نود أن نشكر عكلة كيسه لها المساعدة التقنية لا تقدر بثمن ومساعدة الثاقبة عند تفعيل هذا الأسلوب كذلك في وقت لاحق أثناء التنفيذ على أسئلتنا البحوث المركزية. ونود أيضا أن أشكر مركز الحيوانات المختبرية وأنا ميلر لمساعدة لها مع تخطيط المبادئ التوجيهية لعمل الطب البيطري.

جميع التجارب التي أقرها المجلس التجربة الحيوانية الوطنية.
1-الأعمال التحضيرية
<ol><li>إعداد جميع الحلول وتبقى في درجة حرارة الغرفة، ما لم يبين خلاف ذلك. اتبع أنظمة التخلص من النفايات للتصرف في استخدام المواد وإيجاد الحلول.</li>
	<li>استخدام الرنين والممثل المدني الدولي أووتبريد الأرصدة، تتراوح أعمارهم بين 4-12 أسابيع واي من الجنسين. إذا كان استخدام سلالة C57BL/6، اتبع أسلوب إعداد ميديتوميديني الكيتامين في الخطوة 1-3-2. لاتخاذ خطوات أخرى، اتبع الإرشادات المذكورة في 1.3.3.-1.3.5.</li>
	<li>إعداد الطب البيطري طازجة وفي الوقت المناسب قبل بدء العملية. والايبوبروفين سوف تستخدم في وقت لاحق، وبالتالي ليس من الضروري إعداد أنه عند هذه النقطة.<ol>
<li>إعداد حلاً من الكيتامين ميديتوميديني للتخدير، مزيج 0.375 مل (الأسهم تركيز 50 ملغ/مل) الكيتامين (التعليم والتدريب المهني كيتامينول) مع 0.25 مل (الأسهم تركيز 1 ملغ/مل) من ميديتوميديني (التعليم والتدريب المهني سيبيتور) وإضافة 1.25 مل العقيمة 0.9% كلوريد الصوديوم. إدارة 0.15 مل/20 غرام وزن الماوس (7.5 مغ/كغ، والكيتامين و 1 مغ/كغ، ميديتوميديني).</li>
		<li>إعداد حلاً أكثر مخفف من الكيتامين ميديتوميديني للتخدير في الفئران C57BL/6، مزيج 0.375 مل (الأسهم تركيز 50 ملغ/مل) الكيتامين مع 0.25 مل (الأسهم تركيز 1 ملغ/مل) من ميديتوميديني وإضافة 2.5 مل العقيمة 0.9% كلوريد الصوديوم. إدارة 0.15 مل/20 غرام وزن الماوس (3.75 مغ/كغ، والكيتامين و 0.5 ملغ/كغ، ميديتوميديني). ملاحظة: هذا خطوة بديلة، فقط للكبار C57BL/6 الفئران.</li>
		<li>إعداد بوبرينورفين للتسكين، إضافة 0.1 مل (الأسهم تركيز 0.3 مغ/مل) من بوبرينورفين إلى 1.9 مل العقيمة 0.9% كلوريد الصوديوم. إدارة 0.2 مل/20 غرام من وزن الماوس (0.15 مغ/كغ).</li>
		<li>لإعداد أتيباميزولي لوقف التخدير، إضافة 0.1 مل (الأسهم تركيز 5 ملغ/مل) من أتيباميزولي لمل 4.9 من 0.9% كلوريد الصوديوم. إدارة 0.15 مل/20 غرام وزن الماوس (0.75 مغ/كغ).</li>
		<li>للتسكين أثناء التخدير بعد انتهاء استخدام والايبوبروفين. إضافة 0.1 مل (الأسهم تركيز 50 ملغ/مل) من والايبوبروفين لمل 4.9 من 0.9% كلوريد الصوديوم. إدارة 0.15 مل/20 غرام وزن الماوس (7.5 مغ/كغ).</li>
	</ol>
</li>
	<li>إعداد الحل المصبوغة نيون<ol>
<li>لتصور سحجه تحت الضوء الأزرق الكوبالت (الشكل 1)، استخدم حلاً فلورسنت. إعداد حل فلوريسسين 0.1% من الأولى قياس 10 مغ من الملح فلوريسسين مع مقياس جيد وثم إضافته إلى 10 مل في المحلول الملحي مخزنة الفوسفات (PBS).</li>
		<li>حماية الحل فلوريسسين من الضوء ويهز لمدة 5 دقائق على شاكر. ملاحظة: الحل فلوريسسين حساسة للضوء؛ يبقى الحل تغطيتها من الضوء. ويمكن تخزين هذا الحل في + 4 درجة مئوية لمدة 2-3 أيام. للاستخدام، يكون من المفيد وضع الحل فلوريسسين في زجاجة قطارة الذي يتم استخدامه لقطرات العين. استخدام عامل تصفية عقيمة عند نقل الحل إلى زجاجة القطارة.</li>
	</ol>
</li>
	<li>تنظيف تلميح لدغ العين قبل وبعد الاستخدام؛ مع برنامج تلفزيوني أولاً ثم مع 70% EtOH. إذا جعل التآكل للفئران عدة خلال العملية نفسها، القيام بخطوات التنظيف بين كل الماوس.</li>
	<li>وضع لوحة ساخنة على (+37 درجة مئوية) ووضع منشفة ورقية على ذلك.</li>
</ol>2-القرنية الكشط
تحذير: استخدام ملابس واقية (قفازات، معطف مختبر) عند التعامل مع الفئران. وزن الماوس لتقدير حجم الدواء لإدارة.
<ol><li>استخدم الأسلوب سكروفينج بيد واحدة للتعامل مع الماوس23. إدارة خليط الكيتامين-ميديتوميديني إينترابيريتونيلي (القائمة) إلى اليسار أسفل البطن. ضع الماوس على أقفاص فردية وانتظر حتى تغفو. وهذا يستغرق عادة أقل من 5 دقائق. ثم، بإدارة بوبرينورفين الأولى ومن ثم أتيباميزولي عن طريق الحقن القائمة. استخدام نفس الأسلوب المناولة. ملاحظة: عندما يتم إعطاء التخدير، البروتوكول ينبغي أن لا يكون مؤقتاً في أي لحظة.</li>
	<li>قبل المتابعة، تحقق من أن لوحة ساخنة دافئة. ضع الماوس أنيسثيتيزيد على لوحة ساخنة. مستوى التخدير جيد إذا منعكس ذيل غائب، ولكن إصبع القدم المعاكسة الحالية. التحقق من ردود الفعل هذه معسر الذيل وأي أخمص القدمين مع الأصابع أو الملقط. لا تستخدم القوة المفرطة. وسوف تخدير آخر 20-25 دقيقة.</li>
	<li>لجعل كشط، استخدم لدغ العين تنظيفها. قم بتدوير القاعدة للدغ لتشغيل الاهتزاز التي أمر أساسي لجعل الكشط. يشعر الاهتزاز في متناول اليد، عندما يعمل لدغ بشكل صحيح.<ol>
<li>فتح عين واحدة في وقت واحد بعقد الجفون بشكل منفصل مع الأصابع. ثم إيمانا راسخا اللمس لدغ للقرنية ونقل الصك ذهابا وإيابا، وكذلك جانبية على سطح العين. سوف تؤدي إلى اهتزاز لدغ الصفر؛ ضغط، ويهز أو تمزق القرنية. في القرنية الوسطى، تكفي 20 كاشط الحركات على السطح للحث على الجرح. لا رفع لدغ ومحاولة للبقاء في منطقة القرنية أن تآكل. اكتساب الاحتكاك الحجم العادي سيتطلب عدة جولات من الممارسة.</li>
	</ol>
 ملاحظة: يمكن تحقيق أسيبسيس القرنية قبل الاحتكاك باستخدام حل تدين العيون.</li>
</ol>3-التصوير الكشط
<ol><li>تضيء المنطقة الحبيبات باستخدام حل fluorescein والأزرق الكوبالت القلم الضوء (الشكل 1). سطح العين يظهر عديم اللون في الضوء المحيط. بعد تطبيق فلوريسسين، فلوريسسيس منطقة الحبيبات باللون الأخضر عند إلقاء الضوء العين بالقلم الخفيفة.<ol>
<li>إذا لزم الأمر، بفتح العين الحبيبات وبالمثل كما هو الحال في 2.3 وإدارتها قطره واحدة لحل فلوريسسين من زجاجة القطارة. أغسل العين مرة واحدة مع برنامج تلفزيوني أو 0.9% كلوريد الصوديوم للحد من خلفية فلوريسسين. استخدام زجاجة قطارة أو ماصة للغسيل. نضح السائل بعيداً مع مسح لينة وتنظيف الرموش، إذا لزم الأمر. عادة ما يجمع السائل الفائض إلى الحدود الآنف العين، والقرب من افتتاح القناة المسيل للدموع. تحذير: تجنب لمس القرنية أثناء كليينينج كما يمكن أن يتسبب وسحجات طفيفة.</li>
	</ol>
</li>
	<li>التقاط صور كشط القرنية.<ol>
<li>للحصول على صور مماثلة خلال كل دورة التصوير، استخدام أدوات مرفق ثابت للضوء القلم الأزرق الكوبالت وكاميرا SLR (الشكل 2). يوفر هذا البروتوكول إعداد التي من السهل أن تكرار (الشكل 2).<ol>
<li>لإرفاق على ضوء القلم والكاميرا، استخدام مصباح طاولة مع ذراع مرنة والمشبك وذراع كاميرا قابل لتعديل مع المشبك، على التوالي. القلم الخفيفة إلى الجدول مصباح والموقف فقط فوق العين الماوس ربط الكابل. الموضع الضوء بشكل مختلف قد يغير التصور من التآكل. ويرد في الشكل 2اقتراحا لوضع هذه الأدوات.</li>
		</ol>
</li>
		<li>استخدام كاميرا SLR لالتقاط صور للعين. وضع الحيوان في المسافة المطلوبة والموقف وتركيز الكاميرا (01:12) في ضوء الغرفة. وبعد ذلك، قم بإغلاق كافة أضواء أخرى إلا على ضوء القلم الأزرق الكوبالت. ملاحظة: الشريط مؤشر القلم الخفيفة إلى أسفل أو استخدام شريط المطاطي للحفاظ على ضوء طوال الوقت أثناء التصوير. وهذا قد يساعد إذا تصبح الصورة ضبابية. فمن الأسهل لتنفيذ الخطوة التصوير مع زميل له.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4-الاستيقاظ بعد "كشط القرنية"
<ol><li>إدارة بوبرينورفين الأولى ومن ثم أتيباميزولي عن طريق الحقن القائمة. استخدام نفس الأسلوب معالجة كما هو الحال في 2.1.</li>
	<li>ضع قطره الفوسيدين المضادة للبكتيريا، العين حمض مرهم (إيساثال) لعيون الحبيبات وغير متآكل لترطيب والحفاظ سطح العين نظيفة من البكتيريا بعد التخدير.</li>
	<li>كما سوف تستيقظ الماوس في 5-20 دقيقة على لوحة ساخنة، مراقبة الماوس أثناء فترة الاستيقاظ بعد التخدير. عندما يصبح الجوال، وضعه في قفص حدة. ملاحظة: إذا كان الاستيقاظ وقتاً أطول، ضع الماوس في القفص مع وسادة ساخنة أو مكان القفص كامل على صفيحة ساخنة ورصد الماوس بشكل منتظم. حين يلبس التخدير، الماوس عادة ما يهز وتصل إلى أعلى مع الجسم الأمامي. هذا السلوك ينبغي أن تعود إلى طبيعتها في 3-4 ساعات وبعد ذلك يمكنك وضع الماوس مرة أخرى إلى قفص مشتركة.</li>
	<li>إدارة القائمة والايبوبروفين مرهم العين والتسكين في يومين متتاليين بعد الكشط، وبالمثل كما هو الحال في الخطوات 2.2. و 4-2.</li>
</ol>5-التصوير أثناء التئام
<ol><li>في هذا البروتوكول، يشير استخدام الوقت 18 ح وح 72 بعد كشط لمراقبة إغلاق الجرح.<ol>
<li>لتصوير متتالية، تخدير الفئران كما هو موضح في 2.2.</li>
		<li>التقاط الصور كما هو موضح في 3.</li>
		<li>استيقظ الحيوانات مع القائمة أتيباميزولي ورصد فترة التنبيه كما هو موضح في 4.3. ملاحظة: إذا لم يكن استمرار المتابعة، euthanize الفأرة اليمين بعد 5.1.2. ويرد وصف القتل الرحيم في 6-1.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6-القرنية جمع ودمج البارافين
<ol><li>بعد النقطة الزمنية الأخيرة، التضحية بالحيوان. ضع الماوس في دائرة التي يمكن أن تملأ بأول أكسيد الكربون2. ملء الهواء الدائرة مع شركة2- عندما يكون الحيوان غير متحرك، انخﻻع فقرات عنق الرحم بسحب بشدة من قاعدة الذيل والضغط على منطقة الرقبة لأسفل في نفس الوقت. تنبيه: دائماً اتبع المبادئ التوجيهية للهيئة المحلية الرفق بالحيوان.</li>
	<li>جمع مقلة العين كلها بقطع فتحه في الجلد إلى جانب العين مع مقص التشريح. وضع المقص تحت مقلة العين وقطع العصب العين لموسيقى البوب مقلة العين الخروج من المدار. استخدام الملقط إذا العين لا يخرج بسهولة.<ol>
<li>جعل ثقب في الجزء الخلفي العين، ومن ناحية الشبكية، مع إبرة ز 26 للسماح بتغلغل خالية من الحلول داخل العين. ملاحظة: لا تدع العين تصبح جافة، وبدلاً من ذلك، ووضعه في برنامج تلفزيوني حتى تواصل مع البروتوكول.</li>
	</ol>
</li>
	<li>جمع مقلة العين في أنبوب 2 مل مع برنامج تلفزيوني. عدم إيقاف التجربة في هذه المرحلة.</li>
	<li>إزالة برنامج تلفزيوني وإصلاح مقل العيون في 4% بارافورمالدهيد (PFA) في + 4 درجة مئوية لمدة 4-5 ساعات.</li>
	<li>تحريك مقلة العين الثابتة لكاسيت أنسجة لمعالجة الأنسجة. استخدام أنسجة تجهيز الجهاز والبرنامج التالي:<ol>
<li>شطف مع برنامج تلفزيوني.</li>
		<li>احتضان 2 × 45 دقيقة في الإيثانول 70% في درجة حرارة الغرفة.</li>
		<li>احتضان ح 2 × 1 في الإيثانول 94% عند درجة حرارة الغرفة.</li>
		<li>احتضان 3 × 45 دقيقة في الإيثانول المطلقة في درجة حرارة الغرفة.</li>
		<li>احتضان ح 3 × 1 في زيلين نفط، في درجة حرارة الغرفة وزيلين نفط آخر في 37 درجة مئوية.</li>
		<li>احتضان ح 3 × 1 في شمع البارافين في 60 درجة مئوية.</li>
	</ol>
</li>
	<li>وبعد تجهيز الأنسجة، تضمين مقلة العين في البارافين السائل (+ 60 درجة مئوية) باستخدام كتلة أنسجة تضمين. ضع العين داخل الكتلة بحيث أنها تبحث جانبياً ويواجه الحدود المحيطية صعودا. واسمحوا كتلة يصلب على طبق بارد لمدة 5-10 دقائق.</li>
</ol>7-البارافين المقاطع القرنية
<ol><li>إعداد مبضع لتقطيع وفقا لتعليمات المؤسسة أو الشركة المصنعة. تنبيه: كن حذراً عند التعامل مع بليد مبضع حادة.</li>
	<li>مكان واحد للمياه حمام مع درجة حرارة الغرفة الماء عالي النقاوة بجوار مبضع وآخر مع الماء عالي النقاوة تسخينها إلى + 50 درجة مئوية.</li>
	<li>إجراء 5 ميكرومتر أبواب سميكة من مقلة العين. ملاحظة: العدسة يكسر بسهولة خلال تمزيقها. لتجنب هذا، مسح سطح القطع مع أنسجة رطبة في كل مرة يتم بدء تشغيل صف جديد من المقاطع. استخدام مياه الحنفية إلى ترطيب الأنسجة.</li>
	<li>وضع المقاطع بجانب بعضها البعض في حوض ماء في درجة حرارة الغرفة وقم بنقلها إلى حمام الماء الساخن مع المساعدة من شريحة زجاجية. تمتد المقاطع في حمام الماء الساخن حتى الاسترخاء جميع التجاعيد ومأتى الأقسام تصبح.</li>
	<li>الجاف للشرائح الزجاجية مع المقاطع بين عشية وضحاها في +37 درجة مئوية.</li>
	<li>إرفاق المقاطع إلى الشرائح بحفظ الشريحة لمدة 1 دقيقة على صفيحة ساخنة في + 60 درجة مئوية. وبعد ذلك، المقاطع يمكن مباشرة المجهزة لتلطيخ، أساليب إيمونوهيستولوجيكال أو تخزينها في + 4 درجة مئوية.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Yi, X., Wang, Y., Yu, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+epithelial+tight+junctions+and+their+response+to+lipopolysaccharide+challenge.">Corneal epithelial tight junctions and their response to lipopolysaccharide challenge.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 41 (13), 4093-4100 (2000).</li><li>Wang, Y., Chen, M., Wolosin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ZO-1+In+Corneal+Epithelium;+Stratal+Distribution+and+Synthesis+Induction+by+Outer+Cell+Removal.">ZO-1 In Corneal Epithelium; Stratal Distribution and Synthesis Induction by Outer Cell Removal.</a> Experimental Eye Research. 57 (3), 283-292 (1993).</li><li>Sugrue, S. P., Zieske, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ZO1+in+Corneal+Epithelium:+Association+to+the+Zonula+Occludens+and+Adherens+Junctions.">ZO1 in Corneal Epithelium: Association to the Zonula Occludens and Adherens Junctions.</a> Experimental Eye Research. 64 (1), 11-20 (1997).</li><li>Jackson, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+eye-pads+on+healing+of+simple+corneal+abrasions.">Effect of eye-pads on healing of simple corneal abrasions.</a> British Medical Journal. 2 (5200), 713 (1960).</li><li>Stepp, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wounding+the+cornea+to+learn+how+it+heals.">Wounding the cornea to learn how it heals.</a> Experimental Eye Research. 121, 178-193 (2014).</li><li>Kalha, S., Shrestha, B., Sanz Navarro, M., Jones, K. B., Klein, O. D., Michon, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bmi1++Progenitor+Cell+Dynamics+in+Murine+Cornea+During+Homeostasis+and+Wound+Healing.">Bmi1+ Progenitor Cell Dynamics in Murine Cornea During Homeostasis and Wound Healing.</a> Stem Cells. , (2018).</li><li>Nasser, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal-Committed+Cells+Restore+the+Stem+Cell+Pool+and+Tissue+Boundary+following+Injury.">Corneal-Committed Cells Restore the Stem Cell Pool and Tissue Boundary following Injury.</a> Cell Reports. 22 (2), 323-331 (2018).</li><li>Kaplan, N., Fatima, A., Peng, H., Bryar, P. J., Lavker, R. M., Getsios, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EphA2/Ephrin-A1+Signaling+Complexes+Restrict+Corneal+Epithelial+Cell+Migration.">EphA2/Ephrin-A1 Signaling Complexes Restrict Corneal Epithelial Cell Migration.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 53 (2), 936 (2012).</li><li>Bai, J. -. Q., Qin, H. -. F., Zhao, S. -. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Research+on+mouse+model+of+grade+II+corneal+alkali+burn.">Research on mouse model of grade II corneal alkali burn.</a> International Journal of Ophthalmology. 9 (4), 487-490 (2016).</li><li>Chan, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+effects+of+matrix+metalloproteinase-12+following+corneal+injury.">Protective effects of matrix metalloproteinase-12 following corneal injury.</a> Journal of Cell Science. 126, 3948-3960 (2013).</li><li>Byeseda, S. E., Burns, A. R., Dieffenbaugher, S., Rumbaut, R. E., Smith, C. W., Li, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ICAM-1+is+necessary+for+epithelial+recruitment+of+gammadelta+T+cells+and+efficient+corneal+wound+healing.">ICAM-1 is necessary for epithelial recruitment of gammadelta T cells and efficient corneal wound healing.</a> American Journal of Pathology. 175 (2), 571-579 (2009).</li><li>Amitai-Lange, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Method+for+Lineage+Tracing+of+Corneal+Cells+Using+Multi-color+Fluorescent+Reporter+Mice.">A Method for Lineage Tracing of Corneal Cells Using Multi-color Fluorescent Reporter Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (106), e53370 (2015).</li><li>Amitai-Lange, A., Altshuler, A., Bubley, J., Dbayat, N., Tiosano, B., Shalom-Feuerstein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lineage+Tracing+of+Stem+and+Progenitor+Cells+of+the+Murine+Corneal+Epithelium.">Lineage Tracing of Stem and Progenitor Cells of the Murine Corneal Epithelium.</a> Stem Cells. 33 (1), 230-239 (2015).</li><li>Blanco-Mezquita, J. T., Hutcheon, A. E. K., Stepp, M. A., Zieske, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=&#945;V&#946;6+Integrin+Promotes+Corneal+Wound+Healing.">&#945;V&#946;6 Integrin Promotes Corneal Wound Healing.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 52 (11), 8505 (2011).</li><li>Blanco-Mezquita, J. T., Hutcheon, A. E. K., Zieske, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+Thrombospondin-1+in+Repair+of+Penetrating+Corneal+Wounds.">Role of Thrombospondin-1 in Repair of Penetrating Corneal Wounds.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 54 (9), 6262 (2013).</li><li>Gipson, I. K., Kiorpes, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epithelial+sheet+movement:+Protein+and+glycoprotein+synthesis.">Epithelial sheet movement: Protein and glycoprotein synthesis.</a> Developmental Biology. 92 (1), 259-262 (1982).</li><li>Danjo, Y., Gipson, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Actin+&amp;#34;purse+string&amp;#34;+filaments+are+anchored+by+E-cadherin-mediated+adherens+junctions+at+the+leading+edge+of+the+epithelial+wound,+providing+coordinated+cell+movement.">Actin &amp;#34;purse string&amp;#34; filaments are anchored by E-cadherin-mediated adherens junctions at the leading edge of the epithelial wound, providing coordinated cell movement.</a> Journal of Cell Science. 111, 3323-3332 (1998).</li><li>Lyu, J., Joo, C. -. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wnt-7a+up-regulates+matrix+metalloproteinase-12+expression+and+promotes+cell+proliferation+in+corneal+epithelial+cells+during+wound+healing.">Wnt-7a up-regulates matrix metalloproteinase-12 expression and promotes cell proliferation in corneal epithelial cells during wound healing.</a> Journal of Biological Chemistry. 280 (22), 21653-21660 (2005).</li><li>Nagata, M., Nakamura, T., Hata, Y., Yamaguchi, S., Kaku, T., Kinoshita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=JBP485+promotes+corneal+epithelial+wound+healing.">JBP485 promotes corneal epithelial wound healing.</a> Science Reports. 5, 14776 (2015).</li><li>Stepp, M. A., Zhu, L., Cranfill, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+beta+4+integrin+expression+and+localization+in+vivo+in+response+to+corneal+epithelial+injury.">Changes in beta 4 integrin expression and localization in vivo in response to corneal epithelial injury.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 37 (8), 1593-1601 (1996).</li><li>Stepp, M. A., Zhu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Upregulation+of+alpha+9+integrin+and+tenascin+during+epithelial+regeneration+after+debridement+in+the+cornea.">Upregulation of alpha 9 integrin and tenascin during epithelial regeneration after debridement in the cornea.</a> Journal of Histochemistry &amp; Cytochemistry. 45 (2), 189-201 (1997).</li><li>Pal-Ghosh, S., Tadvalkar, G., Jurjus, R. A., Zieske, J. D., Stepp, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BALB/c+and+C57BL6+mouse+strains+vary+in+their+ability+to+heal+corneal+epithelial+debridement+wounds.">BALB/c and C57BL6 mouse strains vary in their ability to heal corneal epithelial debridement wounds.</a> Experimental Eye Research. 87 (5), 478-486 (2008).</li><li>. Lab Animal Research. Rodent Handling and Restraint Techniques Available from: <a target="_blank" href="https://www.jove.com/science-education/10221/rodent-handling-and-restraint-techniques">https://www.jove.com/science-education/10221/rodent-handling-and-restraint-techniques</a> (2018)</li><li>Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Tadvalkar, G., Stepp, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Removal+of+the+basement+membrane+enhances+corneal+wound+healing.">Removal of the basement membrane enhances corneal wound healing.</a> Experimental Eye Research. 93 (6), 927-936 (2011).</li><li>Suzuki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-matrix+and+cell-cell+interactions+during+corneal+epithelial+wound+healing.">Cell-matrix and cell-cell interactions during corneal epithelial wound healing.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 22 (2), 113-133 (2003).</li><li>Sato, Y., Seo, N., Kobayashi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+background+differences+between+FVB+and+C57BL/6+mice+affect+hypnotic+susceptibility+to+pentobarbital,+ketamine+and+nitrous+oxide,+but+not+isoflurane.">Genetic background differences between FVB and C57BL/6 mice affect hypnotic susceptibility to pentobarbital, ketamine and nitrous oxide, but not isoflurane.</a> Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 50 (5), 553-556 (2006).</li><li>Pajoohesh-Ganji, A., Pal-Ghosh, S., Tadvalkar, G., Stepp, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=K14+++Compound+niches+are+present+on+the+mouse+cornea+early+after+birth+and+expand+after+debridement+wounds.">K14 + Compound niches are present on the mouse cornea early after birth and expand after debridement wounds.</a> Developmental Dynamics. 245 (2), 132-143 (2016).</li><li>Boote, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Assessment+of+Ultrastructure+and+Light+Scatter+in+Mouse+Corneal+Debridement+Wounds.">Quantitative Assessment of Ultrastructure and Light Scatter in Mouse Corneal Debridement Wounds.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 53 (6), 2786 (2012).</li><li>Pal-Ghosh, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MMP9+cleavage+of+the+&#946;4+integrin+ectodomain+leads+to+recurrent+epithelial+erosions+in+mice.">MMP9 cleavage of the &#946;4 integrin ectodomain leads to recurrent epithelial erosions in mice.</a> Journal of Cell Science. 124 (Pt 15), 2666-2675 (2011).</li><li>Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Brown, M., Stepp, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+for+the+study+of+recurrent+corneal+epithelial+erosions:+alpha9beta1+integrin+implicated+in+progression+of+the+disease.">A mouse model for the study of recurrent corneal epithelial erosions: alpha9beta1 integrin implicated in progression of the disease.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 45 (6), 1775-1788 (2004).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

أساليب إصابة أدوات شعبية لدراسة مختلف جوانب التوازن القرنية والأمراض. يوفر الطراز كشط أسلوب التحكم جيدا لمعالجة المشاكل ذات الصلة في طب العيون. ومع ذلك، بعض النقاط الحرجة في البروتوكول يجدر التشديد. جدير بالذكر أن التفاصيل المحددة فيما يتعلق بالطب البيطري، والجرح الشفاء الجدول الزمني، و...

طبقات طلائي أجهزة عديدة يتعرضون لإصابات. بيد أنها تحتوي أيضا على القدرة على التعويض عن فقدان الأنسجة من خلال التئام الجروح. القرنية يقدم نموذجا ممتازا لدراسة التئام الجروح. أشكال السطح الخارجي للعين، ويوفر طبقة واقية لآلية العين الحساسة. وهكذا، القرنية تعمل كحاجز مادي لمسببات الأمراض وفقدان المياه. وهو يتألف من ثلاث طبقات؛ ظهارة وسدى والبطانة. ظهارة القرنية تشكل الطبقة الخارجية للقرنية. الخلايا الظهارية الحفاظ على وظيفة الحاجز القرنية بالتقيد بدقة ببعضها البعض عن طريق تقاطعات ضيق1،،من23. غشاء القرنية اللاخلوي الطابق السفلي، غشاء بومان، يفصل في الظهارة ستروما واسعة النطاق، التي تحتوي على كيراتوسيتيس المقاوم للحرارة. تحت ستروما، القناة خلايا بطانية بالمواد الغذائية والمياه والأوكسجين إلى الطبقة العليا.
سحجات القرنية شائعة جداً في عيادة4. إصابات القرنية متنوعة، ولكن إلى حد كبير تسببها جزيئات صغيرة مثل الغبار أو الرمل أو الخدوش أو كائنات أخرى أجنبية. ووصف البروتوكول هنا تهدف إلى استنساخ نوع ذات صلة سريرياً كشط القرنية الظهارية. عند القيام بذلك، يوفر هذا البروتوكول طريقة يمكن السيطرة عليها والاصيلة للأطباء والعلماء القرنية لتنفيذ الدراسات الخاصة بهم. ونحن قد يؤديها في فيفو إصابة إصلاح مقايسة على القرنية مورين كاشط الأنسجة مع لدغ العين المتبلدة، ثانيا الجيربروش. هنا، نحن نستهدف الكشط فقط ظهارة القرنية المركزية وترك أجزاء أخرى من الجهاز دون أضرار. وهكذا، البروتوكول المثالي لدراسة ديناميات الخلايا الظهارية القرنية أو الأغشية الطابق السفلي أثناء إعادة ابيثيلياليزيشن، خلية الهجرة والانتشار والتمايز في فيفو5. مؤخرا، تم استخدام هذا النموذج لتحليل ديناميات الخلايا السلف في القرنية مورين، وكذلك فيما يتعلق بكشف النقاب عن قدرة الخلايا الظهارية القرنية المتباينة في إعادة تأسيس مكانة الخلايا الجذعية القرنية بعد إصابة6،7. عقب الكشط، ترجع القرنية بشفافيته المعتادة والشد. من المثير للاهتمام، أوضحت دراسة في المختبر أن epithelialization إعادة يحدث دون انتشار الخلايا زيادة8. ويصف هذا البروتوكول الجدول الزمني للشفاء دون انقطاع في القرنية مورين. وبالتالي ينطبق الأسلوب لاختبار أثر المخدرات على شفاء أنماط والسرعة.
وقد استخدمت على نطاق واسع القرنية للجرح شفاء الدراسات. ومع ذلك، قد اعتمدت العديد من الدراسات على نماذج أخرى للإصابة. نموذج راسخة لإصابة القرنية هو حرق القلوية التي يتم تنفيذها بواسطة تطبيق هيدروكسيد الصوديوم (هيدروكسيد الصوديوم) مع أو بدون تصفية الورق على سطح القرنية9. التعرض القلوية ينتج ضرر كبير ومنتشر يؤثر على ظهارة القرنية، ليس فقط، بل أيضا الملتحمة وسدى9،10. حلول قلوية قوية تبين أن حمل قرحة القرنية، عتامة ونيوفاسكولاريزيشن9. الخلايا التحريضية تغزو ستروما عادة ضمن ح 6 والبقاء هناك حتى 24 ح11. هكذا، إصابة القلوية أسلوب المستحسن في الدراسات المتعلقة بالتنشيط stromal. نوع آخر من الإصابات الكيميائية يمكن إنزالها بتطبيق ثنائي ميثيل سلفوكسيد ([دمس]) في9،القرنية10. وتشمل نماذج الإصابة شائعة أخرى عن الجروح التي تخترق عن طريق الجروح ستروما وكيراتيكتومي، التي تقتصر على الجزء العلوي من ال14،ستروما15. هذه الأساليب أيضا مفيدة للإجابة على الأسئلة بخصوص اللحمية التئام الجروح. نماذج مختلفة من الإصابة لها مزاياها وعيوبها. تم تطوير الكشط، أو ديبريديمينت، من ظهارة القرنية أولاً باستخدام المشارط المتبلدة أو شفرات على السابقين فيفو القرنيات16. وكان هذا الأسلوب في وقت لاحق المستخدمة في فيفو على الماوس وفار وارنب17،،من1819،20،،من2122. استخدام لدغ العين (الشكل 1)، نزيل فقط منطقة مختارة من الظهارة، تاركاً بقية الظهارة لم تتأثر. وبهذه الطريقة، فمن الممكن التحديد تستهدف إزالة الظهارية إلى أجزاء مختلفة من القرنية. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن تقييم حجم الاحتكاك مع صبغة فلوريسسين. وعلاوة على ذلك، هنا ونحن نتابع الإغلاق كشط خلال فترة الشفاء.
يشكل هذا الأسلوب العديد من المزايا، ط) بما في ذلك الموقع الدقيق لموقع الكشط، وغير ممكن مع الإصابات الكيميائية، الثاني) التآكل السريع لأداء، والثالث) غير الغازية. هنا، نحن تصف طريقة استخدام الماوس الرنين أووتبريد كنموذج، ولكن هذا يمكن تطبيقها على مجموعة واسعة من النماذج الوراثية الماوس، وكذلك للفئران والأرانب، وهي النماذج الشائعة المستخدمة لدراسة اضطراب القرنية البشرية.

<table><tbody><tr><td>NMRI mouse</td><td>Envigo</td><td>275</td><td></td></tr><tr><td>0.9% NaCl</td><td></td><td></td><td>use sterile</td></tr><tr><td>Medetomidine</td><td>Vetmedic</td><td>Vnr087896</td><td>Market name: Cepetor Vet</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Intervet</td><td>Vnr511485</td><td>Market name: Ketaminol Vet</td></tr><tr><td>Buprenorfin</td><td>Invidior</td><td>3015248</td><td>Market name: Temgesic</td></tr><tr><td>Atipamezol</td><td>Orion Pharma</td><td>Vnr471953</td><td>Market name: Antisedan Vet</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Norbrook</td><td>Vnr027579</td><td>Market name: Norocarp Vet</td></tr><tr><td>1% fucidin acid eye ointment</td><td>Dechra</td><td>Vnr080899</td><td>Market name: Isathal</td></tr><tr><td>Fluorescein salt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F6377</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline solution</td><td></td><td></td><td>PBS</td></tr><tr><td>Algerbrush ii ocular burr (0.5 mm tip)</td><td>Algerbrush</td><td>6.39768E+11</td><td></td></tr><tr><td>Cobalt Blue pen light</td><td>SP Services</td><td>DE/003</td><td></td></tr><tr><td>Hot plate</td><td>Kunz Instruments</td><td>2007-0217</td><td></td></tr><tr><td>Digital SLR camera</td><td>Nikon</td><td>D80</td><td></td></tr><tr><td>Adjustable camera arm and clamp</td><td>Neewer</td><td>10086132</td><td>Height 28 cm</td></tr><tr><td>Table lamp with a flexible arm and a clamp</td><td>Prisma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Soft wipe</td><td>KimtechScience</td><td>7552</td><td></td></tr><tr><td>CO2 chamber</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dissection toolset</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringes</td><td>Beckton Dickinson</td><td>303172</td><td></td></tr><tr><td>26G needles</td><td>Beckton Dickinson</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>2 mL Eppendorf tube</td><td>Sarstedt</td><td>689</td><td></td></tr><tr><td>Tissue casette</td><td>Sakura Finetech</td><td>4118F</td><td></td></tr><tr><td>Tissue processing machine ASP200S</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>VWR</td><td>UN1307</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin wax</td><td>Millipore</td><td>K95523361</td><td></td></tr><tr><td>Tissue embedding mold 32 x 25 x 6 mm</td><td>Sakura Finetech</td><td>4123</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Microm</td><td>HM355</td><td></td></tr><tr><td>Water bath for sectioning</td><td>Orthex</td><td>60591</td><td></td></tr><tr><td>Water bath for sectioning</td><td>Leica</td><td>HI1210</td><td></td></tr><tr><td>Microtome blade</td><td>Feather</td><td>S35</td><td></td></tr><tr><td>Glass slide</td><td>Th.Geyer GmbH &amp;amp; Co.</td><td>7,695,019</td><td></td></tr><tr><td>Ultrapure water</td><td>Millipore</td><td>MPGP04001</td><td>MilliQ</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td>PFA</td></tr></tbody></table>

corneal epithelial abrasion with ocular burr as a model for cornea wound healing

القرنية مورين يوفر نموذجا ممتازا لدراسة التئام الجروح. القرنية هي الطبقة الخارجية للعين، وبالتالي هو الدفاع الأولى للإصابة. في الواقع، النوع الأكثر شيوعاً من إصابة العين وجدت في عيادة كشط القرنية. هنا، فنحن نستخدم لدغ العين للحث كشط أسفر عن إزالة ظهارة القرنية في فيفو على تخديره من الفئران. يسمح هذا الأسلوب لتعطيل الظهارية المستهدفة واستنساخه، ترك مناطق أخرى سليمة. وبالإضافة إلى ذلك، وصف تصور ظهارة الحبيبات مع تلطيخ fluorescein، وتقديم المشورة ملموسة بشأن كيفية تصور القرنية الحبيبات. ثم، نحن نتبع الجدول الزمني للجرح شفاء 0, 18 و 72 ح بعد الكشط، حتى الجرح هو إعادة متظهرنه. نموذج إصابة القرنية الظهارية كشط مثالي للدراسات المتعلقة بانتشار الخلايا الظهارية، والهجرة، وإعادة epithelialization من طبقات القرنية. ومع ذلك، هذا الأسلوب ليس الأمثل لدراسة تفعيل stromal أثناء التئام الجروح، نظراً لعدم اختراق لدغ العين إلى طبقات الخلايا اللحمية. هذا الأسلوب أيضا مناسبة للتطبيقات السريرية، على سبيل المثال، قبل الإكلينيكية اختبار فعالية العقاقير.

يصف نموذج إلحاق ضرر كشط القرنية الماوس هذا البروتوكول وتشير إلى كيفية متابعة ووضع تصور لعملية الشفاء بعد الكشط. في الآونة الأخيرة، استخدمنا هذا الأسلوب لدراسة دور الخلايا القرنية الظهارية السلف خلال الجرح الشفاء6. استخدام أدوات المنشأة هو المفتاح لتجربة ال...

Watch this Scientific Journal Video about Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing at JoVE.com

Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing

سحجه الظهارة القرنية مع لدغ العين كنموذج للقرنية التئام الجروح

هذا البروتوكول وصف أسلوب لتلحق التآكل على سطح العين للماوس، ومتابعة الجرح شفاء العملية بعد ذلك. البروتوكول يستفيد من لدغ العين جزئيا إزالة ظهارة سطح العين في الفئران فظاعتها.

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to ...

corneal-epithelial-abrasion-with-ocular-burr-as-model-for-cornea

Research

JoVE Journal

Medicine

20.3K Views.  University of Helsinki. هذا البروتوكول وصف أسلوب لتلحق التآكل على سطح العين للماوس، ومتابعة الجرح شفاء العملية بعد ذلك. البروتوكول يستفيد من لدغ العين جزئيا إزالة ظهارة سطح العين في الفئران فظاعتها.

Video: Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing

Establishment of a Clinically Relevant Ex Vivo Mock Cataract Surgery Model for Investigating Epithelial Wound Repair in a Native Microenvironment

The major impediment to understanding how an epithelial tissue executes wound repair is the limited availability of models in which it is possible to follow and manipulate the wound response ex vivo in an environment that closely mimics that of epithelial tissue injury in vivo. This issue was addressed by creating a clinically relevant epithelial ex vivo injury-repair model based on cataract surgery. In this culture model, the response of the lens epithelium to wounding can be followed live in the cells&#8217; native microenvironment, and the molecular mediators of wound repair easily manipulated during the repair process. To prepare the cultures, lenses are removed from the eye and a small incision is made in the anterior of the lens from which the inner mass of lens fiber cells is removed. This procedure creates a circular wound on the posterior lens capsule, the thick basement membrane that surrounds the lens. This wound area where the fiber cells were attached is located just adjacent to a continuous monolayer of lens epithelial cells that remains linked to the lens capsule during the surgical procedure. The wounded epithelium, the cell type from which fiber cells are derived during development, responds to the injury of fiber cell removal by moving collectively across the wound area, led by a population of vimentin-rich repair cells whose mesenchymal progenitors are endogenous to the lens1. These properties are typical of a normal epithelial wound healing response. In this model, as in vivo, wound repair is dependent on signals supplied by the endogenous environment that is uniquely maintained in this ex vivo culture system, providing an ideal opportunity for discovery of the mechanisms that regulate repair of an epithelium following wounding.

Establishment of a Clinically Relevant Ex Vivo Mock Cataract Surgery Model for Investigating Epithelial Wound Repair in a Native Microenvironment

Described here is the establishment of a clinically relevant ex vivo mock cataract surgery model that can be used to investigate mechanisms of the injury response of epithelial tissues within their native microenvironment.

إنشاء ذات الصلة سريريا<em&gt; السابقين فيفو</em&gt; موك الساد نموذج جراحة للتحقيق الظهارية إصلاح الجرح في المكروية الأم

The major impediment to understanding how an epithelial tissue executes wound repair is the limited availability of models in which it is possible to ...

Developmental Biology

Investigating Scarless Tissue Regeneration in Embryonic Wounded Chick Corneas

Chick embryonic corneal wounds display a remarkable capacity to fully and rapidly regenerate, whereas adult wounded corneas experience a loss of transparency due to fibrotic scarring. The tissue integrity of injured embryonic corneas is intrinsically restored with no detectable scar formation. Given its accessibility and ease of manipulation, the chick embryo is an ideal model for studying scarless corneal wound repair. This protocol demonstrates the different steps involved in wounding the cornea of an embryonic chick in ovo. First, eggs are windowed at early embryonic ages to access the eye. Second, a series of in ovo physical manipulations to the extraembryonic membranes are conducted to ensure access to the eye is maintained through later stages of development, corresponding to when the three cellular layers of the cornea are formed. Third, linear cornea wounds that penetrate the outer epithelial layer and the anterior stroma are made using a microsurgical knife. The regeneration process or fully restored corneas can be analyzed for regenerative potential using various cellular and molecular techniques following the wounding procedure. Studies to date using this model have revealed that wounded embryonic corneas display activation of keratocyte differentiation, undergo coordinated remodeling of ECM proteins to their native three-dimensional macrostructure, and become adequately re-innervated by corneal sensory nerves. In the future, the potential impact of endogenous or exogenous factors on the regenerative process could be analyzed in healing corneas by using developmental biology techniques, such as tissue grafting, electroporation, retroviral infection, or bead implantation. The current strategy identifies the embryonic chick as a crucial experimental paradigm for elucidating the molecular and cellular factors coordinating scarless corneal wound healing.

The present protocol demonstrates the different steps involved in wounding the cornea of an embryonic chick in ovo. The regenerating or fully restored corneas can be analyzed for regenerative potential using various cellular and molecular techniques following the wounding procedure.&#160;

التحقيق في تجديد الأنسجة الخالية من الندوب في قرنية الفرخ الجنينية المصابة

Chick embryonic corneal wounds display a remarkable capacity to fully and rapidly regenerate, whereas adult wounded corneas experience a loss of ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

السابقين فيفو الجهاز القرنية الثقافة النموذجية لالتئام الدراسات

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

نموذج التآكل الظهاري لدراسة التئام جروح القرنية

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

Ex Vivo and In Vivo Animal Models for Mechanical and Chemical Injuries of Corneal Epithelium

Corneal injury to the ocular surface, including chemical burn and trauma, may cause severe scarring, symblepharon, corneal limbal stem cells deficiency, and result in a large, persistent corneal epithelial defect. Epithelial defect with the following corneal opacity and peripheral neovascularization result in irreversible visual impairment and hinder future management, especially keratoplasty. Since the animal model can be used as an effective drug development platform, models of corneal injury to the mouse and alkali burn to rabbit corneal epithelium are developed here. New Zealand white rabbit is used in the alkali burn model. Different concentrations of sodium hydroxide can be applied onto the central circular area of the cornea for 30 s under intramuscular and topical anesthesia. After copious isotonic normal saline irrigation, residual loose corneal epithelium was removed with corneal burr deep down to the Bowman's layer within this circular area. Wound healing was documented by fluorescein staining under Cobalt blue light. C57BL/6 mice were used in the traumatic model of murine corneal epithelium. The murine central cornea was marked using a skin punch, 2 mm in diameter, and then debrided by a corneal rust ring remover with a 0.5 mm burr under a stereomicroscope. These models can be prospectively used to validate the therapeutic effect of eye drops or mixed agents such as stem cells, which potentially facilitate corneal epithelial regeneration. By observing corneal opacity, peripheral neovascularization, and conjunctival congestion with stereomicroscope and imaging software, therapeutic effects in these animal models can be monitored.

Ex Vivo and In Vivo Animal Models for Mechanical and Chemical Injuries of Corneal Epithelium

Here, animal models based on mouse and rabbit are developed for mechanical and chemical injury of corneal epithelium to screen new therapeutics and the underlying mechanism.

نماذج الحيوانات خارج الجسم الحي وفي الجسم الحي للإصابات الميكانيكية والكيميائية لظهارة القرنية

Corneal injury to the ocular surface, including chemical burn and trauma, may cause severe scarring, symblepharon, corneal limbal stem cells deficiency, ...

بروتوكولات تلف الألياف الحسية للقرنية لدراسات تجديد المحور العصبي

Three Strategies to Induce Neurotrophic Keratitis and Nerve Regeneration in Murine Cornea

The cornea is a transparent tissue that covers the eye and is crucial for clear vision. It is the most innervated tissue in the body. This innervation provides sensation and trophic function to the eye and contributes to preserving corneal integrity. The pathological disruption of this innervation is termed neurotrophic keratitis. This can be triggered by injury to the eye, surgery, or disease. In this study, we propose three different protocols for inflicting damage on the innervation in ways that recapitulate the three types of cases generally encountered in the clinic.
The first method consists in making an abrasion of the epithelium with an ophthalmic burr. This involves the removal of the epithelial layer, the free nerve endings, and the subbasal plexus in a manner similar to the photorefractive keratectomy surgery performed in the clinic. The second method&#160;only targets the innervation by sectioning it at the periphery with a biopsy punch, maintaining the integrity of the epithelium. This method is similar to the first steps of lamellar keratoplasty and leads to a degeneration of the innervation followed by regrowth of the axons in the central cornea. The last method damages the innervation of a transgenic mouse model using a multiphoton microscope, which specifically localizes the site of cauterization of the fluorescent nerve fibers. This method inflicts the same damage as photokeratitis, an overexposure to UV light.
This study describes different options for investigating the physiopathology of corneal innervation, particularly the degeneration and regeneration of the axons. Promoting regeneration is crucial for avoiding such complications as epithelium defects or even perforation of the cornea. The proposed models can help test new pharmacological molecules or gene therapy that enhance nerve regeneration and limit disease progression.

تسليط الضوء على المؤلف: تطوير أبحاث تعصيب القرنية من خلال نماذج مبتكرة 

Here, we propose three different methods of damaging the sensory fibres innervating the cornea. These methods facilitate the study of axon regeneration in mice. These three methods, which are adaptable to other animal models, are ideal for the study of corneal innervation physiology and regeneration.

ثلاث استراتيجيات للحث على التهاب القرنية العصبي وتجديد الأعصاب في قرنية الفئران

The cornea is a transparent tissue that covers the eye and is crucial for clear vision. It is the most innervated tissue in the body. This innervation ...

Neuroscience

Mongolian Gerbils as an Animal Model of Wound Healing

Corneal wound healing studies have been conducted for a long time and have helped to reduce suffering and develop treatments that contribute to improving patients' eye health. Historically, corneal healing has been studied in rodents such as mice and rats, but these models might not completely mimic human disorders. However, information on other rodents such as Mongolian gerbils (Meriones unguiculatus) is scant in corneal research.
Here, we describe a technique to develop a novel animal model for studying corneal healing after photorefractive keratectomy. Due to the limited literature available on the cornea of M. unguiculatus, we also describe a histological analysis of the normal cornea. These research techniques can also be employed in the study of eye diseases because of the similarity between the corneas of Mongolian gerbils and humans in terms of genetics, anatomy, and physiology.

This article describes a new animal model developed to study the anatomy and histology of the cornea and its healing processes. This new animal model uses the Mongolian gerbil, which has a cornea with many similarities to the human cornea.

الجربوع المنغولية كنموذج حيواني لالتئام الجروح

Corneal wound healing studies have been conducted for a long time and have helped to reduce suffering and develop treatments that contribute to improving ...

طريقة لكمة خزعة معدلة للحروق القلوية الدقيقة في الفئران

Corneal and Limbal Alkali Injury Induction Using a Punch-Trephine Technique in a Mouse Model

The cornea is critical for vision, and corneal healing after trauma is fundamental in maintaining its transparency and function. Through the study of corneal injury models, researchers aim to enhance their understanding of how the cornea heals and develop strategies to prevent and manage corneal opacities. Chemical injury is one of the most popular injury models that has extensively been studied on mice. Most previous investigators have used a flat paper soaked in sodium hydroxide to induce corneal injury. However, inducing corneal and limbal injury using flat filter paper is unreliable, since the mouse cornea is highly curved. Here, we present a new instrument, a modified biopsy punch, that enables the researchers to create a well-circumscribed, localized, and evenly distributed alkali injury to the murine cornea and limbus. This punch-trephine method enables researchers to induce an accurate and reproducible chemical burn to the entire murine cornea and limbus while leaving other structures, such as the eyelids, unaffected by the chemical. Moreover, this study introduces an enucleation technique that preserves the medial caruncle as a landmark for identifying the nasal side of the globe. The bulbar and palpebral conjunctiva, and lacrimal gland are also kept intact using this technique. Ophthalmologic examinations were performed via slit lamp biomicroscope and fluorescein staining on days 0, 1, 2, 6, 8, and 14 post-injury. Clinical, histological, and immunohistochemical findings confirmed limbal stem cell deficiency and ocular surface regeneration failure in all experimental mice. The presented alkali corneal injury model is ideal for studying limbal stem cell deficiency, corneal inflammation, and fibrosis. This method is also suitable for investigating pre-clinical and clinical efficacies of topical ophthalmologic medications on the murine corneal surface.

تسليط الضوء على المؤلف: تطوير البحث في علاج عتامة القرنية وتجديدها 

This protocol describes a method to induce an accurate and reproducible corneal and limbal alkali injury in a mouse model. The protocol is advantageous as it allows for an evenly distributed injury to the highly curved mouse cornea and limbus.

تحريض إصابة القرنية والقلوية الداكنة حول القزحية باستخدام تقنية الثقب في نموذج الفأر

The cornea is critical for vision, and corneal healing after trauma is fundamental in maintaining its transparency and function. Through the study of ...

سحجه الظهارة القرنية مع لدغ العين كنموذج للقرنية التئام الجروح

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

إنشاء ذات الصلة سريريا

التحقيق في تجديد الأنسجة الخالية من الندوب في قرنية الفرخ الجنينية المصابة

السابقين فيفو الجهاز القرنية الثقافة النموذجية لالتئام الدراسات

نموذج التآكل الظهاري لدراسة التئام جروح القرنية

نماذج الحيوانات خارج الجسم الحي وفي الجسم الحي للإصابات الميكانيكية والكيميائية لظهارة القرنية

ثلاث استراتيجيات للحث على التهاب القرنية العصبي وتجديد الأعصاب في قرنية الفئران

ثلاث استراتيجيات للحث على التهاب القرنية العصبي وتجديد الأعصاب في قرنية الفئران

ثلاث استراتيجيات للحث على التهاب القرنية العصبي وتجديد الأعصاب في قرنية الفئران

الجربوع المنغولية كنموذج حيواني لالتئام الجروح

تحريض إصابة القرنية والقلوية الداكنة حول القزحية باستخدام تقنية الثقب في نموذج الفأر