Name: dissection and observation of honey bee dorsal vessel for studies of cardiac function
Uploaded: 2016-12-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function at JoVE.com

The authors thank Drs. Jeffrey Bloomquist and Daniel Swale for their technical comments and suggestions. This project was partially funded by the Department of Entomology and the College of Agriculture and Life Sciences at Virginia Tech.

1. Toplama ve Test Konularının hazırlanması <ol><li> koloni arı uygun sayıda toplayın. NOT: Gerekli sayı boyutu ve deney kapsamında, aynı zamanda araştırmacının beceri sadece bağlıdır. 2 tedavi grubu, grup başına 10 arı istenen örneklem büyüklüğü ile varsa Örneğin, bir makul yetenekli araştırmacı başarısız diseksiyonlardan hesap ve skoru 20 Yararlı videolar ile sonuna kadar en az 30 arı toplamak olabilir. </li><li> toplanması ve diseksiyon arasında geçen süreyi en aza indirin. NOT: Arılar gün önce diseksiyon için laboratuvarda muhafaza edilebilmesine rağmen, diseksiyonları başarı oranı (bir disseke dorsal geminin istikrarlı bir kalp hızını sürdürmek olasılığı yani) zaman miktarına göre azaldığı gözlenmiştir edildiğini arılar uzakta koloniden yerleştirilmiştir. <ol><li> Laboratuvarda muhafaza ederken su ve yiyecek kaynağı ile arıları sağlamak. EXA içinmple, en azından (bu en az 6 saat süreleri için yeterli olan) su içinde sükroz çözeltisi (ağ / hac)% 50 erişimi sağlar. uzun süreler için, arılar bal erişim sağlar. </li><li> Yaklaşık 32 ° C ve% 60-80 bağıl nem sıcaklıkta laboratuar gecede Ev arılar stresi azaltmak ve dehidratasyonu önlemek için. </li></ol></li><li> Diseksiyon önce, taşıma yardımcı olmak için kısaca arıları uyutmak. NOT: Bu diseksiyonları başarı oranını azaltmak ve verimi azaltabilir. <ol><li> buz üzerinde yerleştirerek ya da sadece yeterince uzun işlemede yardımcı olmak amacıyla hareketi azaltmak için bir buzdolabına ya arıları Chill. </li><li> Alternatif olarak, kısaca ele alınmasında yardımcı olmak amacıyla CO 2 arılar maruz bırakmaktadır. NOT: soğuğa maruz kalma Genişletilmiş diseksiyonları başarı oranını azaltabilir. Genişletilmiş veya ayrıca diseksiyonları başarı oranını azaltabilir CO 2 maruz kalma tekrarladı. </li></ol></li></ol> 2. DiseksiyonDorsal Karın Duvarı NOT: Arılar diseksiyon anda hayatta olması gerekir. <ol><li> forseps ve / veya mikrodiseksiyon makas, kaldırmak bacaklarını ve kanatlarını kullanarak karın diseksiyonu kolaylaştırmak için. Küçük bir beher veya disseksiyonlar arasındaki aletleri durulama amacıyla yakın damıtılmış su ile dolu benzer tutunuz. </li><li> Forseps ile arı frenleyici olsa da, birinci ve ikinci tergites arasındaki dorsal karın duvarı boyunca yanal kesmek için mikrodiseksiyon makas kullanmak (Şekil 1). </li></ol><img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig1.jpg" /> Şekil 1: Arı karın Dorsal görünümü. kırmızı çizgi ile gösterildiği gibi sadece ilk kesi, birinci ve ikinci tergites arasında yapılmalıdır. Ölçek çubuğu = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig1large.jpg" target="_blank">Onu tıklayınız</a>E bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için. <ol start="3"><li> Hafifçe forseps ile ikinci tergite posterior kenarını sıkarken, stinger başlangıç kesi arı her tarafı boyunca uzunlamasına kesilmiş (bakınız Şekil 2). gastrointestinal sistem delinmesiyle önlemek için kesim dikkatli olun. </li></ol><img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig2.jpg" /> Şekil 2: Arı karın Yanal görünümü. kırmızı çizgi ile gösterilen şekilde, ikinci ve üçüncü kesikler, karın her iki tarafı boyunca yapılmalıdır. Ölçek çubuğu = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <ol start="4"><li> ince forseps ikinci bir set için makas değişimi ve dikkatle geri kalanı o gelen dorsal karın duvarı ayırmak için onları kullanmakKarın f. Yavaşça stinger ve dorsal karın duvarında asılı kalır gastrointestinal sistemin herhangi bir kısmını çıkarmak. içindekiler dorsal geminin görselleştirme engel kat karın duvarı ve olduğu gibi, gut kırılması kaçının. </li></ol><img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/55029/55029fig3.jpg" /> Şekil 3: dorsal geminin görünümü. Bağırsak ve ısırgan otu çıkarıldıktan sonra, dorsal damar disseke dorsal karın duvarı orta hat boyunca görülebilir. Ölçek çubuğu = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <ol start="5"><li> Dorsal damar görülebilecek şekilde kamera altında istenen yönde dorsal karın duvarı düzenleyin (bakınız Şekil 3). herhangi bir aşırı ab uzak trim için mikrodiseksiyon makas yararlanındorsal geminin görselleştirme engellemektedir dominal duvar. Düzgün yer alan zaman dorsal karın duvarının şekli sığ fincan veya kase benzer olmalıdır. <ol><li> dorsal damar arının sondaki karın segment içine uzatmak olmadığından, sırt geminin görselleştirme geliştirmek amacıyla son tergite kaldırın. </li></ol></li><li> ayarlanabilir bir birim mikropipet kullanarak, fizyolojik koşulları sürdürmek ve sürekli bir yayın sinyali sağlamak için bir izotonik çözelti 10 ul ile sırt damarı kapsamaktadır. Not: önerilen çözüm çeyrek gücü Ringer çözeltisi (0.120 g / l kalsiyum klorür, 0.105 g / L potasyum klorür, 0.050 g / L sodyum bikarbonat ve 2.250 g / L sodyum klorid) sabit bir şekilde kolaylaştırılması için bulunmuştur edilmiştir, sürekli kalp atışı. </li></ol> 3. Gözlem ve Kalp Hızı modülasyonu <ol><li> istikrarlı, sürekli kalp atışı elde edilene kadar dorsal damar rahatsız oturmak için izin(Genellikle 300 saniye içinde). NOT: Kalp atışı dorsal geminin ritmik kasılmalar olarak görüntülenmiştir. Başlangıçta, arı anestezi edildi, özellikle hiçbir kalp atışı orada görünebilir, ancak kalp genellikle birkaç dakika için izotonik çözelti içinde dinlendikten sonra dayak devam edecektir ve saatlerce dayak devam edebilir, bu çözelti içinde kalmış kalır sağladı. </li><li> dakika (BPM) başına atım sayısı bakımından kalp hızını ölçün. <ol><li> 60 saniye süresince gözlenen kasılma numarasını kaydedin. Bu süreci kolaylaştırmak için bir el taksitli sayacı ve bir zamanlayıcı kullanın. </li></ol></li><li> önce ve cardiomodulatory bileşik ile tedavi sonrasında gözlenen BPM&#39;i kaydederek kalp hızındaki değişimi ölçer. Not: zaman test edilen bileşiğe bağlı olarak değişebilir, kalp hızı üzerinde bir etkiye gözlemek için gerekli olsa da, kalp hızı değişiklikleri genellikle birkaç dakika içinde görülür. <ol><li> hemen önce bazal kalp hızını belirleyinHerhangi bir test bileşiğinin eklenmesi. NOT: Tedavi sonrası kalp hızı genellikle 90 ila 120 saniye sonra tespit edilebilir. </li><li> Dorsal damar yıkanmak için kullanılan aynı izotonik çözelti içinde eritilmesi suretiyle potansiyel cardiomodulators (ör octopamine) hazırlayın. </li><li> Bir Mikropipet kullanarak dorsal kabı çevreleyen çözüm test bileşiklerinin ekleyin. </li></ol></li><li> daha doğru ve daha yüksek verim için, her bir test konusunun bir video kaydı yapmak ve daha sonra daha sonra kalp atış hızını puan videoları kullanın. NOT: Bu videoların neredeyse sürekli üretimi kolaylaştırmak amacıyla diseksiyonu sendeleyip tek araştırmacı sağlar. Video kaydederken, önerilen minimum uzunluk herhangi bir test bileşiği ile yaklaşık 240 saniye 60 saniye işareti eklenir ediliyor. Bu araştırmacı bazal kalp hızı ve daha sonra tedavi sonrası kalp hızı 120 saniye puanlama için başka 60 sn penceresi puanlama için 60 sn penceresi sahip olmasını sağlartedavi sonrası. </li></ol>

<ol>
	<li>Klowden, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulatory+Systems.">Circulatory Systems.</a> Physiological Systems in Insects, 3rd Edition. , 365-413 (2013).</li><li>League, G. P., Onuh, O. C., Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+structural+and+functional+analysis+of+the+larval+and+adult+dorsal+vessel+and+its+role+in+hemolymph+circulation+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae.">Comparative structural and functional analysis of the larval and adult dorsal vessel and its role in hemolymph circulation in the mosquito Anopheles gambiae.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 3), 370-380 (2015).</li><li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillating+Hemolymph+Circulation+in+the+Butterfly+Papilio-Machaon+L+Revealed+by+Contact+Thermography+and+Photocell+Measurements.">Oscillating Hemolymph Circulation in the Butterfly Papilio-Machaon L Revealed by Contact Thermography and Photocell Measurements.</a> J Comp Physiol. 139 (2), 145-163 (1980).</li><li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+of+circulation+and+tracheal+ventilation+in+holometabolous+insects.">Interaction of circulation and tracheal ventilation in holometabolous insects.</a> Adv Insect Physiol. 26, 297-351 (1996).</li><li>Schwab, E. R., Chilson, R. A., Eddleman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heartbeat+Rate+Modulation+Mediated+by+the+Ventral+Nerve+Cord+in+the+Honey-Bee,+Apis-Mellifera.">Heartbeat Rate Modulation Mediated by the Ventral Nerve Cord in the Honey-Bee, Apis-Mellifera.</a> J Comp Physiol B-Biochem Syst Environ Physiol. 161 (6), 602-610 (1991).</li><li>Kaiser, W., Weber, T., Otto, D., Miroschnikow, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+supply+of+the+heart+and+electrocardiogram+potentials+with+reversed+polarity+in+sleeping+and+resting+honey+bees.">Oxygen supply of the heart and electrocardiogram potentials with reversed polarity in sleeping and resting honey bees.</a> Apidologie. 45 (1), 73-87 (2014).</li><li>Papaefthimiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine--a+single+modulator+with+double+action+on+the+heart+of+two+insect+species+(Apis+mellifera+macedonica+and+Bactrocera+oleae):+Acceleration+vs.+inhibition.">Octopamine--a single modulator with double action on the heart of two insect species (Apis mellifera macedonica and Bactrocera oleae): Acceleration vs. inhibition.</a> J Insect Physiol. 57 (2), 316-325 (2011).</li><li>Castro, C. A., Hogan, J. B., Benson, K. A., Shehata, C. W., Landauer, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral-Effects+of+Vehicles+-+Dmso,+Ethanol,+Tween-20,+Tween-80,+and+Emulphor-620.">Behavioral-Effects of Vehicles - Dmso, Ethanol, Tween-20, Tween-80, and Emulphor-620.</a> Pharmacol Biochem Behav. 50 (4), 521-526 (1995).</li><li>Papaefthimiou, C., Papachristoforou, A., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biphasic+responses+of+the+honeybee+heart+to+nanomolar+concentrations+of+amitraz.">Biphasic responses of the honeybee heart to nanomolar concentrations of amitraz.</a> Pestic Biochem Phys. 107 (1), 132-137 (2013).</li><li>Roeder, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+in+invertebrates.">Octopamine in invertebrates.</a> Prog Neurobiol. 59 (5), 533-561 (1999).</li><li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters.">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J Comp Physiol B. 167 (2), 89-97 (1997).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

The protocol presented here provides a simple and effective approach to testing pharmacological compounds for their effects on honey bee heart rate. As observed in prior experiments that either transect the ventral nerve cord of a living insect5 or dissect out the ventral nerve cord when exposing the dorsal vessel7, the loss of central nervous system regulation results in a stable, low frequency heartbeat. The low frequency of beats allows the investigator to visually assess heart rate without havin...

Bu metodoloji genel amacı araştırmacı hızlı ve kolay gözlemlemek ve farmakolojik ajan bal arılarının kalp atım hızı üzerindeki etkisini ölçmek için izin vermektir. Arılar, diğer böcekler gibi, hemocoel olarak bilinen vücut boşluğuna boyunca, hemolimf, kan böcek eşdeğer yaymaktadır açık dolaşım sistemi var. Hemolimf dolaşımı besin bağışıklık faktör, atık ürünleri, hem de nörohormonlar ve diğer sinyal molekülleri 1 taşınması için gereklidir. Ödünç böcek dorsal orta hat, hem de bir aksesuar pulsatil organları boyunca uzanır dorsal kabında ile kolaylaştırılır. dorsal damar, iki fonksiyonel bölüme ayrılırdı karın kalp ve göğüs ve baş aorta belirlenir. Göğüs ve kafa doğru kalp pompası hemolimf yayılır kasılmalar, aksesuar pulsatil organları ekstremitelerde hemolimf akışını sağlamak ise. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Böcek kardiyak fonksiyon böceğin boyutu, fizyoloji, ya da yaşam aşamasına bağlı olarak, çeşitli yöntemler kullanılarak görülebilir. Larva veya daha küçük böcekler kalp hızı gözlemlemek için ortak bir yaklaşım intravital görüntüleme 2 kullanımıdır. Bu açık bir şekilde karın duvarından sırt damarı görüntülemek için zor olabilir Bu yöntem, bununla birlikte, yetişkin arı daha az kullanışlıdır. Böcekler dahil olmak üzere, arıların çeşitli kalp hızını kaydetmek için bir yöntem haline, kardiyak darbelerini 3,4 algılamak için böceğin dış kısmına uygulanmıştır termistör kullanan iletişim termografi, kullanılmasıdır. Yetişkin arıların kalp hızı da bir elektrik empedans sinyali 4,5 ölçmek için bir elektrofizyolojik tekniği kullanılarak kaydedilmiştir. Bu teknik, kalp yanında hayvana elektrotların yerleştirilmesi ve kalp atışları 4 kaydetmek için bir empedans dönüştürücü kullanılmasını gerektirir. Benzer şekilde, elektrokardiyogram DETEC için kullanılmaktadırkalp tarafından üretilen ve kardiyak aktivitenin 6 değişiklikleri gözlemek için arının video kaydı ile birlikte elektrik sinyallerini t. Bu yaklaşımların belirgin bir avantajı kalp hızı oldukça konuda fizyolojik yanıtlar dizi kullanılabilirliğini sağlamak için yardımcı olan bir disseke numune, daha, dokunulmamış, canlı bir arı değerlendirilir olmasıdır. Bu yaklaşımların zorlukları konu, kalp hızını değiştirmek, hem de farmakolojik ajanların test ederken uygun bir dağıtım yöntemi belirleme olabilir dış değişkenler ve uyaranlara sınırlamak için ihtiyaç immobilizasyon veya anesthetization için muhasebe sayılabilir. Arı kardiyak aktivite eğitimi için kullanılan bir başka yaklaşım kısmen bir kuvvet yer değiştirme dönüştürücü 7&#39;yi kullanarak dorsal damar kasılmaları daha sonra, kalp maruz ölçmek için böcek incelemek etmektir. Bu protokol, kalp sürekli çalışan serum fizyolojik ve test işbirliği ile yıkanıyormpounds konu 7 uygulaması için bu çözelti içinde çözündürülebilir. Bu yöntem ve bu, daha önce tarif edildiği arasındaki önemli bir fark, ventral sinir kablosu, merkezi sinir sistemi, kalp hızı 5 modüle oynadığı gösterilmiştir ki rol ortadan kaldırılmış olmasıdır. Sonuç, genellikle oldukça düzensiz bazal kalp atışı, çok daha düşük frekansta stabilize ve genlik daha tipik bir canlı böcek 5,7 gözlenen olmasıdır. Ne bu yöntemlerin hepsi ortak noktası ise yapılacak üzere, uzmanlık belirli bir seviyeye ek olarak, son derece özel ve genellikle pahalı ekipman gerektirir olmasıdır. Belki de en büyük dezavantajı, bu yaklaşımların hiçbiri, özellikle bu potansiyel cardiomodulatory bileşiklerin bir kütüphanenin taranması gibi konularda çok sayıda test ihtiva eden deneyler için uygun olmasıdır. Burada anlatılan yaklaşımın en büyük gücüsadeliği. protokol ayarı az yer kaplar, usta nispeten kolaydır, ve sadece minimal mali giriş gereklidir. yöntem bazı arılar, birkaç cerrahi aletler, izotonik solüsyon biraz daha gerektirir ve bir dijital mikroskop veya dijital kamera ile geleneksel mikroskop ya. Arılar dorsal gemi görselleştirmek için disseke ve dijital video öncesi ve farmakolojik ajanlar ile tedavi sonrası kalp hızını kaydetmek için kullanılır. Video kayıt kalp hızı değişiklikleri gözlemlemek için aslında gerekli değildir, ancak, büyük ölçüde verim artar (yani, belirli bir zaman miktarı işlenebilir konuların sayısı). Araştırmacı seferde videoların çok sayıda kayıt ve daha sonra bir daha uygun bir zamanda bu videoları puanlama verimliliği en üst düzeye çıkarabilirsiniz. Bu yaklaşımın bir diğer avantajı videoları araştırmacı puanlama süreci kesintiye gerektiğini, baştan başlamak ve v için daha kolay hale getirmek için izin olduğunuiewer önyargı azaltmak için tedaviye kör edilmesi.

<table><tbody><tr><td>Dino-Lite Edge digital USB microscope</td><td>Dino-Lite</td><td>AM4815ZT</td><td>Any digital microscope or similar setup will suffice</td></tr><tr><td>Microscope stand</td><td>Dino-Lite</td><td>RK-10</td><td>Any stand appropriate for the digital microscope</td></tr><tr><td>Laptop or PC</td><td></td><td></td><td>Necessary for digital microscope</td></tr><tr><td>Microdissection scissors (Vannas, 8 cm, Straight, 5 mm Blades)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14003</td><td>Any similar scissors suitable for microdissection will suffice</td></tr><tr><td>Microdissecting Forceps, 10.2 cm, Angled (2 pair)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504482</td><td>Any similar forceps suitable for microdissection will suffice</td></tr><tr><td>Ringers solution 1/4 strength tablets&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96724-100TAB</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting tray</td><td></td><td></td><td>Any surface suitable for microdissection</td></tr><tr><td>Single channel 10 &amp;micro;l pipette</td><td></td><td></td><td>Any device capable of accurately delivering 10 &amp;micro;l volume</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small beaker or container of water</td><td></td><td></td><td>Used to rinse instruments between subjects</td></tr><tr><td>Hand tally counter</td><td>Office Depot</td><td>295033</td><td>Any similar product will suffice</td></tr><tr><td>Timer</td><td>Office Depot</td><td>644219</td><td>Any similar product will suffice</td></tr><tr><td>Deionized water</td><td></td><td></td><td>Preparation of Ringers solution and rinsing instruments</td></tr></tbody></table>

dissection and observation of honey bee dorsal vessel for studies of cardiac function

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination services, as well as an important model social insect used to study memory and learning, aging, and more. Here we describe a detailed protocol for the dissection of the dorsal abdominal wall of a bee in order to visualize its dorsal vessel, which serves the role of the heart in the insect. A successful dissection will expose a functional heart that, under the proper conditions, can maintain a steady heartbeat for an extended period of time. This allows the investigator to manipulate heart rate through the application of cardiomodulatory compounds to the dorsal vessel. By using either a digital microscope or a microscope equipped with a digital camera, the investigator can make video recordings of the dorsal vessel before and after treatment with test compounds. The videos can then be scored at a time convenient to the user in order to determine changes in heart rate, as well as changes in the pattern of heartbeats, following treatment. The advantages of this protocol are that it is relatively inexpensive to set up, easy to learn, requires little space or equipment, and takes very little time to conduct.

Bu protokol kullanılarak test edilebilir, farmakolojik olarak aktif bileşiklerin bir çoğu, suda çözünür olmadığı için, test bileşikleri dorsal damar yıkanmak için kullanılan izotonik çözeltisi ile iletilecektir sağlayacak güvenilir bir çözücü olması gerekmektedir. Dimetil sülfoksit (DMSO), yaygın olarak hayvan 8 deneysel ilaçları ve diğer bileşiklerin sağlanması için bir araç olarak kullanılan bir çözücü olduğunu ve bal arısı kalp akt...

Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function at JoVE.com

Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

The abdominal dorsal vessel of the honey bee and other insects serves as the functional equivalent of the mammalian heart and plays an important role in nutrient transport, waste removal, immune function, and more. Here we describe a protocol for the visualization and pharmacological manipulation of bee heart rate.

Kalp Fonksiyon Çalışmaları Diseksiyon ve Bal Arısı Dorsal Vessel Gözlem

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination ...

dissection-observation-honey-bee-dorsal-vessel-for-studies-cardiac

Research

JoVE Journal

Biology

10.8K Görüntüleme.  Virginia Tech. The abdominal dorsal vessel of the honey bee and other insects serves as the functional equivalent of the mammalian heart and plays an important role in nutrient transport, waste removal, immune function, and more. Here we describe a protocol for the visualization and pharmacological manipulation of bee heart rate.

Video: Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

Analysis of Coronary Vessels in Cleared Embryonic Hearts

Whole mount visualization of the embryonic coronary plexus from which the capillary and arterial networks will form is rendered problematic using standard microscopy techniques, due to the scattering of imaging light by the thick heart tissue, as these vessels are localized deep within the walls of the developing heart. As optical clearing of tissues using organic solvents such as BABB (1 part benzyl alcohol to 2 parts benzyl benzoate) has been shown to greatly improve the optical penetration depth that can be achieved, we combined clearance of whole, PECAM1-immunostained hearts, with laser-scanning confocal microscopy, in order to obtain high-resolution images of vessels throughout the entire heart. BABB clearance of embryonic hearts takes place rapidly and also acts to preserve the fluorescent signal for several weeks; in addition, samples can be imaged multiple times without loss of signal. This straightforward method is also applicable to imaging other types of blood vessels in whole embryos.

We present a protocol for the analysis of coronary vessels in whole embryonic murine hearts up to E15.5, using standard immunological staining methods followed by optical clearance and confocal microscopy. This technique enables visualization of blood vessels throughout the entire heart without the need for time-consuming analysis of serial sections.

Temizlendi Embriyonik Kalpler Koroner Damarlar Analizi

Whole mount visualization of the embryonic coronary plexus from which the capillary and arterial networks will form is rendered problematic using standard ...

Gelişim Biyolojisi

Visualization of Cell Cycle Variations and Determination of Nucleation in Postnatal Cardiomyocytes

Cardiomyocytes are prone to variations of the cell cycle, such as endoreduplication (continuing rounds of DNA synthesis without karyokinesis and cytokinesis) and acytokinetic mitosis (karyokinesis but no cytokinesis). Such atypical cell cycle variations result in polyploid and multinucleated cells rather than in cell division. Therefore, to determine cardiac turnover and regeneration, it is of crucial importance to correctly identify cardiomyocyte nuclei, the number of nuclei per cell, and their cell cycle status. This is especially true for the use of nuclear markers for identifying cell cycle activity, such as thymidine analogues Ki-67, PCNA, or pHH3. Here, we present methods for recognizing cardiomyocytes and their nuclearity and for determining their cell cycle activity. We use two published transgenic systems: the Myh6-H2B-mCh transgenic mouse line, for the unequivocal identification of cardiomyocyte nuclei, and the CAG-eGFP-anillin mouse line, for distinguishing cell division from cell cycle variations. Combined together, these two systems ease the study of cardiac regeneration and plasticity.

To distinguish cell division from cell cycle variations in cardiomyocytes, we present protocols using two transgenic mouse lines: Myh6-H2B-mCh transgenic mice, for the unequivocal identification of cardiomyocyte nuclei, and CAG-eGFP-anillin mice, for distinguishing cell division from cell cycle variations.

Doğum sonrası kardiyomiyositlerde Hücre Döngüsü Varyasyonları görselleştirme ve Çekirdeklenme Belirlenmesi

Cardiomyocytes are prone to variations of the cell cycle, such as endoreduplication (continuing rounds of DNA synthesis without karyokinesis and ...

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in myogenic hearts. A key step in examining heart function in the fly is finding a way to access the heart in a manner that preserves its myogenic function while still allowing the beating heart organ to be observed and recorded. Two different methods for observing and recording the beating heart in both larva and adult Drosophila are described here. Our semi-intact preparation using adult flies allows clear visualization of the abdominal heart without interference from the pigmented cuticle and overlying fat bodies. To record larval heart beats it is necessary to immobilize the larva, which minimizes body wall movements thereby reducing heart movements that are not associated with myocardial contractions. Our methodologies produce stable adult and larval heart preparations that can beat for hours at rates of 1-3 Hz.

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Technique required for visualizing the beating heart in larval and adult Drosophila are presented. Each life stage requires a different methodology.

Dayak Kalp görselleştirme Drosophila</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

Biyoloji

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

Larvaların olarak izlenmesi Kalp Fonksiyonu Drosophila melanogaster Fizyolojik Çalışmaları

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Novel And Efficient Method for Drosophila Heart Fluorescence Staining with Cryosectioning

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila hearts before imaging is a meticulous time-intensive process that requires advanced training and motor skills. To address these challenges, we present an innovative protocol that utilizes cryosectioning for the fluorescence imaging of Drosophila heart tissue. The protocol has been demonstrated in imaging the adult Drosophila heart but could be adapted for developmental stages. The method enhances both the efficiency and accessibility of fluorescence staining while preserving the integrity of the tissue. This protocol simplifies the process without compromising the quality of imaging, thereby reducing the dependency on technicians with highly developed training and motor skills. Specifically, we replace complex techniques, such as capillary vacuum suction, with more straightforward methods like tissue embedding. This approach allows for the visualization of cardiac structures with greater ease and reproducibility. We demonstrate the utility of this protocol by effectively detecting key cardiac markers and&#160;achieving high-resolution fluorescence and immunostaining imaging that unveils intricate details of heart morphology and cellular organization. This method provides a robust and accessible tool for researchers exploring Drosophila cardiac biology, facilitating detailed analyses of heart development, function, and disease models.

The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

Kriyoseksiyon ile Drosophila Kalp Floresan Boyama için Yeni ve Etkili Yöntem

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila ...

Genetik

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work examining post-embryonic through adult cardiac development has been limited7-10. Examining the changing morphology of the maturing and aging heart are restricted by the lack of techniques available for staging and isolating juvenile and adult hearts. In order to analyze heart development over the fish's lifespan, we dissect zebrafish hearts at numerous stages and photograph them for further analysis11. The morphological features of the heart can easily be quantified and individual hearts can be further analyzed by a host of standard methods. Zebrafish grow at variable rates and maturation correlates better with fish size than age, thus, post-fixation, we photograph and measure fish length as a gauge of fish maturation. This protocol explains two distinct, size dependent dissection techniques for zebrafish, ranging from larvae 3.5mm standard length (SL) with hearts of 100&mu;m ventricle length (VL), to adults, with SL of 30mm and VL 1mm or larger. Larval and adult fish have quite distinct body and organ morphology. Larvae are not only significantly smaller, they have less pigment and each organ is visually very difficult to identify. For this reason, we use distinct dissection techniques.
We used pre-dissection fixation procedures, as we discovered that hearts dissected directly after euthanization have a more variable morphology, with very loose and balloon like atria compared with hearts removed following fixation. The fish fixed prior to dissection, retain in vivo morphology and chamber position (data not shown). In addition, for demonstration purposes, we take advantage of the heart (myocardial) specific GFP transgenic Tg(myl7:GFP)twu34 (12), which allows us to visualize the entire heart and is particularly useful at early stages in development when the cardiac morphology is less distinct from surrounding tissues. Dissection of the heart makes further analysis of the cell and molecular biology underlying heart development and maturation using in situ hybridization, immunohistochemistry, RNA extraction or other analytical methods easier in post-embryonic zebrafish. This protocol will provide a valuable technique for the study of cardiac development maturation and aging.

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

A clear, standardized method for dissection and isolation of the zebrafish heart at multiple developmental stages are described. Annotation and quantification techniques are also discussed.

Larvaların Kalp Diseksiyon, Çocuk ve Yetişkin Zebra balığı, Danio rerio</em

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work ...

Rodent Working Heart Model for the Study of Myocardial Performance and Oxygen Consumption

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways that cannot be accomplished in vivo. For example, inotropic medications commonly also affect preload and afterload, precluding load-independent assessments of their myocardial effects in vivo. Additionally, this model allows for sampling of coronary sinus effluent without contamination from systemic venous return, permitting assessment of myocardial oxygen consumption. Further, the advent of miniaturized pressure-volume catheters has allowed for the precise quantification of markers of both systolic and diastolic performance. We describe a model in which the left ventricle can be studied while performing both volume and pressure work under controlled conditions. 
In this technique, the heart and lungs of a Sprague-Dawley rat (weight 300-500 g) are removed en bloc under general anesthesia. The aorta is dissected free and cannulated for retrograde perfusion with oxygenated Krebs buffer. The pulmonary arteries and veins are ligated and the lungs removed from the preparation. The left atrium is then incised and cannulated using a separate venous cannula, attached to a preload block. Once this is determined to be leak-free, the left heart is loaded and retrograde perfusion stopped, creating the working heart model. The pulmonary artery is incised and cannulated for collection of coronary effluent and determination of myocardial oxygen consumption. A pressure-volume catheter is placed into the left ventricle either retrograde or through apical puncture. If desired, atrial pacing wires can be placed for more precise control of heart rate. This model allows for precise control of preload (using a left atrial pressure block), afterload (using an afterload block), heart rate (using pacing wires) and oxygen tension (using oxygen mixtures within the perfusate).

Isolated working heart models can be used to measure the effect of loading conditions, heart rate, and medications on myocardial performance and oxygen consumption. We describe methods for preparation of a rodent left heart working model that permits study of systolic and diastolic performance and oxygen consumption under various conditions.

Miyokard Performans ve Oksijen Tüketimi İnceleme Kemirgen Çalışma Kalp Modeli

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways ...

Dissection Techniques and Histological Sampling of the Heart in Large Animal Models for Cardiovascular Diseases

The standard gross examination and sampling are key elements in the reproducibility and success of experimental studies of cardiovascular diseases carried out in large animals. Considering the complex anatomy of the heart, interspecies differences, and the types of compensatory and pathological reactions, consistent protocols are challenging to implement. The utilization of multiple dissection protocols is usually adapted to suit the prosector's experience, and personal preference continues to be a source of experimental and interobserver variability. Here, the aim is to present the main anatomical features and landmarks, dissection protocols, and histological sampling standards of the heart in some commonly used species (including dogs, pigs, ruminants, and cats) as models of cardiovascular diseases.
Two standard gross examination protocols are presented here. First, the inflow-outflow method, which follows the physiological blood flow direction through the heart and large vessels (frequently used in dogs, ruminants, and pigs), and second, the four-chamber dissection technique (exemplified in cats). Both techniques can be adapted to any species in certain experimental circumstances. The sampling protocols include all the areas of interest (sinoatrial node, ventricles, interventricular septum, atria, valves, and aorta), and if properly carried out, improve both the reproducibility and reliability of experimental studies.

Due to the complex anatomy, a consistently reproducible dissection and harvesting protocol for cardiac samples can be challenging to implement. This manuscript presents the key elements of some standard cardiac dissection protocols, highlighting both the gross examination approaches and the sampling sites commonly used for histopathologic examination.

Diseksiyon Teknikleri ve Kardiyovasküler Hastalıklar için Büyük Hayvan Modellerinde Kalbin Histolojik Örneklemesi

The standard gross examination and sampling are key elements in the reproducibility and success of experimental studies of cardiovascular diseases carried ...

Tıp

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Drosophila Hazırlama ve Optik Koherens Mikroskobu Kullanımı In Vivo Kalp Fonksiyonu Boyuna Görüntüleme (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Heart Dissection: A Method to Observe Zebrafish Cardiac Development

Source: Singleman C. et. al., <a href="https://www.jove.com/v/3165/" target="_blank">Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio</a>. J. Vis. Exp. (2011).
This video describes a technique of isolating the heart from a zebrafish at multiple developmental stages to study cardiac development, maturation, and ageing.

Kalp Diseksiyonu: Zebra Balığı Kardiyak Gelişimini Gözlemlemek İçin Bir Yöntem

Source: Singleman C. et. al., Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio. J. Vis. Exp. (2011).
This video describes a technique ...

Kalp Fonksiyon Çalışmaları Diseksiyon ve Bal Arısı Dorsal Vessel Gözlem

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler