ونود أن نشكر الدكتورة كيلي برين تشيرش والسيد مايكل كريسمان والسيدة جيسيكا جانغ على مساهماتهم في جمع البيانات المبينة في النتائج التمثيلية. تم دعم هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة (NIH) R00 HD104994 (R.B.M.).

تمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل جامعة ولاية كولورادو (# 3960) ولجان رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة كاليفورنيا في سان دييغو ، حيث تم جمع البيانات التمثيلية (S13235 ، PI Kellie Breen Church). تم تصوير البيانات من خمس إناث بالغات واثنين من ذكور الفئران C57 / BL6 (9-16 أسبوعا) في قسم البيانات التمثيلية. تم استئصال المبيض لإناث الفئران قبل 3-4 أسابيع من حقن القيمة المحلية وجمع الدم كما هو موضح سابقا7. قبل التجريب ، تم إيواء هذه الفئران بدورة ضوء مظلم لمدة 12 ساعة / 12 ساعة وكان لها حرية الوصول إلى الأعلاف والمياه وفقا لدليل رعاية واستخدام المختبر.
1. إجراء حج القحف
ملاحظة: يمكن إجراء حج القحف قبل يوم واحد أو أكثر من الحقن الفعلي ، مما يجعل عملية الحقن أسرع في يوم التجربة.
<ol><li>تحضير المواد لحج القحف كما هو موضح أدناه.<ol><li>ضع وسادة مقعد نظيفة أو مادة ثنى على سطح العمل. قم بلصق مخروط أنف مبخر isoflurane على سطح العمل (بالقرب من المجرب ، ولكن مواجها بعيدا عنه ؛ انظر الشكل 1 أ).</li>
		<li>ضع أنبوب سيلاستيك على نهاية إبرة حادة معقمة 18 جم بحيث يبرز ~ 1 مم من طرف الإبرة. ضع أنبوب سيلاستيك في نهاية إبرة حادة معقمة بحيث يبرز ~ 1 مم من طرف الإبرة. ملاحظة: يجب استخدام إبر منفصلة ومعقمة معبأة مسبقا (حادة وغير حادة) لكل ماوس.</li>
		<li>اجمع ماكينة حلاقة كهربائية ومقشر باليود وشاش معقم ومنصات كحولية لإعداد موقع الحقن.</li>
	</ol></li>
	<li>تدرب على تحريك إبرة 2 مم جانبية و 1 مم ذيلية كما هو موضح أدناه.<ol><li>استخدم مسطرة وقلما لتمييز ورقة بنقطة بداية (ستكون هذه بريجما) ، وعلامة 2 مم إلى اليسار أو اليمين ، وعلامة أخرى 1 مم فوق آخر علامة (سيكون هذا هو موقع الحقن ؛ انظر الشكل 1 ب).</li>
		<li>تدرب على تحريك الإبرة من نقطة البداية إلى النقطة 1 إلى النقطة 2 (bregma إلى موقع الحقن) حتى تتأكد من أن الحركة قابلة للتكرار بدون أدلة. ملاحظة: الإحداثيات الموصوفة هنا فعالة في الفئران البالغة C57 / BL6 ، ولكن قد تتطلب السلالات أو الفئات العمرية الأخرى تعديلا.</li>
	</ol></li>
	<li>تحضير الماوس لحج القحف كما هو موضح أدناه.<ol><li>ضع الماوس في غرفة الحث وقم بتخدير الماوس بنسبة 3٪ -4٪ إيزوفلوران في الأكسجين الطبي. مع الممارسة والإلمام بالإجراء ، قلل المدة الإجمالية للتعرض للأيزوفلوران إلى أقل من 10 دقائق لإجراء حج القحف. تنبيه: التعرض للإيزوفلوران يشكل خطرا على صحة الإنسان. استخدام مبخر إيزوفلوران معتمد وخاضع للتفتيش في منطقة جيدة التهوية مع وسائل كسح غازات النفايات.</li>
		<li>بمجرد غياب منعكس إصبع القدم ، حلق رأس. تطبيق مواد تشحيم العين.</li>
		<li>ضع الماوس على سطح العمل مع وضع الرأس في مخروط الأنف للحفاظ على التخدير.</li>
		<li>تطبيق عامل مسكن، مثل البوبرينورفين (0.6-0.8 ملغم/كغم من وزن جسم الفأر، تحت الجلد)، حسب توجيهات المورد.</li>
		<li>قم بتنظيف موقع الحقن عن طريق مسح الرأس بشاش معقم مغموس في محلول اليود (قم بإجراء ثلاثة دعك) ، ثم امسحه باستخدام وسادة فرك الكحول (أداء ثلاث مرات). ملاحظة: قم بإزالة الفراء وتنظيف الجلد حول موقع الحقن واستخدم أدوات وإبر معقمة ، على النحو الموصى به من قبل الجمعية الطبية البيطرية الأمريكية لمنع العدوى.</li>
	</ol></li>
	<li>امسك رأس الماوس بحزم باليد غير المهيمنة. ضع الرأس مسطحا على سطح العمل قدر الإمكان.</li>
	<li>حدد موقع الحقن.<ol><li>استخدم إبرة 18 G الحادة المعدة لتحديد bregma أولا ؛ لهذا ، اسحب الإبرة عبر جلد الرأس على طول خط الوسط ، وتحرك في المستوى الذيلي المنقاري. تخيل مثلثا متساوي الأضلاع يكون فيه الرأسان هما العينان والرأس الثالث هو الموقع التقريبي للبريغما (انظر الشكل 1C).</li>
		<li>من bregma ، حرك الإبرة 2 مم الجانبية و 1 مم الذيلية إلى موقع الحقن.</li>
	</ol></li>
	<li>أثناء إمساك الإبرة عموديا ، ادفع الإبرة بقوة عبر الجلد والعظام حتى يتدفق الأنبوب مع الجلد.</li>
	<li>اسحب الإبرة وقم بتدوير الإبرة واضغط على الجلد والعظام مرة أخرى. كرر العملية حتى يتم إنشاء ثقب صغير في العظام.</li>
	<li>استخدم الإبرة الحادة للتحقق من وجود ثقب كاف في العظام. اهدف إلى جعل فتحة في العظم كبيرة بما يكفي لمرور الإبرة غير الحادة.</li>
	<li>أخرج الماوس من مخروط الأنف ، ونظف أي دم من موقع الحقن بشاش معقم ، وضع الماوس في قفص على جهاز تدفئة قفص حتى يستيقظ. نظرا لأن الفتحة التي أحدثها حج القحف صغيرة (إبرة 18 جم) ، لا يلزم إغلاق الموقع بخياطة أو مقاطع جرح. ملاحظة: الفتحة المنتجة هنا صغيرة (18 جم) ، لذلك تعتبر العديد من المؤسسات هذا الإجراء حقنة بدلا من الجراحة. علاوة على ذلك ، على الرغم من إجراء فتحة عبر الجلد والعظام إلى الدماغ ، فإن تثبيت الجلد مشدودا يؤدي إلى عدم محاذاة الثقوب ، مما يساعد على الأرجح في منع نباتات الجلد أو فراش القفص من الاتصال بالدماغ.</li>
</ol>2. جعل الحقن
<ol><li>تحضير المواد للحقن كما هو موضح أدناه.<ol><li>ضع وسادة مقعد نظيفة أو مادة ثنى على سطح العمل. قم بلصق مخروط أنف مبخر isoflurane على سطح العمل (بالقرب من المجرب ، ولكن مواجها بعيدا عنه ؛ انظر الشكل 1 أ).</li>
		<li>قم بتوصيل إبرة بطول 10 مم 27 جم مع شطبة 45 درجة على حقنة زجاجية سعة 5 ميكرولتر. ضع أنبوب سيلاستيك على الإبرة بحيث يبرز 3.5 مم من طرف الإبرة ؛ استخدم الشريط اللاصق المختبري لتثبيت الأنبوب على جسم المحقنة (انظر الشكل 1 د).</li>
		<li>تحضير وسائط الحقن (دواء أو فيروس أو سائل آخر للحقن) في أنبوب. بالنسبة للنتائج التمثيلية في هذه الدراسة ، تم حقن محلول ملحي متساوي التوتر معقم. ملاحظة: حدد أنبوبا يسمح بالوصول عن طريق المحقنة الزجاجية والإبرة ، مثل أنبوب الطرد المركزي الدقيق سعة 2 مل.</li>
		<li>ارسم 3 ميكرولتر من وسائط الحقن في المحقنة الزجاجية. أولا ، ارسم أكثر من الحجم المطلوب ، وأخرجه حتى يبقى 3 ميكرولتر في المحقنة.</li>
		<li>جمع فرك اليود ، الشاش المعقم ، ومنصات الكحول لإعداد موقع الحقن.</li>
		<li>ابدأ تشغيل مؤقت المختبر في وضع العد التنازلي وضع المؤقت بحيث يكون مرئيا للمجرب أثناء إجراء الحقن.</li>
		<li>تدرب على تحريك إبرة جانبية 2 مم وذيلية 1 مم كما تم إجراؤها في اليوم السابق.</li>
	</ol></li>
	<li>تحضير الماوس للحقن كما هو موضح أدناه.<ol><li>ضع الماوس في غرفة الحث وقم بتخدير الماوس باستخدام الأيزوفلوران. بمجرد غياب منعكس إصبع القدم ، ضع مادة تشحيم العين ، وضع الماوس على سطح العمل مع وضع الرأس في مخروط الأنف.</li>
		<li>نظف موقع الحقن بثلاث مناديل لكل من اليود والكحول. حدد موقع الحقن بإبرة 18 جم (أو إبرة حادة) كما هو موضح في الخطوة 1.8. يجب أن يكون الثقب الذي تم إنشاؤه أثناء حج القحف قابلا للاكتشاف. ملاحظة: إذا لم يتم إجراء حج القحف مسبقا ، أو إذا كان الثقب في الجمجمة غير قابل للاكتشاف ، فيمكن إجراء حج القحف هنا.</li>
	</ol></li>
	<li>قم بإجراء الحقن باستخدام حقنة زجاجية كما هو موضح أدناه.<ol><li>امسك رأس الماوس بحزم باليد غير المهيمنة. ضع الرأس مسطحا على سطح العمل قدر الإمكان.</li>
		<li>ضع إبرة المحقنة الزجاجية من خلال الفتحة الموجودة في الجمجمة حتى يستقر الأنبوب الموضوع فوق الإبرة المحضرة في الخطوة 2.1.2 على جلد الفأر.</li>
		<li>امسك المحقنة عموديا قدر الإمكان ، مع الانتباه إلى كل من الطائرات الإكليلية والسهمية. حقن الوسائط ببطء على مدى 1 دقيقة.</li>
		<li>ثبت المحقنة والإبرة في مكانها لمدة دقيقة أخرى بعد الانتهاء من الحقن لتقليل التدفق العكسي. اسحب الإبرة ببطء من رأس الماوس.</li>
		<li>أخرج الماوس من مخروط الأنف ، ونظف أي دم من موقع الحقن بشاش معقم (إذا كان هناك أي وجود) ، وضع الماوس في قفص على قفص أكثر دفئا حتى يستيقظ.</li>
	</ol></li>
</ol>3. تأكيد موقع الحقن
<ol><li>تخدير الفأر بعمق وتعطيره بالمحلول الملحي و 4٪ بارافورمالدهيد في محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) كما هو موضح سابقا8. تخزين الدماغ في 30٪ السكروز في برنامج تلفزيوني في 4 °C حتى يغرق الدماغ (عادة 2 أيام).</li>
	<li>قطع 20-50 ميكرومتر المقاطع الإكليلية على cryostat كما هو موضح سابقا9. أثناء التقسيم ، لاحظ مجرى الحقن في كتلة الأنسجة. سجل ما إذا كان مجرى الحقن يتقاطع بوضوح مع البطين الجانبي.</li>
</ol>

إجراء الحقن داخل بطانة الرحم البطيني في الفئران باستخدام نهج اليد الحرة

<ol>
	<li>Roseweir, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discovery+of+potent+kisspeptin+antagonists+delineate+physiological+mechanisms+of+gonadotropin+regulation.">Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation.</a> Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).</li><li>Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction.">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> Journal of Visualized Experiments. (91), e51863 (2014).</li><li>Taylor, Z. V., Khand, B., Porgador, A., Monsonego, A., Eremenko, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optimized+intracerebroventricular+injection+of+CD4(+)+T+cells+into+mice.">An optimized intracerebroventricular injection of CD4(+) T cells into mice.</a> STAR Protocols. 2 (3), 100725 (2021).</li><li>Russo, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+control+of+the+female+reproductive+axis+through+gated+responsiveness+of+the+RFRP-3+system+to+VIP+signaling.">Circadian control of the female reproductive axis through gated responsiveness of the RFRP-3 system to VIP signaling.</a> Endocrinology. 156 (7), 2608-2618 (2015).</li><li>Laursen, S. E., Belknap, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+injections+in+mice.+Some+methodological+refinements.">Intracerebroventricular injections in mice. Some methodological refinements.</a> Journal of Pharmacological Methods. 16 (4), 355-357 (1986).</li><li>Haley, T. J., McCormick, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+effects+produced+by+intracerebral+injection+of+drugs+in+the+conscious+mouse.">Pharmacological effects produced by intracerebral injection of drugs in the conscious mouse.</a> British Journal of Pharmacology and Chemotherapy. 12 (1), 12-15 (1957).</li><li>McCosh, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insulin-induced+hypoglycaemia+suppresses+pulsatile+luteinising+hormone+secretion+and+arcuate+Kiss1+cell+activation+in+female+mice.">Insulin-induced hypoglycaemia suppresses pulsatile luteinising hormone secretion and arcuate Kiss1 cell activation in female mice.</a> Journal of Neuroendocrinology. 31 (12), e12813 (2019).</li><li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcardiac+perfusion+of+the+mouse+for+brain+tissue+dissection+and+fixation.">Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation.</a> Bio-Protocol. 11 (5), e3988 (2021).</li><li>Comba, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+capture+microdissection+of+glioma+subregions+for+spatial+and+molecular+characterization+of+intratumoral+heterogeneity,+oncostreams,+and+invasion.">Laser capture microdissection of glioma subregions for spatial and molecular characterization of intratumoral heterogeneity, oncostreams, and invasion.</a> Journal of Visual Experiments. (158), e60939 (2020).</li><li>Porteous, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reformulation+of+PULSAR+for+analysis+of+pulsatile+LH+secretion+and+a+revised+model+of+estrogen-negative+feedback+in+mice.">Reformulation of PULSAR for analysis of pulsatile LH secretion and a revised model of estrogen-negative feedback in mice.</a> Endocrinology. 162 (11), (2021).</li><li>Hohmann, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+role+of+melanocortins+in+mediating+leptin's+central+effects+on+feeding+and+reproduction.">Differential role of melanocortins in mediating leptin's central effects on feeding and reproduction.</a> American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 278 (1), R50-R59 (2000).</li><li>Gottsch, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+kisspeptins+in+the+regulation+of+gonadotropin+secretion+in+the+mouse.">A role for kisspeptins in the regulation of gonadotropin secretion in the mouse.</a> Endocrinology. 145 (9), 4073-4077 (2004).</li><li>Krasnow, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+galanin-like+peptide+in+the+integration+of+feeding,+body+weight+regulation,+and+reproduction+in+the+mouse.">A role for galanin-like peptide in the integration of feeding, body weight regulation, and reproduction in the mouse.</a> Endocrinology. 144 (3), 813-822 (2003).</li></ol>

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

هنا ، يتم وصف وسيلة بسيطة وفعالة لإجراء حقن ICV في الفئران. نظرا لأن هذه التقنية لا تتطلب إطارا مجسما ، فإن هذا النهج للتوصيل المركزي للأدوية والعوامل التجريبية متاح لمزيد من الباحثين. بالإضافة إلى ذلك ، يعد هذا النهج إنتاجية عالية نسبيا حيث يمكن إجراء التحضير والحقن بسرعة.
ن?...

غالبا ما يكون توصيل العوامل التجريبية ، مثل الأدوية1 أو الفيروسات2 أو الخلايا3 ، إلى الدماغ ضروريا لأبحاث الغدد الصم العصبية. إذا كان العامل لا يعبر بسهولة الحاجز الدموي الدماغي أو كان الهدف التجريبي هو اختبار التأثيرات المركزية للعامل على وجه التحديد ، فمن المهم أن يكون لديك طريقة موثوقة لتوصيل الحقن إلى الدماغ. علاوة على ذلك ، يوفر الحقن في الفضاء داخل المخ البطيني (ICV) الفرصة لتوزيع العامل على نطاق واسع في الدماغ ويوفر منطقة مستهدفة كبيرة ، مما يزيد من احتمال نجاح الحقن2. 
تتضمن الطريقة الشائعة لصنع حقن القيمة المحلية وضع قنية دائمة في الداخل. في هذا النهج ، يعد الإطار التجسيمي ضروريا لوضع القنية المتاحة تجاريا أو المصنوعة حسب الطلب ، حيث يتم لصق القنية أو تثبيتها في مكانها. في كثير من الأحيان ، عند الشفاء ، يتم إعطاء جرعة فوق فسيولوجية من الأنجيوتنسين II من خلال القنية ، وإذا لوحظ سلوك الشرب على الفور ، اعتبار القنية موضوعة بشكل صحيح4. هذا النهج له العديد من المزايا ، بما في ذلك القدرة على إجراء التسريب على المدى الطويل والقدرة على حقن نفس عدة مرات. بالإضافة إلى ذلك ، إذا تم استخدام الأنجيوتنسين II ، يمكن تأكيد الموضع الصحيح قبل إعطاء المركبات التجريبية. ومع ذلك ، هناك بعض القيود على وضع قنية دائمة ، بما في ذلك الحاجة إلى معدات باهظة الثمن (إطار مجسم) ، وإمكانية تلف القنية بعد وضعها (على سبيل المثال ، يمكن للفئران مضغ قنية رفيقة القفص) ، وإمكانية حدوث عدوى حول القنية الدائمة. يمكن إجراء حقن ICV واحدة باستخدام إطار تجسيمي3 ، والذي ، على الرغم من فعاليته ، يتطلب تعرضا كبيرا للتخدير ، وبالتالي قد يحجب بعض الآثار الفسيولوجية والسلوكية الحادة للعلاج. بالإضافة إلى ذلك ، يتطلب وضع الفئران في إطار تجسيمي تدريبا كبيرا لتحقيق وضع مستقر ومنع تمزق قنوات الأذن.
هنا ، يتم وصف طريقة ثابتة لإجراء حقن اليد الحرة في الفئران. تعتمد هذه الطريقة على التقارير السابقة 5,6. تتمثل مزايا هذه التقنية في أنها بسيطة وسريعة ولا تتطلب معدات متخصصة مثل الإطار المجسم. كما هو موضح أدناه ، يتضمن هذا الإجراء معالجة حقنة زجاجية بالنسبة للمعالم الموجودة على رأس الماوس لإجراء الحقن ، والتي يمكن إجراؤها بسرعة ، وبالتالي لا تتطلب سوى بضع دقائق من التخدير بالغاز في اليوم التجريبي.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>18-gauge blunt needles</td>
			<td>SAI Infusion</td>
			<td>B18-150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18-gauge needles</td>
			<td>BD Medical</td>
			<td>305195</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol pads</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bench pad</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-206-62AC22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC1696484</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Patterson Vet Supply</td>
			<td>07-892-5235</td>
			<td>Controlled substance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eyelube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-218-8442</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass syringe</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>7634-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection needle</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>7803-01</td>
			<td>27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane&#160;&#160;</td>
			<td>Patterson Vet Supply</td>
			<td>07-893-8441</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Vet Equip</td>
			<td>V-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory Tape</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89098-128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical grade oxygen</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>OX USPEA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Millipore-Sigma</td>
			<td>8.18715.1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>J67802.K2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PulsaR Software</td>
			<td>Open source, University of Otago</td>
			<td></td>
			<td>See ref 9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ruler</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-00-152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silastic tubing (0.040&#34; I.D.)</td>
			<td>DOW</td>
			<td>508-005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silastic tubing (0.078&#34; I.D.)</td>
			<td>DOW</td>
			<td>508-009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline</td>
			<td>VWR</td>
			<td>101320-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S5-500</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

free-hand intracerebroventricular injections in mice

غالبا ما يتطلب فحص أنظمة الغدد الصم العصبية توصيل الأدوية أو الفيروسات أو العوامل التجريبية الأخرى مباشرة إلى أدمغة الفئران. يسمح الحقن داخل بطانة الرحم البطينية (ICV) بتوصيل العامل التجريبي على نطاق واسع في جميع أنحاء الدماغ (خاصة في الهياكل القريبة من البطينين). هنا ، يتم وصف طرق إجراء حقن ICV اليد في الفئران البالغة. باستخدام المعالم البصرية واللمسية على رؤوس الفئران ، يمكن إجراء الحقن في البطينين الجانبيين بسرعة وموثوقية. يتم إجراء الحقن باستخدام حقنة زجاجية مثبتة في يد المجرب وتوضع على مسافات تقريبية من المعالم. وبالتالي ، فإن هذه التقنية لا تتطلب إطارا مجسما. علاوة على ذلك ، لا تتطلب هذه التقنية سوى تخدير إيزوفلوران قصير ، مما يسمح بالتقييم اللاحق لسلوك الفئران و / أو علم وظائف الأعضاء في الفئران المستيقظة التي تتصرف بحرية. يعد حقن القيمة المحلية الحر أداة قوية للتوصيل الفعال للعوامل التجريبية إلى أدمغة الفئران الحية ويمكن دمجه مع تقنيات أخرى مثل أخذ عينات الدم بشكل متكرر أو التلاعب بالدوائر العصبية أو التسجيل في الجسم الحي للتحقيق في عمليات الغدد الصم العصبية.

The delivery of experimental agents, such as drugs1, viruses2, or cells3, to the brain is often necessary for neuroendocrine research. If the agent does not readily cross the blood-brain barrier or the experimental objective is to specifically test the central effects of the agent, it is important to have a reliable method for delivering injections into the brain. Moreover, injection into the intracerebroventricular (ICV) space provides the opportunity to distribute the agent widely in the brain and provides a large target area, thus increasing the likelihood of successful injection2. 
A common method for making ICV injections involves the placement of a permanent indwelling cannula. In this approach, a stereotaxic frame is necessary to position the commercially available or custom-made cannula, as the cannula is glued or cemented in place. Often, upon recovery, a supraphysiological dose of angiotensin II is administered through the cannula, and if drinking behavior is immediately observed, then the cannula is considered correctly placed4. This approach has many advantages, including the ability to perform long-term infusion and the ability to inject the same animal multiple times; additionally, if angiotensin II is employed, correct placement can be confirmed prior to the administration of experimental compounds. However, there are some limitations to placing a permanent cannula, including the requirement for expensive equipment (stereotaxic frame), the possibility of damage to the cannula after placement (e.g., mice can chew on the cannula of a cage mate), and the possibility of infections around the permanent cannula. Single ICV injections can be made with the use of a stereotaxic frame3, which, although effective, requires substantial exposure to anesthesia and, thus, may obscure some acute physiological and behavioral effects of the treatment. Additionally, the placement of mice in a stereotaxic frame requires substantial training to achieve stable placement and prevent the rupturing of the ear canals.
Here, an established method for making free-hand injections in mice is described. This method is based on previous reports5,6. The advantages of this technique are that it is simple, rapid, and does not require specialized equipment such as a stereotaxic frame. As described below, this procedure involves manipulating a glass syringe relative to landmarks on the mouse head to make the injections, which can be done rapidly and, thus, requires only a few minutes of gas anesthesia on the experimental day.

تسليط الضوء على المؤلف: رؤى وابتكارات وسبل مستقبلية في التحكم العصبي التناسلي 

حقن داخل المخ البطيني الحر في الفئران

We are interested in the neural control of reproductive function, particularly how the brain regulates the release of hormones that control the gonads, both in healthy conditions and in response to stress. The main advantage of this technique is that it is relatively simple and rapid. Delivering drugs into the lateral ventricle is a great way to cast a wide net in testing a signaling pathway to support more detailed follow-up experiments.There's still much to be learned about the neuroendocrine control of reproduction, including the molecular mechanisms for luteinizing hormone pulse generation, mechanisms for modulating pulse frequency during stress, and generation of the preovulatory LH surge. In the future, we are particularly interested in integrating disparate findings into models.

عند تنفيذها بنجاح ، تسمح هذه التقنية بالتسليم السريع لعامل تجريبي في نظام البطين. يظهر في الشكل 2 أ ملف تعريف نبض الهرمون اللوتيني (LH) من فأر تم استئصال المبيض وتلقى حقنة ICV بقيمة 3 ميكرولتر من محلول ملحي متساوي التوتر معقم ، وهو وسيلة للعديد من المركبات الدوائية. يوضح هذا الم...

Watch this Scientific Journal Video about Insights, Innovations, and Future Avenues in Reproductive Neurocontrol at JoVE.com

هنا ، يتم وصف نهج بسيط وسريع لأداء الحقن داخل بطانة الرحم البطينية في الفئران باستخدام نهج اليد الحرة (أي بدون جهاز مجسم).

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

نحن مهتمون بالتحكم العصبي في الوظيفة الإنجابية ، وخاصة كيف ينظم الدماغ إفراز الهرمونات التي تتحكم في الغدد التناسلية ، سواء في الظروف الصحية أو استجابة للإجهاد. الميزة الرئيسية لهذه التقنية هي أنها بسيطة وسريعة نسبيا. يعد توصيل الأدوية إلى البطين الجانبي طريقة رائعة لإلقاء شبكة واسعة في اختبار مسار الإشارات لدعم تجارب متابعة أكثر تفصيلا.لا يزال هناك الكثير مما يجب تعلمه عن التحكم في الغدد الصم العصبية في التكاثر، بما في ذلك الآليات الجزيئية لتوليد نبضات هرمون اللوتين، وآليات تعديل تردد النبض أثناء الإجهاد، وتوليد تدفق الهرمون اللوتيني قبل التبويض. في المستقبل ، نحن مهتمون بشكل خاص بدمج النتائج المتباينة في النماذج.

free-hand-intracerebroventricular-injections-in-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

6.6K Views.  Colorado State University. نحن مهتمون بالتحكم العصبي في الوظيفة الإنجابية ، وخاصة كيف ينظم الدماغ إفراز الهرمونات التي تتحكم في الغدد التناسلية ، سواء في الظروف الصحية أو استجابة للإجهاد. الميزة الرئيسية لهذه التقنية هي أنها بسيطة وسريعة نسبيا. يعد توصيل الأدوية إلى البطين الجانبي طريقة رائعة لإلق?...

Video: تسليط الضوء على المؤلف: رؤى وابتكارات وسبل مستقبلية في التحكم العصبي التناسلي 

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.