وكان هذا العمل تدعمها معونة للبحث العلمي (15 ك 07147، 17 ك 07419) من JSPS (إلى هيروشي ايشيموتو، سانو هيروكو)، اينامورى مؤسسة البحوث منحة (مرحبا)، وبرنامج مركز أبحاث/الاستخدام المشترك "الطب التنموي"، في معهد علم الأجنة الجزيئية وعلم الوراثة، جامعة كوماموتو (للنظام المنسق). ونحن نشكر الدكتور أزوسا كاميكوتشى والسيد يامادا دايتشي لمساعدتهم في استخدام نظام التصوير.

1-إعداد Explants الدماغ اليرقات
<ol><li>جعل دائرة لتصوير. ملاحظة: تسجيل مستقر يتطلب أن تكون مربوطة اكسبلانتس الدماغ. هنا، يستخدم دائرة تصوير منخفضة التكلفة ويدوية الصنع Ca2 + نظام التصوير.<ol>
<li>استخدام الملقط، خدش أسفل وسط صحن الثقافة البلاستيكية (35 مم × 10 مم) لإنشاء دنت للعقدة البطني للدماغ اليرقات مما يجعل تركيب أسهل (الخطوة 1-3، الشكل 1).</li>
		<li>مع مسواك، ضع قطره صغيرة من superglue على جانبي دنت وإرفاق قضيب تنغستن (0.125 مم، وطول 6 إلى 7 ملم) الغراء.</li>
		<li>باستخدام قطعة صغيرة من المعجون مثل لاصقة قابلة لإعادة الاستخدام، جعل جدار دائري (10 ملم وقطرها 3 مم ارتفاع) المحيطة دنت (الشكل 1). ملاحظة: المساحة داخل الجدار ستكون في وقت لاحق مليئة الفوسفات مخزنة المالحة (برنامج تلفزيوني؛ 0.14 "م كلوريد الصوديوم"، 0.0027 م بوكل، 0.01 M PO43-, درجة الحموضة 7.4 ± 0.05 عند 25 درجة مئوية).</li>
	</ol>
</li>
	<li>إعداد الحيوانات ملاحظة: لتصوير الكالسيوم، أعرب مؤشر كالسيوم، GCaMP6s، في الخلية نوع من الفائدة، الذي يتحقق عادة باستخدام تركيبات من GAL4 و UAS GCaMP6sالخاصة بالانسجة. للتأكد من أن الإشارة هي وساطة عن طريق مستقبلات المرشح، هو أعرب أيضا عن GCaMP6s في متحولة معيبة في المستقبلات.<ol>
<li>عندما يتطلب الأمر المقارنات التجريبية للأنماط الجينية المختلفة مثل نوع البرية وطفرات، اليرقات اختبار مباراة العمر لتجنب التعبير GCaMP6 مستوى التباينات والاختلافات الفسيولوجية نتيجة لمراحل النمو.</li>
		<li>يبقى الذباب الأبوية (الذباب 30 لكل جنس من الجنسين) في قنينة ثقافة التي تحتوي على الأغذية يطير القياسية من أجل ح 8 للسماح بوضع البيض على سطح الطعام. الثقافة اليرقات في كتلة تحت دائرة الضوء الظلام 12-ح في 25 درجة مئوية و 60-70% رطوبة نسبية.</li>
	</ol>
</li>
	<li>تشريح الدماغ اليرقات<ol>
<li>90-120 ح بعد بيضة زرع (AEL)، جمع اليرقات وغسلها على الأقل 3 مرات بالماء المقطر لإزالة بقايا الطعام ملتصقة.</li>
		<li>مكان يرقة على زجاج يشاهد 1.5 بوصة مربعة مليئة بالجليد الباردة برنامج تلفزيوني. ملاحظة: تنفذ الخطوات التالية اثنين في هذا الزجاج يشاهد تحت مجهر تشريح.</li>
		<li>استخدام الملقط بلطف الاستيلاء على الجزء الأوسط من اليرقة. استخدام الملقط آخر لانتزاع هوكس الفم وسحب خطاطيف الفم بلطف لفصل الجزء الأمامي من اليرقة التي تحتوي على الدماغ من بقية الجسم. ملاحظة: بدلاً من ذلك، المقص الجراحي يمكن استخدامها.</li>
		<li>اضغط الحافة الأمامية بالملقط وتتحول اليرقة الداخل إلى الخارج. إزالة أنسجة دخيلة يعلق على الدماغ، مثل أقراص إيماجينال والهيئات الدهون والغدة الدائري. بلطف منفصلاً في الدماغ فمها.</li>
		<li>تطبيق 200 ميليلتر من برنامج تلفزيوني إلى داخل الحلبة من مثل المعجون لاصقة قابلة لإعادة الاستخدام في قاعة التصوير. تمتص بلطف تشريح الدماغ مع برنامج تلفزيوني في ماصة باستور، وثم نقلها إلى غرفة التصوير.</li>
	</ol>
</li>
	<li>وضع الدماغ في غرفة التصوير<ol>
<li>استخدام الملقط للاستيلاء على ألياف العضلات التي تمتد من ganglia البطني. إدراج الدماغ بلطف إلى دنت تحت سلك التنغستن.</li>
		<li>استخدام الملقط آخر، مكان سحب سلك التنغستن طفيفة تصل إلى الدماغ في الموضع الصحيح للتصوير (الشكل 1).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2-الحصول على صور Ca2 + الأسفار
ملاحظة: explants الدماغ منغمسين في برنامج تلفزيوني يتم تصويرها باستخدام مجهر الأسفار مجهزة من 20 X عدسة الهدف غمر المياه (N.A. = 0.5). برنامج تلفزيوني لم بتنشيط الخلايا في الدماغ. إذا كانت هناك حاجة إلى محور ع الصور، هي التي شنت عدسة الهدف مع محرك كهرضغطية المنشط عدسة. رأس [كنفوكل] قرص غزل يستخدم لتعزيز القرار الوقت. للتصوير بالإضاءة المنخفضة، شنت إلكترون ضرب جهاز الكاميرا على المجهر. تصوير GCaMP6s الفلورية (الإثارة/الانبعاثات: 488/509 نانومتر) يتطلب ليزر 488 نانومتر للإثارة مع مقسم شعاع مزدوج اللون وعامل تصفية انبعاثات (مثلاً.، 528 ± 38 نانومتر باند ممر الموجه مرشح).
<ol><li>المكان قاعة التصوير التي تحتوي على explant الدماغ تحت المجهر.</li>
	<li>أقل عدسة الهدف حتى أنه يمس برنامج تلفزيوني. تحت إضاءة ساطعة الميدانية، ضع الدماغ ووضعها موضع التركيز. قم بالتبديل إلى ضوء الفلورسنت وضبط التركيز على الخلايا المسماة GCaMP6s. ملاحظة: يجب أن تكون مرئية الفلورية الخضراء القاعدية GCaMP6s.</li>
	<li>بدء الحصول على 250 ms/الإطار بدقة 512 × 512 بكسل في وضع المياه المبردة باستخدام البرمجيات المناسبة اقتناء (مثلاً., µManager). ضبط وقت التعرض الحصول على قيم الأسفار داخل النطاق الديناميكي للكاميرا CCD، ولكن ليس أقل من 1000 (وحدات التعسفي)، مع الصور 16-بت (النطاق الديناميكي 0-65,535). ملاحظة: يجب استخدام وقت تعرض منخفضة للتقليل من تبييض الصورة من GCaMP6s. ينبغي أن يكون الأمثل وقت التعرض في كل التجربة كما أنه يعتمد على مستويات التعبير GCaMP6 وحساسية نظام الكشف. كان 100 مللي ثانية في لنا التجربة باستخدام dilp2 > GCaMP6s- عندما يتطلب الأمر لعمق تصوير معطى z-المقاطع، يمكن الحصول على عدة z-قسم الصور اعتماداً على الفواصل الزمنية والإطار التعرض. إذا كانت الكاميرا قد يكفي القرار المكانية، ينبغي زيادة حجم بينينج (عدد السجلات على الرقاقة التي سيتم إهمال في واحد بكسل الرقمية) لتقليل زمن التعرض.</li>
	<li>حالما يتم تحديد معلمات التصوير، تلتقط صوراً لمدة 1 دقيقة قبل الإدارة الببتيد للكشف عن كثافة إشارة خط الأساس (و0).</li>
	<li>تطبيق الببتيد الاختبار؛ لهذا، حل 100 ميليلتر من الببتيد الحل في برنامج تلفزيوني و "الماصة؛" فإنه مباشرة في حمام اليرقات تؤتي بتركيز أمثل. ملاحظة: ينبغي حقن محلول الببتيد ببطء (مثلاً، تدفق معدل 20 ميليلتر/s) في حمام الحل باستخدام ماصة. الببتيد الاصطناعية لا علاقة لها حل في برنامج تلفزيوني كعنصر سلبي.</li>
	<li>سجل انبعاث GCaMP6s لبضع دقائق.</li>
</ol>3-بيانات التحليل
ملاحظة: يتم تحليل بيانات التصوير بدون اتصال مع إيماجيج. خلال الوقت الفاصل بين التصوير، يسبب بيبيتينج الدماغ اليرقات للتحرك. ولذلك، ينبغي تصحيح الانحرافات الموضعية للصور المسلسل قبل التحليل. يمكن إجراء التصحيح باستخدام المكونات الإضافية، إيماجيج توربوريج كما يلي.
<ol><li>فتح برنامج تحليل واستخدام الإطار الأول (قبل تطبيق الببتيد) كصورة مرجعية.</li>
	<li>حدد الإضافات | التسجيل | توربوريج.</li>
	<li>اختر ملف الصورة المسلسل مصدر ومرجع الصورة هدف.</li>
	<li>تحقق هيئة جامدة (التشريد موازية وتناوب الصور) و دقيقة ("سريع" وخشن لكن تحليل سريع بدلاً من ذلك) على أسلوب المعالجة ونوعيتها، على التوالي.</li>
	<li>انقر فوق دفعة البدء في معالجة الصور.</li>
	<li>حدد مناطق متعددة للفائدة (رويس) باستخدام تحليل | أدوات | مدير دوروا في إيماجيج.</li>
	<li>قياس كثافة بكسل بواسطة النقر فوق أكثر | مقياس متعدد | موافق في إطار إدارة العائد على الاستثمار.</li>
	<li>حساب ΔF/و0 = (F-و0)/F0، و هو شدة دوروا في وقت التحفيز، حيث و0 هو الكثافة في إطار زمني فورا قبل حدث تجريبي معين (مثلاً 30 الإطارات السابقة بداية التحفيز).</li>
	<li>كرر التجربة باستخدام عينات متعددة في الدماغ، وإجراء المعالجة الإحصائية للحصول على متوسط والخطأ المعياري للوسط (SEM) عند كل نقطة في الوقت.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Morton, G. J., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Leptin+and+the+central+nervous+system+control+of+glucose+metabolism.">Leptin and the central nervous system control of glucose metabolism.</a> Physiological Reviews. 91 (2), 389-411 (2011).</li><li>Stanley, S., Wynne, K., McGowan, B., Bloom, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+regulation+of+food+intake.">Hormonal regulation of food intake.</a> Physiological Reviews. 85 (4), 1131-1158 (2005).</li><li>Goodman, W. G., Cusson, M., Gilbert, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+juvenile+hormones.">The juvenile hormones.</a> Insect Endocrinology. , 310-365 (2012).</li><li>Lafont, R., Dauphin-Villemant, C., Warren, J. T., Rees, H., Gilbert, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ecdysteroid+chemistry+and+biochemistry.">Ecdysteroid chemistry and biochemistry.</a> Insect Endocrinology. , 106-176 (2012).</li><li>Smith, W., Rybczynski, R., Gilbert, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protothoracicotropic+hormone.">Protothoracicotropic hormone.</a> Insect Endocrinology. , 1-62 (2012).</li><li>Claeys, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+neuropeptide+and+peptide+hormone+receptors:+current+knowledge+and+future+directions.">Insect neuropeptide and peptide hormone receptors: current knowledge and future directions.</a> Vitamins and Hormones. 73, 217-282 (2005).</li><li>Gade, G., Goldsworthy, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+peptide+hormones:+a+selective+review+of+their+physiology+and+potential+application+for+pest+control.">Insect peptide hormones: a selective review of their physiology and potential application for pest control.</a> Pest Management Science. 59 (10), 1063-1075 (2003).</li><li>Adams, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genome+sequence+of+Drosophila+melanogaster.">The genome sequence of Drosophila melanogaster.</a> Science. 287 (5461), 2185-2195 (2000).</li><li>Park, D., Veenstra, J. A., Park, J. H., Taghert, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+peptidergic+cells+in+Drosophila:+where+DIMM+fits+in.">Mapping peptidergic cells in Drosophila: where DIMM fits in.</a> PLoS One. 3 (3), 1896 (2008).</li><li>Berridge, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inositol+trisphosphate+and+calcium+signalling.">Inositol trisphosphate and calcium signalling.</a> Nature. 361 (6410), 315-325 (1993).</li><li>Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+signal-to-noise+Ca(2+)+probe+composed+of+a+single+green+fluorescent+protein.">A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein.</a> Nature Biotechnology. 19 (2), 137-141 (2001).</li><li>Rulifson, E. J., Kim, S. K., Nusse, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ablation+of+insulin-producing+neurons+in+flies:+growth+and+diabetic+phenotypes.">Ablation of insulin-producing neurons in flies: growth and diabetic phenotypes.</a> Science. 296 (5570), 1118-1120 (2002).</li><li>Chen, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity.">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li><li>Nassel, D. R., Kubrak, O. I., Liu, Y., Luo, J., Lushchak, O. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+that+regulate+insulin+producing+cells+and+their+output+in+Drosophila.">Factors that regulate insulin producing cells and their output in Drosophila.</a> Frontiers in Physiology. 4, 252 (2013).</li><li>Sano, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Nutrient-Responsive+Hormone+CCHamide-2+Controls+Growth+by+Regulating+Insulin-like+Peptides+in+the+Brain+of+Drosophila+melanogaster.">The Nutrient-Responsive Hormone CCHamide-2 Controls Growth by Regulating Insulin-like Peptides in the Brain of Drosophila melanogaster.</a> PLoS Genetics. 11 (5), 1005209 (2015).</li><li>Tsao, C. K., Ku, H. Y., Lee, Y. M., Huang, Y. F., Sun, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Term+Ex+Vivo+Culture+and+Live+Imaging+of+Drosophila+Larval+Imaginal+Discs.">Long Term Ex Vivo Culture and Live Imaging of Drosophila Larval Imaginal Discs.</a> PLoS One. 11 (9), 0163744 (2016).</li><li>Sabado, V. a. N., Nagoshi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+Resolution+Fluorescence+Live+Imaging+of+Drosophila+Circadian+Clocks+in+Larval+Brain+Culture.">Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture.</a> Journal of Visualized Experiments. 131, e57015 (2018).</li><li>Apostolopoulou, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caffeine+Taste+Signaling+in+Drosophila+Larvae.">Caffeine Taste Signaling in Drosophila Larvae.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 10, 193 (2016).</li><li>Cao, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+targeted+optical+electrophysiology+in+intact+neural+circuits.">Genetically targeted optical electrophysiology in intact neural circuits.</a> Cell. 154 (4), 904-913 (2013).</li><li>Nikolaev, V. O., Bunemann, M., Hein, L., Hannawacker, A., Lohse, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+single+chain+cAMP+sensors+for+receptor-induced+signal+propagation.">Novel single chain cAMP sensors for receptor-induced signal propagation.</a> Journal of Biological Chemistry. 279 (36), 37215-37218 (2004).</li><li>Sankaranarayanan, S., De Angelis, D., Rothman, J. E., Ryan, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pHluorins+for+optical+measurements+of+presynaptic+activity.">The use of pHluorins for optical measurements of presynaptic activity.</a> Biophysical Journal. 79 (4), 2199-2208 (2000).</li><li>Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modified+minimal+hemolymph-like+solution,+HL3.1,+for+physiological+recordings+at+the+neuromuscular+junctions+of+normal+and+mutant+Drosophila+larvae.">A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae.</a> Journal of Neurogenetics. 18 (2), 377-402 (2004).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Ca2 + التصوير الأسلوب الموصوفة هنا نظام مفيد لاختبار وظيفة الهرمونات في الدماغ. ويتلقى المجراة، الدماغ الهرمونات من مختلف أجهزة الغدد الصماء. وبالإضافة إلى ذلك، يدرك الدماغ باستمرار تصاعدي المعلومات الحسية، مما يسبب تنشيط الخلايا العصبية التلقائية. هذا النظام السابقين فيفو </...

الاتصالات الجهاز للجهاز استراتيجية تقحم مصانة للحفاظ على التوازن التأقلم مع التغيرات البيئية. في البشر، ومجموعة متنوعة من أريريلياسيد الهرمونات من الغدد الصماء إلى الدورة الدموية. العديد من هذه الهرمونات المستهدفة تحت المهاد الدماغ، والذي ينظم عمليات الأيض والسلوكيات الأساسية مثل التغذية1،2. تم اكتشاف العديد من الهرمونات باستخدام نماذج الثدييات. ومع ذلك، آليات عملها، لا سيما شبكات إينتيرورجان التي تشارك فيها، لا تزال غير واضحة إلى حد كبير.
وبرز melanogaster المورفولوجية نموذجا مفيداً لدراسة الاتصالات الجهاز إلى الجهاز. في الحشرات، يتم التحكم في العديد من العمليات الفسيولوجية بالهرمونات. أوائل الدراسات التي تركز على النمو والتحول تستخدم الحشرات الكبيرة. في هذه الدراسات، لإزالة أو زرع الأعضاء محددة وتوقع وجود جزيئات إشارات الجهاز بين الوكالات؛ في وقت لاحق، كانت الأحداث هرمون (جون) وهرمون بروثوراسيكوتروبيك (بتث) و Ecdysone المتحلل المنقي3،،من45. ويعتقد عائلة كبيرة من الببتيدات إرسال الإشارات بين الخلايا للمشاركة في مختلف الأحداث الفسيولوجية أثناء دورة حياة الحشرات6،7. معظم هذه الببتيدات قانون إلى جانب البروتين ز مستقبلات (جبكرس)، على الرغم من أن جبكرس محددة كانت صعبة في البداية لتحديد استخدام النهج التقليدية. وكان المنشور المورفولوجية لتسلسل الجينوم كله8 الانطلاقة التي مكنت من تحديد هوية الببتيدات النشطة بيولوجيا المورفولوجية استناداً على التماثل لتلك الموجودة في غيرها من الحشرات. وبالإضافة إلى ذلك، تم تحديد المستقبلات لعدة الببتيدات من جبكرس وتوقع في الجينوم باستخدام فحوصات ملزمة GPCR-يجند خلية-المستندة إلى الثقافة. المقبل، وتعبير تحاليل توقع مسارات الجهاز إلى الجهاز وأثارت هذه الببتيدات والمستقبلات. جدير بالذكر أن العديد من مستقبلات الببتيد المفترضة مبينة في الدماغ، مما يدل على أن الدماغ هدفا رئيسيا ل الهرمونات الببتيد9. وعلاوة على ذلك، أسهمت الأدوات الوراثية المتقدمة في المورفولوجية لتحديد الأدوار الفيزيولوجية لتركيبات GPCR الببتيد. على سبيل المثال، GAL4، ونظم النسخي ثنائي المستندة إلى ليزا تمكين الجينات ضربة قاضية أو overexpression بطريقة منضبطة مكانياً وزمنياً. GAL4، عامل نسخ المحددة في الخميرة، ربط تسلسل رابطة الدول المستقلة-تنظيمية محددة تسمى التسلسل التنشيط المنبع (UAS). في النظام GAL4/UAS، يوفر سطر برنامج التشغيل الخاصة بالانسجة أو الخاصة بمرحلة GAL4 التعبير والخط المستجيب يحمل UAS المنبع من الجينات من الفائدة أو البناء على محرك الأقراص شرنا التعبير. ويستند نظام ليزا/ليكساوب إليه مماثلة. تحليلات المظهرية الخاصة بالانسجة الببتيد-ضربة قاضية والأنسجة على حدة ضربة قاضية GPCR الحيوانات يمكن أن تكشف عن معلومات حول وضع إشارات GPCR الببتيد وموقع العمل. ومع ذلك، تقتصر الاستنتاجات التي يمكن الوصول إليها فقط عن طريق البيانات الوراثية. من ناحية أخرى، مرة واحدة هو تضييق نطاق الهدف المفترضة لهرمون الببتيد خاصة لنوع النسيج أو الخلية، يمكن استخدام السابقين فيفو الكالسيوم التصوير في اكسبلانتس الجهاز لتوضيح الاتصالات الجهاز إلى الجهاز بإشارة هضميد-GPCR وساطة. عند التنشيط هذه العملية إلى جانب Gq، هو زيادة Ca2 + تركيز داخل الخلايا نتيجة إطلاق Ca2 + من أية10. في الدماغ، ويرفع التنشيط العصبية أيضا Ca2 + مستويات داخل الخلايا. ويمكن الكشف عن هذه Ca2 + الزيادات بجهاز استشعار كالسيوم، جكامب، الذي يخضع لتغيرات conformational حضور Ca2 + الناتج في الأسفار الانبعاثات11.
في هذه المقالة، يتم وصف كالسيوم طريقة التصوير باستخدام الدماغ المورفولوجية explants. لاختبار قدرة الببتيد لتنشيط الخلايا العصبية المحددة، يتم تطبيق ببتيد اختبار explant الدماغ معربا عن جكامب، والأسفار التغييرات تتم مراقبتها بواسطة الفحص المجهري [كنفوكل]. وتؤكد مشاركة هذه العملية ثم إجراء المقايسة نفس دماغ المسخ التي تفتقر إلى هذه العملية استخدام. هذا المزيج من التصوير وعلم الوراثة يوفر معلومات دقيقة عن الجهاز لجهاز الاتصالات من الببتيدات-جبكرس-إمكانية إجراء تعديلات وتطبيقات لهذا البروتوكول وتناقش أيضا.

<table><tbody><tr><td>Tungsten rod</td><td>A-M systems, Sequim, WA, USA</td><td>717000</td><td></td></tr><tr><td>Blu Tack</td><td>Bostik, Paris, France</td><td>3049100</td><td>putty-like reusable adhesives</td></tr><tr><td>Watch glass, square, 1 5/8 in</td><td>Carolina Biological Supply Company, Burlington, NC, USA</td><td>742300</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>TAKARA Bio Inc., Kusatsu, Shiga, Japan</td><td>T900</td><td>Phosphated buffered salts</td></tr><tr><td>CCHa2</td><td>SCRUM Inc., Tokyo, Japan</td><td></td><td>Custum-synthesized peptide</td></tr><tr><td>Ghrerin</td><td>Peptide institute Inc., Osaka, Japan</td><td>4372-s</td><td></td></tr><tr><td>Nociceptin</td><td>Peptide institute Inc., Osaka, Japan</td><td>4313-v</td><td></td></tr><tr><td>Axio Imager A2</td><td>Carl Zeiss, Oberkochen, Germany</td><td>Axio Imager A2</td><td>fluorescence microscope</td></tr><tr><td>Objective W N-Achroplan 20x/0.5 M27</td><td>Carl Zeiss, Oberkochen, Germany</td><td>420957-9900-000</td><td>water-immersion objective lens</td></tr><tr><td>P-725 PIFOC objective scanner with long travel range</td><td>Physik Instrumente GmbH &amp;amp; Co. KG, Karlsruhe, Germany</td><td>N/A</td><td>piezoelectric-activated lens mover</td></tr><tr><td>Confocal Scanner Unit CSU-W1</td><td>Yokogawa Electric Corporation, Tokyo, Japan</td><td>CSU-W1</td><td>spinning disc confocal head</td></tr><tr><td>ImagEM C9100-13</td><td>Hamamatsu Photonics, Sizuoka, Japan</td><td>C9100-13</td><td>EM-CCD camera</td></tr><tr><td>OBIS 488 nm LS 60 mW</td><td>Coherent, Santa Clara, CA, USA</td><td>1178770</td><td>488-nm laser</td></tr><tr><td>488/568/647 nm Yokogawa dichroic beamsplitter</td><td>Semrock, Rochester, NY, USA</td><td>Di01-T405/488/568/647-13x15x0.5</td><td>dichroic beam splitter</td></tr><tr><td>528/38 nm BrightLine single-band bandpass filter</td><td>Semrock, Rochester, NY, USA</td><td>FF01-528/38-25</td><td>emission filter</td></tr><tr><td>&amp;micro;Manager</td><td>Open Imaging, Inc.</td><td>N/A</td><td>https://micro-manager.org</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>U. S. National Institutes of Health</td><td>N/A</td><td>https://imagej.nih.gov/ij/</td></tr><tr><td>TurboReg</td><td>Philippe Th&amp;eacute;venaz, Biomediccal Imaging Group, Swiss Federal Institute of Technology Lausanne</td><td>N/A</td><td>http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/turboreg/</td></tr></tbody></table>

ex vivo calcium imaging for visualizing brain responses to endocrine signaling in drosophila

الجهاز على الجهاز الاتصال بالإشارات الغدد الصماء، على سبيل المثال، من العالم الخارجي إلى الدماغ، ضروري للحفاظ على التوازن. كحيوان نموذج لأبحاث الغدد الصماء، يتزايد استخدام melanogaster المورفولوجية، الذي قد متطورة أدوات الجينية ومعلومات الجينوم،. توضح هذه المقالة طريقة لتصوير الكالسيوم explants الدماغ المورفولوجية . هذا الأسلوب يتيح الكشف عن الإشارات المباشرة هرمون في الدماغ. فمن المعروف جيدا أن العديد من الببتيد الهرمونات تعمل عن طريق مستقبلات إلى جانب البروتين G (جبكرس)، التنشيط الذي يؤدي إلى زيادة تركيز Ca2 +داخل الخلايا. كما يرفع التنشيط العصبية داخل الخلايا Ca2 + مستويات، من Ca2 + تدفق وإصدار Ca2 + مخزنة في هيولى (ER). جهاز استشعار كالسيوم، جكامب، ويمكن رصد هذه Ca2 + التغييرات. في هذا الأسلوب، يتم التعبير عن جكامب في الخلايا العصبية للفائدة، وتشريح الدماغ اليرقات الإعراب عن جكامب ومثقف السابقين فيفو. ثم يتم تطبيق اختبار الببتيد ل explant الدماغ، وتم الكشف عن التغييرات الفلورسنت في جكامب استخدام مجهر [كنفوكل] قرص غزل مزودة بكاميرا CCD. باستخدام هذا الأسلوب، يمكن أن يكون اختبار أي جزيء للذوبان في الماء، ومختلف الأحداث الخلوية المرتبطة بالتنشيط العصبية يمكن تصويرها باستخدام المؤشرات المناسبة الفلورسنت. وعلاوة على ذلك، عن طريق تعديل قاعة التصوير، يمكن استخدام هذا الأسلوب الصورة المورفولوجية الأجهزة الأخرى أو أجهزة الحيوانات الأخرى.

باستخدام هذا البروتوكول، تم بحث تفعيل المنتجة للأنسولين من خلايا المخ (IPCs) من هرمون الببتيد، CCHa2،. تم تسمية IPCs الدماغ البرية من نوع مع GCaMP6s باستخدام مزيج من dilp2-GAL412 (هدية من الدكتور روليفسون) و UAS GCaMP6s13 (هدية من الدكتور كيم). Explants الدماغ الي?...

Watch this Scientific Journal Video about Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila at JoVE.com

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

السابقين فيفو تصوير الكالسيوم لتصور استجابات الدماغ للإشارات الغدد الصماء في المورفولوجية

وتصف هذه الورقة وضع بروتوكول السابقين فيفو تصوير الكالسيوم الدماغ المورفولوجية . باستخدام هذا الأسلوب، يمكن تطبيق المركبات الطبيعية أو الاصطناعية إلى المخزن المؤقت لاختبار قدرتها على تنشيط معينة من الخلايا العصبية في الدماغ.

Organ-to-organ communication by endocrine signaling, for example, from the periphery to the brain, is essential for maintaining homeostasis. As a model ...

ex-vivo-calcium-imaging-for-visualizing-brain-responses-to-endocrine

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

9.2K Views.  Nagoya University. وتصف هذه الورقة وضع بروتوكول السابقين فيفو تصوير الكالسيوم الدماغ المورفولوجية . باستخدام هذا الأسلوب، يمكن تطبيق المركبات الطبيعية أو الاصطناعية إلى المخزن المؤقت لاختبار قدرتها على تنشيط معينة من الخلايا العصبية في الدماغ.

Video: Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

Imaging Calcium in Drosophila at Egg Activation

Egg activation is a universal process that includes a series of events to allow the fertilized egg to complete meiosis and initiate embryonic development. One aspect of egg activation, conserved across all organisms examined, is a change in the intracellular concentration of calcium (Ca2+) often termed a 'Ca2+ wave'. While the speed and number of oscillations of the Ca2+ wave varies between species, the change in intracellular Ca2+ is key in bringing about essential events for embryonic development. These changes include resumption of the cell cycle, mRNA regulation, cortical granule exocytosis, and rearrangement of the cytoskeleton.
In the mature Drosophila egg, activation occurs in the female oviduct prior to fertilization, initiating a series of Ca2+-dependent events. Here we present a protocol for imaging the Ca2+ wave in Drosophila. This approach provides a manipulable model system to interrogate the mechanism of the Ca2+ wave and the downstream changes associated with it.

Imaging Calcium in Drosophila at Egg Activation

This article describes an adaptable ex vivo protocol for visualizing Ca2+ during egg activation in Drosophila.

التصوير الكالسيوم في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; في تنشيط البيض

Egg activation is a universal process that includes a series of events to allow the fertilized egg to complete meiosis and initiate embryonic development. ...

Developmental Biology

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

التصوير الكالسيوم من الردود، رائحة أثار في ذبابة الفاكهة لوب Antennal

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila express gustatory receptors1,2, ion channels3-6, and ionotropic receptors7 that are involved in the detection of volatile and non-volatile sensory cues. These neurons directly contact tastants such as food, noxious substances and pheromones and therefore influence many complex behaviors such as feeding, egg-laying and mating. Electrode recordings and calcium imaging have been widely used in insects to quantify the neuronal responses evoked by these tastants. However, electrophysiology requires specialized equipment and obtaining measurements from a single taste sensillum can be technically challenging depending on the cell-type, size, and position. In addition, single neuron resolution in Drosophila can be difficult to achieve since taste sensilla house more than one type of chemosensory neuron. The live calcium imaging method described here allows responses of single gustatory neurons in live flies to be measured. This method is especially suitable for imaging neuronal responses to lipid pheromones and other ligand types that have low solubility in water-based solvents.

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone.

قياس الاستجابات الفسيولوجية لل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; الخلايا العصبية الحسية إلى الدهن الفيرومونات عن طريق لايف التصوير الكالسيوم

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila ...

Immunology and Infection

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

Functional in vivo imaging has become a powerful approach to study the function and physiology of brain cells and structures of interest. Recently a new method of Ca2+-imaging using the bioluminescent reporter GFP-aequorin (GA) has been developed. This new technique relies on the fusion of the GFP and aequorin genes, producing a molecule capable of binding calcium and&#160;&#8212; with the addition of its cofactor coelenterazine &#8212; emitting bright light that can be monitored through a photon collector. Transgenic lines carrying the GFP-aequorin gene have been generated for both mice and Drosophila. In Drosophila, the GFP-aequorin gene has been placed under the control of the GAL4/UAS binary expression system allowing for targeted expression and imaging within the brain. This method has subsequently been shown to be capable of detecting both inward Ca2+-transients and Ca2+-released from inner stores. Most importantly it allows for a greater duration in continuous recording, imaging at greater depths within the brain, and recording at high temporal resolutions (up to 8.3 msec). Here we present the basic method for using bioluminescent imaging to record and analyze Ca2+-activity within the mushroom bodies, a structure central to learning and memory in the fly brain.

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

Here we present a novel Ca2+-imaging approach using a bioluminescent reporter. This approach uses a fused construct GFP-aequorin which binds to Ca2+ and emits light, eliminating the need for light excitation. Significantly this method permits long continuous imaging, access to deep brain structures and high temporal resolution.

في فيفو الدماغ أسلوب التصوير النهج القائم على الكالسيوم إضاءة الحيوية المؤشر GFP-aequorin

Functional in vivo imaging has become a powerful approach to study the function and physiology of brain cells and structures of interest. Recently a new ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

في فيفو البصرية الكالسيوم التصوير من اللدونة متشابك الناجمة عن التعلم في دروفوميلا ميلغاستر

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

مراقبة أحداث الصرع في ذبابة الفاكهة عن طريق تصوير الكالسيوم

Ex Vivo Calcium Imaging for Drosophila Model of Epilepsy

Epilepsy is a neurological disorder characterized by recurrent seizures, partially correlated with genetic origin, affecting over 70 million individuals worldwide. Despite the clinical importance of epilepsy, the functional analysis of neural activity in the central nervous system is still to be developed. Recent advancements in imaging technology, in combination with stable expression of genetically encoded calcium indicators, such as GCaMP6, have revolutionized the study of epilepsy at both brain-wide and single-cell resolution levels. Drosophila melanogaster has emerged as a tool for investigating the molecular and cellular mechanisms underlying epilepsy due to its sophisticated molecular genetics and behavioral assays. In this study, we present a novel and efficient protocol for ex vivo calcium imaging in GCaMP6-expressing adult Drosophila to monitor epileptiform activities. The whole brain is prepared from cac, a well-known epilepsy gene, knockdown flies for calcium imaging with a confocal microscope to identify the neural activity as a follow-up to the bang-sensitive seizure-like behavior assay. The cac knockdown flies showed a higher rate of seizure-like behavior and abnormal calcium activities, including more large spikes and fewer small spikes than wild-type flies. The calcium activities were correlated to seizure-like behavior. This methodology serves as an efficient methodology in screening the pathogenic genes for epilepsy and exploring the potential mechanism of epilepsy at the cellular level.

تسليط الضوء على المؤلف: نظرة ثاقبة على تقنيات ونتائج التطورات الحديثة في أبحاث الصرع 

Here, we present a protocol for ex vivo calcium imaging in GCaMP6-expressing adult Drosophila to monitor epileptiform activities. The protocol provides a valuable tool for investigating ictal events in adult Drosophila through ex vivo calcium imaging, allowing for exploration of the potential mechanisms of epilepsy at the cellular levels.

إكس فيفو تصوير الكالسيوم لنموذج ذبابة الفاكهة للصرع

Epilepsy is a neurological disorder characterized by recurrent seizures, partially correlated with genetic origin, affecting over 70 million individuals ...

In Vivo Calcium Imaging of Taste-Induced Neural Responses in Adult Drosophila

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model organism, Drosophila melanogaster. A key strength of this methodology is its ability to record taste-induced neural responses in awake animals without the need for anesthesia. This approach employs binary expression systems (e.g., Gal4-UAS) to express the calcium indicator GCaMP in specific neurons of interest. This protocol describes a procedure in which flies expressing GCaMP are mounted with the labellum securely positioned, enabling fluorescence in the brain to be recorded at millisecond resolution under a confocal microscope while a solution is applied to the labellum, stimulating all labellar taste sensilla. The examples provided focus on calcium responses in primary gustatory receptor neurons of D. melanogaster. However, this approach can be adapted to record from other neurons of interest within the brain of Drosophilids or other insect species. This imaging method enables researchers to simultaneously record collective calcium responses from groups of gustatory neurons across the labellum, complementing electrophysiological tip recordings that quantify action potentials from individual neurons. The in vivo calcium imaging technique outlined here has been instrumental in uncovering molecular and cellular mechanisms of chemosensation, identifying unique temporal response patterns in primary taste neurons, investigating mechanisms of gustatory modulation, and exploring taste processing in downstream circuits.

A calcium imaging approach enables the recording of taste-induced responses in the brains of awake flies while a solution is applied to the labellum. Primary gustatory responses in Drosophila melanogaster are used as an example, but this protocol can be adapted to study downstream neurons or other species.

في الجسم الحي تصوير الكالسيوم للاستجابات العصبية الناجمة عن التذوق في ذبابة الفاكهة البالغة

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model ...

Ex Vivo Calcium Imaging to Study Drosophila Brain Responses to Neuropeptides

Source:&#160;<a style='text-decoration:none;' href='https://app.jove.com/v/57701/ex-vivo-calcium-imaging-for-visualizing-brain-responses-to-endocrine-signaling-in-drosophila'><span style='-webkit-text-decoration-skip:none;font-family:Arial,sans-serif;font-size:12pt;font-style:normal;font-variant:normal;font-weight:400;text-decoration-skip-ink:none;vertical-align:baseline;white-space:pre-wrap;'>Ishimoto, H.&#160;et. al.,<span style='-webkit-text-decoration-skip:none;font-family:Arial,sans-serif;font-size:12pt;font-style:normal;font-variant:normal;font-weight:400;text-decoration-skip-ink:none;vertical-align:baseline;white-space:pre-wrap;'> Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila.&#160;J. Vis. Exp.<span style='-webkit-text-decoration-skip:none;font-family:Arial,sans-serif;font-size:12pt;font-style:normal;font-variant:normal;font-weight:400;text-decoration-skip-ink:none;vertical-align:baseline;white-space:pre-wrap;'> (2018)</a> &#160;This video demonstrates calcium imaging to study&#160;Drosophila brain responses to neuropeptides. Neurons expressing a fluorescent calcium indicator reveal intracellular calcium dynamics and functional responses to signaling molecules.

Source:&#160;Ishimoto, H.&#160;et. al., Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila.&#160;J. Vis. Exp. ...

السابقين فيفو تصوير الكالسيوم لتصور استجابات الدماغ للإشارات الغدد الصماء في المورفولوجية

Summary

Explore More Videos

التصوير الكالسيوم في

التصوير الكالسيوم من الردود، رائحة أثار في ذبابة الفاكهة لوب Antennal

قياس الاستجابات الفسيولوجية لل

في فيفو الدماغ أسلوب التصوير النهج القائم على الكالسيوم إضاءة الحيوية المؤشر GFP-aequorin

في فيفو البصرية الكالسيوم التصوير من اللدونة متشابك الناجمة عن التعلم في دروفوميلا ميلغاستر

إكس فيفو تصوير الكالسيوم لنموذج ذبابة الفاكهة للصرع

إكس فيفو تصوير الكالسيوم لنموذج ذبابة الفاكهة للصرع

إكس فيفو تصوير الكالسيوم لنموذج ذبابة الفاكهة للصرع

في الجسم الحي تصوير الكالسيوم للاستجابات العصبية الناجمة عن التذوق في ذبابة الفاكهة البالغة

Ex Vivo Calcium Imaging to Study Drosophila Brain Responses to Neuropeptides