ويدعم KO عن طريق منحة من جمعية القلب الاميركية.

قبل أن تبدأ قلوب الكبار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعد طازجة الدملمف الاصطناعي (ه) محلول يحتوي على 108mM نا + ، 5mM K + ، 2mm وكا 2 + ، 8MM MgCl 2 ، 1MM ناه 2 ص 4 ، 4mM NaHCO 3 ، السكروز 10MM ، طرهالوز 5mm ، و HEPES 5mM (الرقم الهيدروجيني 7.1 ، كل الكواشف من كيماويات سيغما). وينبغي أن يضاف إلى السكروز وطرهالوز الهجري من الحلول الأسهم المبردة فقط قبل استخدامها من أجل منع التلوث الجرثومي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ه لتحقيق درجة حرارة الغرفة والأوكسجين الحل بواسطة فقاعات في الهواء لا يقل عن 15 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الشعيرات الدموية الدقيقة عدة (مثل الزجاج الشعيرات الدموية ، 100ul ، VWR) المطلوبة لإزالة الدهون. </li></ol> اليرقات قلوب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Sylgard المغلفة coverslips : استخدام المسواك ، ونقل عن 70μl - 50 من الصعود إلى حل Sylgard ساترة 22x22mm. السماح لتتصلب Sylgard عند 65 درجة مئوية خلال الليل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد Broadie والعازلة للباتي (135mM كلوريد الصوديوم ، بوكل 5mm ، و 4mM MgCl 2 ، 2mm وCaCl 2 ، TES 5mm ، و السكروز 36mM ؛ الحموضة 7.15 انظر Broadie وباتي ، 1993). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الأدوات اللازمة لتطبيق histoacryl الغراء. أولا ، سحب الشعيرات الدموية الدقيقة عدة (مثل العلوم منتجات GB100T8P). توصيل الطرف ماصة 1.5ml مع أنابيب بلاستيكية صغيرة (Tygon ، 1 / ​​32 &quot;) وذلك بإضافة أصغر في نهاية الأنبوب. إدراج الشعرية مع فتح على نطاق واسع إلى الطرف الآخر. تحميل الشعرية مع الغراء Histoacryl بواسطة غمس الشعرية في قطرة من الصمغ وطيف الامتصاص في غيض من البلاستيك. عند العمل مع الغراء ينبغي للمرء أن يكون الزجاج second الشعرية في متناول اليد لإزالة الغراء الزائد من غيض من الغراء الشعرية. الصمغ السائل حتى يلامس مخزنة المالحة حيث انها سوف تتصلب في غضون بضع ثوان. ومع ذلك ، فإنه لا يزال عادة من البلاستيك طويلة بما يكفي لإزالتها من طرف الغراء الشعرية أو إلى حين تطبيقه على العينة. </li></ol> شبه سليمة القلب من ذبابة الفاكهة ذبابة الكبار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الكبار الذباب ذبابة الفاكهة وذبابة تخدير مع قيلولة (كارولينا البيولوجي شركة التموين) لمدة 2-5 دقائق. ويجب الحرص على عدم ترك الذباب يطير في قيلولة لمدة التعرض. ويمكن أيضا التعرض للبرد على المدى القصير يمكن استخدامها لتخدير الذباب ولكن لا ينصح CO 2 كما انها تعد تأثيرات دائمة على معدل ضربات القلب والنظمية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توضع الذباب تخدير الجانب الظهري أسفل ، في صحن بيتري مغلفة بطبقة رقيقة من الفازلين. إهاب مسعور في الأجنحة والجسم عكسية &quot;العصا&quot; لجيلي ولكن يمكن أن يكون repositioned الذبابة إذا لزم الأمر. هذا يصبح من المهم خصوصا خلال التلاعب اللاحقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم إجراء خفض الأولية باستخدام زوج المنحني من مقص الربيع (Roboz # 5611). توضع شفرات مقص تحت الساقين وأسفل الزاوية نحو السطح الظهري من الصدر بالقرب من الرقبة. تتم إزالة الرأس والحبل البطني العصب ، والساقين مع خفض واحد. ثم الغارقة في إعداد الدملمف ، الاوكسيجين الاصطناعي (ه) حل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص الربيع هو إزالة غيض الخلفي من البطن (يتألف من شرائح البطن 7 و 8) مع خفض واحد. هذا يوفر وصولا لجعل التخفيضات الجانبية على طول حافتي البطن ويعمل على قطع الاتصال بين الوتر الخلفي وبشرة البطن. ثم تتم إزالة رفرف تحررت من بشرة البطن البطني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في الخطوات 3 و 4 وقطعت الاتصالات الأمامي والخلفي من القناة الهضمية حتى تقام الآن في مكان أعضاء البطن فقط tracheols. ويمكن عادة في الأمعاء وأعضاء أخرى في البطن يمكن إزالة باعتبارهم كتلة واحدة باستخدام الملقط المجوهرات (Roboz ، # 55) ولطيف التجاذبات. إزالة الأحشاء الداخلية يكشف عن أنبوب القلب النابض لا تزال تعلق على بشرة الظهرية محاطا بالجثث الدهون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الهيئات الدهون غير شفافة تماما في ضوء المجهر بالتالي فإنه غالبا ما يكون ضروريا لإزالة بعض هذه الدهون من أجل أن نرى الأنبوب القلب بشكل واضح. ويتم تحقيق هذا عن طريق شفط الدهون باستخدام تقنية الزجاج مرسوم بدقة الشعيرات الدموية. الشعيرات مصنوعة باستخدام ماصة القياسية مجتذب (مثلا سوتر P - 97 الماصة بولير) ويتم إدراجها بعد ذلك في أنابيب بلاستيكية (Tygon ، 1 / ​​16 &quot;) المرفق مصدر فراغ. ويستخدم هذا النظام لشفط الدهون الزائدة من خارج الأنبوب حول القلب. قوة الشفط يتناسب مع القطر تلميح لذلك ينبغي ألا ماصات مع نصائح أكبر من 40 ميكرون في القطر يتم استخدامها. يجب توخي الحذر الشديد لتجنب لمس القلب نفسه ، ولأن الجزء الخلفي من القلب لا يزال هشا للغاية وينبغي تجنب المنطقة تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتعرض الآن للقلب الكبار أنبوب ذبابة الفاكهة ، وينبغي أن يكون الضرب. إذا لزم الأمر يمكن أن يكون repositioned قلب بشرة والتي توليها رفع بلطف إهاب من الفازلين وتدك بعناية أسفل الظهر ، وتجنب مجددا وجود أي اتصال مع أنسجة القلب. في روينبغي أن يكون محل وجهة نظره في حل الاستحمام مع إعداد AHL الطازجة. وينبغي أن يسمح هذا الإعداد للتوازن لمدة 20-30 دقيقة مع الأوكسجين قبل أي تلاعب. وينبغي إذا إعداد أن تستمر لفترة أطول من 60 دقيقة يكون perfused مع AHL الطازجة. </li></ol> يرقات ذبابة الفاكهة شل حركة لتسجيل البصرية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قطرة من الصمغ Histoacryl على مقربة من كل ركن من أركان coverslips Sylgard. إضافة 50μl من B &amp; B العازلة إلى قطرات الغراء التي من شأنها أن تزيد على الفور. ملء الفراغ بين بقع لصقها مع B &amp; B -- الغراء سيبقي عازلة على الشريحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أخذ يتجول يرقة L3 وضعه على قطعة من المناديل الورقية المبللة على الجليد لمدة 2 دقيقة. هذا وسوف تبطئ حركتها. ثم نقل اليرقة إلى العازلة وتوجيهه مع الجانب الظهري حتى (وهذا هو جانب من اليرقة التي تفتقر إلى أحزمة سنينة). بسرعة تطبيق بعض الغراء بين منطقة الرأس وSylgard و. سوف الغراء تتصلب بسرعة كبيرة ، ومنع رئيس اليرقة من التحرك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الملقط انتزاع بعناية من قبل الحيوان spiracles الخلفي وتمتد برفق. إصلاح يرقة في هذا الموقف من خلال تطبيق الغراء على طول جانبي يرقة في النصف الخلفي. للحد من حركة مزيد من إهاب من عضلات جدار الجسم ، وإضافة المزيد من الغراء في جنباته من الحيوان. هو ثابت الآن يرقة في هذا الموقف. يمكن وضعها في ساترة طبق بيتري صغيرة مليئة AHL أو برنامج تلفزيوني. ويمكن الآن أن تسجل دقات القلب دون تدخل من الحركات جدار الجسم. </li></ol> ممثل النتائج : وشبه سليمة القلب ذبابة الفاكهة الكبار فاز إيقاعي لعدة ساعات بعد تشريح عند الاحتفاظ بها في ه ، طازجة الاوكسيجين (انظر البيانات إضافي ، Ocorr ، وآخرون ، 2007). ويرد في الفيلم الممثل سبيل المثال 1. قلوب من 3 يرقة الذباب طور مرحلي الثالثة والشباب (1 -- 3 أسابيع eclosion آخر) يحمل عموما ضربات القلب منتظمة في معدلات بين 1 -- 3 هرتز. الذباب مضى عليها أكثر من 3 أسابيع ، عادة ، أكثر عدم اتساق نبضات القلب ، ومع ذلك ، فإن هذه القلوب لا تزال قادرة على ضرب عفويا لساعات في AHL الاوكسيجين. الذباب في قلوب الكبار التي تضررت نتيجة لإجراء تشريح عادة ما تظهر مناطق المترجمة من انقباض المتطرفة التي هي غير قادرة على الاسترخاء. ونادرا ما لاحظت معدلات ضربات القلب أبطأ من 1 هرتز في الذباب الأصغر سنا من 3 أسابيع من العمر ، وبالتالي تعتبر هذه الأعمال التحضيرية للتلف ويتم التخلص منها. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/1425/MOVIE1.avi">انقر هنا لتحميل الفيلم 1.</a> -- A أسبوع واحد البالغين من العمر wildtype ذبابة (ث سلالة المختبرية 1118) تبين تعرض أنبوب القلب البطن (الأمامية إلى اليسار). علما العادية ، والانقباضات الإيقاعية. مناطق معتمة في الزاوية اليمنى العليا هي ما تبقى من هيئات الدهون في منطقة البطن ؛ الخلايا جولة على جانبي من القلب هي خلايا التامور.

<ol>
	<li>Ocorr, K., Reeves, N., Wessells, R. J., Fink, M., Chen, H. -. S. V., Akasaka, T., Yasuda, S., Metzger, J., Giles, W., Posakony, J. W., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=KCNQ+potassium+channel+mutations+cause+cardiac+arrhythmias+in+Drosophila+that+mimic+the+effects+of+aging.">KCNQ potassium channel mutations cause cardiac arrhythmias in Drosophila that mimic the effects of aging.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 3943-3948 (2007).</li><li>Broadie, K. S., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+embryonic+neuromuscular+synapse+of+Drosophila+melanogaster.">Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster.</a> J Neurosci. 13, 144-166 (1993).</li></ol>

لقد أثبت نموذج ذبابة الفاكهة إلى أن تكون أداة قوية الجينية التي تم استخدامها لمعالجة مجموعة متنوعة من الأسئلة العلمية التي تتراوح بين التنمية الجنينى على التعلم والذاكرة. وقد تم مؤخرا استخدام هذا النموذج الحي تنوعا للتحقيق في علم الوراثة وظيفة القلب في الطيران. وقد ...

<table><tbody><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (curved)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5611</td><td>Good for gross cuts (Step 3)</td></tr><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (straight)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, 100ul</td><td>VWR international</td><td>53432-921</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, fine</td><td>Science Products</td><td>GB100T8P</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller</td><td>Sutter Equipment</td><td>P-97</td><td>Both horizontal and vertical pipette pullers will work</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/16&amp;#8221; inner diameter</td><td>for 100&amp;#x03BC;l capillaries</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/32&amp;#8221; inner diameter</td><td>for small capillaries</td></tr><tr><td>Histoacryl&amp;#174; tissue adhesive</td><td>B. Braun Medical</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualizing the beating heart in drosophila

و<em&gt; ذبابة الفاكهة</emوقد برزت&gt; القلب مؤخرا كنظام نموذجا جيدا لدراسة الآليات الوراثية الخلوية والجزيئية الكامنة وراء وظيفة في قلوب عضلي. والخطوة الرئيسية في دراسة وظائف القلب في الطيران هو إيجاد وسيلة للوصول إلى قلب بطريقة تحافظ على وظيفتها عضلي في حين لا يزال يسمح لاحظ الجهاز قلب ينبض وتسجيلها. طريقتين مختلفتين لمراقبة وتسجيل القلب النابض في كل يرقة وتعليم الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يتم وصفها هنا. لدينا شبه سليمة باستخدام الذباب إعداد تصور واضح لا أخلاقي يسمح للقلب في منطقة البطن دون تدخل من إهاب المصطبغة والمغطي الهيئات الدهون. لتسجيل ضربات القلب اليرقات من الضروري لشل حركة اليرقة ، الذي يقلل من الحركات جدار الجسم مما يقلل من الحركات القلب التي لا ترتبط مع تقلصات عضلة القلب. منهجيات لدينا انتاج مستقر وبالغ الاستعدادات القلب اليرقات التي يمكن أن تغلب على لساعات في معدلات هرتز 1-3.

Watch this Scientific Journal Video about Visualizing the Beating Heart in Drosophila at JoVE.com

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

التقنية اللازمة لوضع الرؤية والقلب النابض في اليرقات وتعليم الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يتم عرض. كل مرحلة من مراحل الحياة يتطلب منهجية مختلفة.

تصور القلب النابض في ذبابة الفاكهة</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

visualizing-the-beating-heart-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

18.6K Views.  The Sanford Burnham Institute for Medical Research. التقنية اللازمة لوضع الرؤية والقلب النابض في اليرقات وتعليم الكبار ذبابة الفاكهة يتم عرض. كل مرحلة من مراحل الحياة يتطلب منهجية مختلفة.

Video: Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle synapses, we developed a larval tissue preparation that had features of live intact larvae, but also had good optical properties.  This new preparation also allowed for access of perfusates to the synapse.  We used fly larvae, immersed them in artificial hemolymph, and relaxed their normal rhythmic body contractions by chilling them. Next we dissected off the posterior segments of each animal and with a blunt insect pin pushed the mouth parts backward through the body cavity.  This everted the larval body wall, like turning a sock inside-out.  We completed the dissection with ultra-fine dissection scissors and thus exposed the visceral side of the body wall muscles. The glial structures at the NMJ expressed membrane targeted GFP under the control of glial specific promoters. The post-synaptic membrane, the SSR (Subsynaptic Reticula) in muscle expressed synaptically targeted dsRed. We needed to acutely label the motor neuron terminals, the third part of the synapse. To do this we applied primary antibodies to HRP, conjugated to a far-red emitting flurophore.  To test for dye diffusion properties into the perisynaptic space between the motor neuron terminals and the SSR, we applied a solution of large Dextran molecules conjugated to far-red emitting flurophore and collected images.

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

We described structural features of the Glia-neuromuscular synapses in a novel Inside-out tissue preparation of live fly larvae using fluorescent dyes with confocal microscopy. We labeled live neuron terminals with fluorescent primary antibodies to HRP, and also visualized the perisynaptic space with fluorescent Dextrans.

تصور لايف ذبابة الفاكهة الدبقية العصبية والعضلية ، تقاطع مع الأصباغ نيون

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle ...

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells that align along each side of the heart wall, supportive alary muscles and, in adults, a layer of ventral longitudinal muscle cells. The contractile fibers house conserved constituents of the muscle cytoarchitecture including densely packed bundles of myofibrils and cytoskeletal/submembranous protein complexes, which interact with homologous components of the extracellular matrix. Here we describe a protocol for the fixation and the fluorescent labeling of particular myocardial elements from the hearts of dissected larvae and semi-intact adult Drosophila. Specifically, we demonstrate the labeling of sarcomeric F-actin and of &alpha;-actinin in larval hearts. Additionally, we perform labeling of F-actin and &alpha;-actinin in myosin-GFP expressing adult flies and of &alpha;-actinin and pericardin, a type IV extracellular matrix collagen, in wild type adult hearts. Particular attention is given to a mounting strategy for semi-intact adult hearts that minimizes handling and optimizes the opportunity for maintaining the integrity of the cardiac tubes and the associated tissues. These preparations are suitable for imaging via fluorescent and confocal microscopy. Overall, this procedure allows for careful and detailed analysis of the structural characteristics of the heart from a powerful genetically tractable model system.

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

Here we describe a basic protocol for fluorescent labeling of different elements of heart tubes from larva and adult Drosophila melanogaster. These specimens are well-suited for imaging via fluorescent or confocal microscopy. This technique permits detailed structural analysis of the features of the hearts from a powerful model organism.

بطاقات المواد الفلورية ذبابة الفاكهة</emهياكل القلب>

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

شبه الآلي التحليل البصري نبضات القلوب الصغيرة

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

رصد وظيفة القلب في اليرقات ذبابة الفاكهة السوداء البطن للدراسات فسيولوجية

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

إعداد الأجنة المجهري للإلكترون من ذبابة الفاكهة أنبوب القلب الجنينية

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Novel And Efficient Method for Drosophila Heart Fluorescence Staining with Cryosectioning

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila hearts before imaging is a meticulous time-intensive process that requires advanced training and motor skills. To address these challenges, we present an innovative protocol that utilizes cryosectioning for the fluorescence imaging of Drosophila heart tissue. The protocol has been demonstrated in imaging the adult Drosophila heart but could be adapted for developmental stages. The method enhances both the efficiency and accessibility of fluorescence staining while preserving the integrity of the tissue. This protocol simplifies the process without compromising the quality of imaging, thereby reducing the dependency on technicians with highly developed training and motor skills. Specifically, we replace complex techniques, such as capillary vacuum suction, with more straightforward methods like tissue embedding. This approach allows for the visualization of cardiac structures with greater ease and reproducibility. We demonstrate the utility of this protocol by effectively detecting key cardiac markers and&#160;achieving high-resolution fluorescence and immunostaining imaging that unveils intricate details of heart morphology and cellular organization. This method provides a robust and accessible tool for researchers exploring Drosophila cardiac biology, facilitating detailed analyses of heart development, function, and disease models.

The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

طريقة جديدة وفعالة لتلطيخ ذبابة الفاكهة مضان القلب بالتقطيع بالتبريد

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila ...

Genetics

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular organization and genomic investigations to behavioral studies. Due to the accumulated scientific knowledge, in recent years, Drosophila was brought to the field of modeling human diseases, including heart disorders. The presented work describes the experimental system for monitoring and manipulating the heart function in the context of a whole live organism using red light (617 nm) and without invasive procedures. Control over the heart was achieved using optogenetic tools. Optogenetics combines the expression of light-sensitive transgenic opsins and their optical activation to regulate the biological tissue of interest. In this work, a custom integrated optical coherence tomography (OCT) imaging and optogenetic stimulation system was used to visualize and modulate the functioning D. melanogaster heart at the 3rd instar larval and early pupal developmental stages. The UAS/GAL4 dual genetic system was employed to express halorhodopsin (eNpHR2.0) and red-shifted channelrhodopsin (ReaChR), specifically in the fly heart. Details on preparing D. melanogaster for live OCT imaging and optogenetic pacing are provided. A lab-developed integration software processed the imaging data to create visual presentations and quantitative characteristics of Drosophila heart function. The results demonstrate the feasibility of initiating cardiac arrest and bradycardia caused by eNpHR2.0 activation and performing heart pacing upon ReaChR activation.

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

The present protocol describes the generation of Drosophila melanogaster expressing eNpHR2.0 or ReaChR opsins in the heart for OCT imaging and optogenetic heart pacing. Detailed instructions for Drosophila OCT imaging and heart beating modulation, including the simulation of restorable heart arrest, bradycardia, and tachycardia in live animals at different developmental stages, are reported.

تطوير نماذج ذبابة الفاكهة الميلانوغاستر للتصوير والتحكم البصري الوراثي لوظيفة القلب

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular ...

Bioengineering

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

إعداد ذبابة الفاكهة والتصوير الطولي من وظيفة القلب في فيفو باستخدام البصرية بالاتساق المجهري (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Light Sheet Microscopy of Fast Cardiac Dynamics in Zebrafish Embryos

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid external development, tractable genetics, and translucency of the zebrafish, Danio rerio, LSFM has delivered insights into cardiac form and function at high spatial and temporal resolution without significant phototoxicity or photobleaching. Imaging of beating hearts challenges existing sample preparation and microscopy techniques. One needs to maintain a healthy sample in a constricted field of view and acquire ultrafast images to resolve the heartbeat. Here we describe optimized tools and solutions to study the zebrafish heart in vivo. We demonstrate the applications of bright transgenic lines for labeling the cardiac constituents and present novel gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental defects and changes in heart rate. We also propose a data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging. The entire workflow presented here focuses on zebrafish embryonic heart imaging but can also be applied to various other samples and experiments.

We describe optimized tools to study the zebrafish heart in vivo with light sheet fluorescence microscopy. Specifically, we suggest bright cardiac transgenic lines and present new gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental and heart defects. A possible data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging is also provided.

المجهر ورقة خفيفة من ديناميات القلب السريع في أجنة حمار وحشي

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid ...

Preparation of Drosophila Heart: A Technique to Study Heart Physiology in the Adult Fly

Source: Vogler, G., Ocorr, K. <a href="https://www.jove.com/video/1425/" target="_blank">Visualizing the Beating Heart in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2009).
This video describes the fly&#39;s adult heart, or otherwise called the Drosophila dorsal vessel. The featured protocol demonstrates a dissection procedure for live heart preparations.

تصور القلب النابض في ذبابة الفاكهة

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video