiogram potentials with reversed polarity in sleeping and resting honey bees.</a> Apidologie. 45 (1), 73-87 (2014).</li><li>Papaefthimiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine--a+single+modulator+with+double+action+on+the+heart+of+two+insect+species+(Apis+mellifera+macedonica+and+Bactrocera+oleae):+Acceleration+vs.+inhibition.">Octopamine--a single modulator with double action on the heart of two insect species (Apis mellifera macedonica and Bactrocera oleae): Acceleration vs. inhibition.</a> J Insect Physiol. 57 (2), 316-325 (2011).</li><li>Castro, C. A., Hogan, J. B., Benson, K. A., Shehata, C. W., Landauer, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral-Effects+of+Vehicles+-+Dmso,+Ethanol,+Tween-20,+Tween-80,+and+Emulphor-620.">Behavioral-Effects of Vehicles - Dmso, Ethanol, Tween-20, Tween-80, and Emulphor-620.</a> Pharmacol Biochem Behav. 50 (4), 521-526 (1995).</li><li>Papaefthimiou, C., Papachristoforou, A., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biphasic+responses+of+the+honeybee+heart+to+nanomolar+concentrations+of+amitraz.">Biphasic responses of the honeybee heart to nanomolar concentrations of amitraz.</a> Pestic Biochem Phys. 107 (1), 132-137 (2013).</li><li>Roeder, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+in+invertebrates.">Octopamine in invertebrates.</a> Prog Neurobiol. 59 (5), 533-561 (1999).</li><li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters.">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J Comp Physiol B. 167 (2), 89-97 (1997).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

The protocol presented here provides a simple and effective approach to testing pharmacological compounds for their effects on honey bee heart rate. As observed in prior experiments that either transect the ventral nerve cord of a living insect5 or dissect out the ventral nerve cord when exposing the dorsal vessel7, the loss of central nervous system regulation results in a stable, low frequency heartbeat. The low frequency of beats allows the investigator to visually assess heart rate without havin...

<html> ويتمثل الهدف العام من هذه المنهجية هو السماح للمحقق لمراقبة بسرعة وسهولة، وبتحديد التأثير أن وكيل الدوائي له على معدل ضربات القلب من عسل النحل. النحل، مثل غيرها من الحشرات، يكون نظام الدورة الدموية المفتوحة التي تنشر الدملمف، أي ما يعادل الحشرات من الدم، في جميع أنحاء تجويف الجسم، والمعروفة باسم hemocoel. تداول الدملمف ضروري لنقل المواد الغذائية وعوامل المناعة، والنفايات، وكذلك هرمونات عصبية وغيرها من الجزيئات يشير الى 1. ومما يسهل تداولها من قبل سفينة الظهرية، والتي تمتد على طول خط الوسط الظهرية من الحشرات، وكذلك أجهزة نابض التبعي. ينقسم السفينة الظهرية إلى قسمين متميزة وظيفيا، عين القلب في البطن والشريان الأورطي في الصدر والرأس. تقلصات نشر في الدملمف مضخة القلب نحو الصدر والرأس، في حين تضمن أجهزة نابض التبعي تدفق اللمف الدموي إلى الحدود القصوى. الطبقة = &quot;jove_content&quot;&gt; الحشرات وظيفة القلب ويمكن ملاحظة ذلك باستخدام مجموعة متنوعة من الأساليب، وهذا يتوقف على حجم، مرحلة علم وظائف الأعضاء، أو حياة الحشرة. نهج مشترك لمراقبة معدل ضربات القلب في اليرقات والحشرات الصغيرة هو استخدام التصوير حيوي داخلي 2. هذا الأسلوب هو أقل فائدة في النحل البالغ، ولكن، كما أنه يمكن أن يكون من الصعب عرضها بشكل واضح السفينة الظهرية من خلال جدار البطن. نهج مستقر لتسجيل معدل ضربات القلب في مجموعة متنوعة من الحشرات، بما في ذلك النحل، هو استخدام الحراري الاتصال، الذي يستخدم الثرمستورات تطبيقها على السطح الخارجي للحشرة لكشف نبضات القلب 3،4. كما تم تسجيل معدل ضربات القلب في النحل البالغ باستخدام تقنية الكهربية لقياس والكهربائية 4،5 إشارة مقاومة. هذا الأسلوب يتطلب إدخال أقطاب كهربائية في الحيوان بجانب القلب واستخدام محول مقاومة لتسجيل دقات القلب (4). وبالمثل، استخدمت الكهربائي إلى DETECر الإشارات الكهربائية التي ينتجها القلب وجنبا إلى جنب مع تسجيل فيديو للنحل لمراقبة التغيرات في نشاط القلب 6. وهناك ميزة واضحة لهذه المناهج هي أن معدل ضربات القلب يتم تقييم في حالها، والنحل الحية، وليس في عينة تشريح، مما يساعد على ضمان توفر مجموعة كاملة من الاستجابات الفسيولوجية في هذا الموضوع. وتشمل التحديات من هذه الأساليب المحاسبية لتجميد أو تخدير لهذا الموضوع، والحاجة للحد من متغيرات ومؤثرات الخارجية التي قد تغير معدل ضربات القلب، وكذلك تحديد طريقة تسليم المناسب عند اختبار وكلاء الدوائية. مقاربة أخرى التي استخدمت لدراسة النحل النشاط القلبي لتشريح جزء من الحشرة من أجل فضح القلب، ثم قياس تقلصات سفينة الظهرية باستخدام القوة التشريد محول 7. في هذا البروتوكول، واستحم القلب باستمرار مع المياه المالحة الفسيولوجية التي تعمل بنظام التشغيل والاختبار المشتركmpounds يمكن حله في هذا الحل لتطبيق لهذا الموضوع (7). وهناك فرق كبير بين هذه الطريقة وتلك التي سبق وصفها هو أن الحبل العصبي البطني تتم إزالة، والقضاء على الدور الذي ثبت الجهاز العصبي المركزي للعب في تحوير معدل ضربات القلب 5. والنتيجة هي أن ضربات القلب الأساسي، التي عادة ما تكون غير منتظمة جدا، تستقر على تردد أقل من ذلك بكثير والسعة من عادة ما لوحظ في حشرة تعيش 5،7. ما كل من هذه الأساليب تكون مشتركة هي أنها تتطلب معدات متخصصة للغاية ومكلفة في كثير من الأحيان، بالإضافة إلى مستوى معين من الخبرة، من أجل أن تتم. ولعل أكبر العيب هو أن أيا من هذه الطرق بشكل خاص مناسبة تماما لالتجارب التي تنطوي على اختبار عدد كبير من الموضوعات، مثل فحص مكتبة من مركبات يحتمل cardiomodulatory. أعظم قوة النهج الموصوف هناهو بساطته. بروتوكول من السهل نسبيا لإتقان، والإعداد يتطلب مساحة صغيرة، وفقط المدخلات المالية الحد الأدنى الضروري. والأسلوب يتطلب أكثر قليلا من بعض النحل، عدد قليل من الأدوات الجراحية، وهو محلول متساوي التوتر، وإما المجهر الرقمي أو المجهر التقليدية مع كاميرا رقمية. يتم تشريح النحل لتصور السفينة الظهرية وتستخدم أشرطة الفيديو الرقمية لتسجيل معدل ضربات القلب قبل وبعد العلاج مع وكلاء الدوائية. وعلى الرغم من تسجيل الفيديو ليست في الواقع ضرورية لمراقبة التغيرات في معدل ضربات القلب، وسوف تزيد بشكل كبير الإنتاجية (أي عدد من المواضيع التي يمكن معالجتها في فترة معينة من الزمن). يمكن للمحقق تعظيم كفاءة من خلال تسجيل عدد كبير من أشرطة الفيديو في وقت واحد ومن ثم في وقت لاحق وسجل أشرطة الفيديو هذه في وقت أكثر ملاءمة. ميزة أخرى لهذا النهج هو أن أشرطة الفيديو تسمح المحقق للبدء من جديد، يجب أن توقف عملية التهديف، وجعلها أسهل للالخامسiewer ليكون أعمى للعلاج من أجل الحد من التحيز.

<table><tbody><tr><td>Dino-Lite Edge digital USB microscope</td><td>Dino-Lite</td><td>AM4815ZT</td><td>Any digital microscope or similar setup will suffice</td></tr><tr><td>Microscope stand</td><td>Dino-Lite</td><td>RK-10</td><td>Any stand appropriate for the digital microscope</td></tr><tr><td>Laptop or PC</td><td></td><td></td><td>Necessary for digital microscope</td></tr><tr><td>Microdissection scissors (Vannas, 8 cm, Straight, 5 mm Blades)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14003</td><td>Any similar scissors suitable for microdissection will suffice</td></tr><tr><td>Microdissecting Forceps, 10.2 cm, Angled (2 pair)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504482</td><td>Any similar forceps suitable for microdissection will suffice</td></tr><tr><td>Ringers solution 1/4 strength tablets&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96724-100TAB</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting tray</td><td></td><td></td><td>Any surface suitable for microdissection</td></tr><tr><td>Single channel 10 &amp;micro;l pipette</td><td></td><td></td><td>Any device capable of accurately delivering 10 &amp;micro;l volume</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small beaker or container of water</td><td></td><td></td><td>Used to rinse instruments between subjects</td></tr><tr><td>Hand tally counter</td><td>Office Depot</td><td>295033</td><td>Any similar product will suffice</td></tr><tr><td>Timer</td><td>Office Depot</td><td>644219</td><td>Any similar product will suffice</td></tr><tr><td>Deionized water</td><td></td><td></td><td>Preparation of Ringers solution and rinsing instruments</td></tr></tbody></table>

dissection and observation of honey bee dorsal vessel for studies of cardiac function

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination services, as well as an important model social insect used to study memory and learning, aging, and more. Here we describe a detailed protocol for the dissection of the dorsal abdominal wall of a bee in order to visualize its dorsal vessel, which serves the role of the heart in the insect. A successful dissection will expose a functional heart that, under the proper conditions, can maintain a steady heartbeat for an extended period of time. This allows the investigator to manipulate heart rate through the application of cardiomodulatory compounds to the dorsal vessel. By using either a digital microscope or a microscope equipped with a digital camera, the investigator can make video recordings of the dorsal vessel before and after treatment with test compounds. The videos can then be scored at a time convenient to the user in order to determine changes in heart rate, as well as changes in the pattern of heartbeats, following treatment. The advantages of this protocol are that it is relatively inexpensive to set up, easy to learn, requires little space or equipment, and takes very little time to conduct.

لأن العديد من المركبات النشطة الدوائية التي يمكن اختبارها باستخدام هذا البروتوكول هي غير قابلة للذوبان في الماء، فإنه من الضروري أن يكون مذيب يمكن الاعتماد عليها من شأنها أن تسمح المركبات اختبار ليتم تسليمها عن طريق محلول متساوي التوتر تستخدم ليس?...

Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function at JoVE.com

Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

The abdominal dorsal vessel of the honey bee and other insects serves as the functional equivalent of the mammalian heart and plays an important role in nutrient transport, waste removal, immune function, and more. Here we describe a protocol for the visualization and pharmacological manipulation of bee heart rate.

تشريح ومراقبة من عسل النحل ظهري سفينة لدراسات وظيفة القلب

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination ...

dissection-observation-honey-bee-dorsal-vessel-for-studies-cardiac

Research

JoVE Journal

Biology

10.8K Views.  Virginia Tech. The abdominal dorsal vessel of the honey bee and other insects serves as the functional equivalent of the mammalian heart and plays an important role in nutrient transport, waste removal, immune function, and more. Here we describe a protocol for the visualization and pharmacological manipulation of bee heart rate.

Video: Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

Analysis of Coronary Vessels in Cleared Embryonic Hearts

Whole mount visualization of the embryonic coronary plexus from which the capillary and arterial networks will form is rendered problematic using standard microscopy techniques, due to the scattering of imaging light by the thick heart tissue, as these vessels are localized deep within the walls of the developing heart. As optical clearing of tissues using organic solvents such as BABB (1 part benzyl alcohol to 2 parts benzyl benzoate) has been shown to greatly improve the optical penetration depth that can be achieved, we combined clearance of whole, PECAM1-immunostained hearts, with laser-scanning confocal microscopy, in order to obtain high-resolution images of vessels throughout the entire heart. BABB clearance of embryonic hearts takes place rapidly and also acts to preserve the fluorescent signal for several weeks; in addition, samples can be imaged multiple times without loss of signal. This straightforward method is also applicable to imaging other types of blood vessels in whole embryos.

We present a protocol for the analysis of coronary vessels in whole embryonic murine hearts up to E15.5, using standard immunological staining methods followed by optical clearance and confocal microscopy. This technique enables visualization of blood vessels throughout the entire heart without the need for time-consuming analysis of serial sections.

تحليل الأوعية التاجية في قلوب الجنينية مسح

Whole mount visualization of the embryonic coronary plexus from which the capillary and arterial networks will form is rendered problematic using standard ...

Developmental Biology

Visualization of Cell Cycle Variations and Determination of Nucleation in Postnatal Cardiomyocytes

Cardiomyocytes are prone to variations of the cell cycle, such as endoreduplication (continuing rounds of DNA synthesis without karyokinesis and cytokinesis) and acytokinetic mitosis (karyokinesis but no cytokinesis). Such atypical cell cycle variations result in polyploid and multinucleated cells rather than in cell division. Therefore, to determine cardiac turnover and regeneration, it is of crucial importance to correctly identify cardiomyocyte nuclei, the number of nuclei per cell, and their cell cycle status. This is especially true for the use of nuclear markers for identifying cell cycle activity, such as thymidine analogues Ki-67, PCNA, or pHH3. Here, we present methods for recognizing cardiomyocytes and their nuclearity and for determining their cell cycle activity. We use two published transgenic systems: the Myh6-H2B-mCh transgenic mouse line, for the unequivocal identification of cardiomyocyte nuclei, and the CAG-eGFP-anillin mouse line, for distinguishing cell division from cell cycle variations. Combined together, these two systems ease the study of cardiac regeneration and plasticity.

To distinguish cell division from cell cycle variations in cardiomyocytes, we present protocols using two transgenic mouse lines: Myh6-H2B-mCh transgenic mice, for the unequivocal identification of cardiomyocyte nuclei, and CAG-eGFP-anillin mice, for distinguishing cell division from cell cycle variations.

تصور التغيرات دورة الخلية وتحديد في النواة في ما بعد الولادة العضلية

Cardiomyocytes are prone to variations of the cell cycle, such as endoreduplication (continuing rounds of DNA synthesis without karyokinesis and ...

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in myogenic hearts. A key step in examining heart function in the fly is finding a way to access the heart in a manner that preserves its myogenic function while still allowing the beating heart organ to be observed and recorded. Two different methods for observing and recording the beating heart in both larva and adult Drosophila are described here. Our semi-intact preparation using adult flies allows clear visualization of the abdominal heart without interference from the pigmented cuticle and overlying fat bodies. To record larval heart beats it is necessary to immobilize the larva, which minimizes body wall movements thereby reducing heart movements that are not associated with myocardial contractions. Our methodologies produce stable adult and larval heart preparations that can beat for hours at rates of 1-3 Hz.

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Technique required for visualizing the beating heart in larval and adult Drosophila are presented. Each life stage requires a different methodology.

تصور القلب النابض في ذبابة الفاكهة</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

رصد وظيفة القلب في اليرقات ذبابة الفاكهة السوداء البطن للدراسات فسيولوجية

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Novel And Efficient Method for Drosophila Heart Fluorescence Staining with Cryosectioning

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila hearts before imaging is a meticulous time-intensive process that requires advanced training and motor skills. To address these challenges, we present an innovative protocol that utilizes cryosectioning for the fluorescence imaging of Drosophila heart tissue. The protocol has been demonstrated in imaging the adult Drosophila heart but could be adapted for developmental stages. The method enhances both the efficiency and accessibility of fluorescence staining while preserving the integrity of the tissue. This protocol simplifies the process without compromising the quality of imaging, thereby reducing the dependency on technicians with highly developed training and motor skills. Specifically, we replace complex techniques, such as capillary vacuum suction, with more straightforward methods like tissue embedding. This approach allows for the visualization of cardiac structures with greater ease and reproducibility. We demonstrate the utility of this protocol by effectively detecting key cardiac markers and&#160;achieving high-resolution fluorescence and immunostaining imaging that unveils intricate details of heart morphology and cellular organization. This method provides a robust and accessible tool for researchers exploring Drosophila cardiac biology, facilitating detailed analyses of heart development, function, and disease models.

The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

طريقة جديدة وفعالة لتلطيخ ذبابة الفاكهة مضان القلب بالتقطيع بالتبريد

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila ...

Genetics

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work examining post-embryonic through adult cardiac development has been limited7-10. Examining the changing morphology of the maturing and aging heart are restricted by the lack of techniques available for staging and isolating juvenile and adult hearts. In order to analyze heart development over the fish's lifespan, we dissect zebrafish hearts at numerous stages and photograph them for further analysis11. The morphological features of the heart can easily be quantified and individual hearts can be further analyzed by a host of standard methods. Zebrafish grow at variable rates and maturation correlates better with fish size than age, thus, post-fixation, we photograph and measure fish length as a gauge of fish maturation. This protocol explains two distinct, size dependent dissection techniques for zebrafish, ranging from larvae 3.5mm standard length (SL) with hearts of 100&mu;m ventricle length (VL), to adults, with SL of 30mm and VL 1mm or larger. Larval and adult fish have quite distinct body and organ morphology. Larvae are not only significantly smaller, they have less pigment and each organ is visually very difficult to identify. For this reason, we use distinct dissection techniques.
We used pre-dissection fixation procedures, as we discovered that hearts dissected directly after euthanization have a more variable morphology, with very loose and balloon like atria compared with hearts removed following fixation. The fish fixed prior to dissection, retain in vivo morphology and chamber position (data not shown). In addition, for demonstration purposes, we take advantage of the heart (myocardial) specific GFP transgenic Tg(myl7:GFP)twu34 (12), which allows us to visualize the entire heart and is particularly useful at early stages in development when the cardiac morphology is less distinct from surrounding tissues. Dissection of the heart makes further analysis of the cell and molecular biology underlying heart development and maturation using in situ hybridization, immunohistochemistry, RNA extraction or other analytical methods easier in post-embryonic zebrafish. This protocol will provide a valuable technique for the study of cardiac development maturation and aging.

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

A clear, standardized method for dissection and isolation of the zebrafish heart at multiple developmental stages are described. Annotation and quantification techniques are also discussed.

تشريح القلب في اليرقات ، اسماك الزرد الأحداث والكبار ، دانيو rerio</em

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work ...

Rodent Working Heart Model for the Study of Myocardial Performance and Oxygen Consumption

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways that cannot be accomplished in vivo. For example, inotropic medications commonly also affect preload and afterload, precluding load-independent assessments of their myocardial effects in vivo. Additionally, this model allows for sampling of coronary sinus effluent without contamination from systemic venous return, permitting assessment of myocardial oxygen consumption. Further, the advent of miniaturized pressure-volume catheters has allowed for the precise quantification of markers of both systolic and diastolic performance. We describe a model in which the left ventricle can be studied while performing both volume and pressure work under controlled conditions. 
In this technique, the heart and lungs of a Sprague-Dawley rat (weight 300-500 g) are removed en bloc under general anesthesia. The aorta is dissected free and cannulated for retrograde perfusion with oxygenated Krebs buffer. The pulmonary arteries and veins are ligated and the lungs removed from the preparation. The left atrium is then incised and cannulated using a separate venous cannula, attached to a preload block. Once this is determined to be leak-free, the left heart is loaded and retrograde perfusion stopped, creating the working heart model. The pulmonary artery is incised and cannulated for collection of coronary effluent and determination of myocardial oxygen consumption. A pressure-volume catheter is placed into the left ventricle either retrograde or through apical puncture. If desired, atrial pacing wires can be placed for more precise control of heart rate. This model allows for precise control of preload (using a left atrial pressure block), afterload (using an afterload block), heart rate (using pacing wires) and oxygen tension (using oxygen mixtures within the perfusate).

Isolated working heart models can be used to measure the effect of loading conditions, heart rate, and medications on myocardial performance and oxygen consumption. We describe methods for preparation of a rodent left heart working model that permits study of systolic and diastolic performance and oxygen consumption under various conditions.

القوارض العمل نموذج القلب لدراسة أداء عضلة القلب واستهلاك الأوكسجين

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways ...

Dissection Techniques and Histological Sampling of the Heart in Large Animal Models for Cardiovascular Diseases

The standard gross examination and sampling are key elements in the reproducibility and success of experimental studies of cardiovascular diseases carried out in large animals. Considering the complex anatomy of the heart, interspecies differences, and the types of compensatory and pathological reactions, consistent protocols are challenging to implement. The utilization of multiple dissection protocols is usually adapted to suit the prosector's experience, and personal preference continues to be a source of experimental and interobserver variability. Here, the aim is to present the main anatomical features and landmarks, dissection protocols, and histological sampling standards of the heart in some commonly used species (including dogs, pigs, ruminants, and cats) as models of cardiovascular diseases.
Two standard gross examination protocols are presented here. First, the inflow-outflow method, which follows the physiological blood flow direction through the heart and large vessels (frequently used in dogs, ruminants, and pigs), and second, the four-chamber dissection technique (exemplified in cats). Both techniques can be adapted to any species in certain experimental circumstances. The sampling protocols include all the areas of interest (sinoatrial node, ventricles, interventricular septum, atria, valves, and aorta), and if properly carried out, improve both the reproducibility and reliability of experimental studies.

Due to the complex anatomy, a consistently reproducible dissection and harvesting protocol for cardiac samples can be challenging to implement. This manuscript presents the key elements of some standard cardiac dissection protocols, highlighting both the gross examination approaches and the sampling sites commonly used for histopathologic examination.

تقنيات التشريح وأخذ العينات النسيجية للقلب في النماذج الحيوانية الكبيرة لأمراض القلب والأوعية الدموية

The standard gross examination and sampling are key elements in the reproducibility and success of experimental studies of cardiovascular diseases carried ...

Medicine

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

إعداد ذبابة الفاكهة والتصوير الطولي من وظيفة القلب في فيفو باستخدام البصرية بالاتساق المجهري (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Heart Dissection: A Method to Observe Zebrafish Cardiac Development

Source: Singleman C. et. al., <a href="https://www.jove.com/v/3165/" target="_blank">Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio</a>. J. Vis. Exp. (2011).
This video describes a technique of isolating the heart from a zebrafish at multiple developmental stages to study cardiac development, maturation, and ageing.

تشريح القلب: طريقة لمراقبة تطور قلب الزرد

Source: Singleman C. et. al., Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio. J. Vis. Exp. (2011).
This video describes a technique ...

تشريح ومراقبة من عسل النحل ظهري سفينة لدراسات وظيفة القلب

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video