الكتاب نود أن نعترف NINDS، FightSMA، وأسر SMA للدعم المالي. ويدعم سيجل من خلال التدريب NINDS منحة # 5T32NS077984-02.

وقد تمت الموافقة على جميع الإجراءات الواردة في بروتوكول معهد للاستخدام الحيواني والعناية جنة (IACUC) من جامعة ولاية أوهايو. 1. إعداد مساحة العمل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع الجليد الرطب لتخدير الجراء الماوس، قفص فارغ للفصل بين السد من القمامة، ومجهر تشريح، مصدر الضوء الذي يمكن وضعه في زاوية لحقن (استخدام مصدر الضوء في 90 ° &#160; زاوية لتحجب موقع الحقن في الوريد)، سطح نظيف لوضع الحيوان للحقن، ومسحات القطن، 10/03 سم مكعب حقنة الأنسولين مع 3/8 &quot;30 G إبرة (واحد لكل حيوان) و 1٪ ايفانز الأزرق صبغ ( مصنوعة من الفوسفات مخزنة المالحة (PBS)) حل للتدريب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة السد إلى قفص منفصل بينما التلاعب الجراء. </li></ol> 2. إجراء حقن <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الجرو واحد مباشرة على الجليد الرطب لمدة 30-60 ثانية لتخدير الحيوان. لا تترك رانه حيوان على الجليد فترة طويلة جدا بسبب خطر حدوث مضاعفات انخفاض حرارة الجسم ذات الصلة بما في ذلك الرجفان البطيني، نقص الأكسجة الأنسجة والحماض الأيضي. ملاحظة: تجربتنا هو أن 30-60 ثانية كافية لإبطاء الحركات الجرو للسماح للحقن. إذا كان مطلوبا التخدير أعمق، المستنشقات مثل 1-2٪ الأيزوفلورين قد يكون مناسبا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين أن الحيوان هو على الجليد، تحميل المحاقن مع 30 ميكرولتر من ايفانز صبغة زرقاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يتم تخدير الحيوان بالكامل، والتي أكدتها قلة الحركة على الجليد في حين لا يزال يتنفس، نقله تحت المجهر. لحقن يمنى، تواجه كمامة الحيوان إلى اليمين. وضع السبابة اليسار على كمامة وترك الذيلية الاصبع الوسطى إلى الأذن برعم بحيث برعم الأذن بين السبابة والوسطى (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دراسة فقط الأمامي لبرعم الأذن لسطحية الشعرية التي تتحرك عندما يتم التلاعب الجلد. هذه الشعرية ليس هو الهدف، ولكنتحديد مهم لتحديد الوريد الصدغي. المقبل، وتحديد مكان مظلم، غامض أدنى من الوريد الشعرية التي تظل ثابتة بغض النظر عن الموقف الجلد. يظهر الوريد الصدغي غامضة، يعمل على ظهري بطني، ويغذي في الوريد الوداجي (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أدخل الوريد الصدغي مع الإبرة شطبة تصل. في حالة إدخالها بشكل صحيح، فمن الممكن لعرض شطبة إبرة ملء مع الدم من خلال الجلد. ثم تضغط على المكبس ببطء ومذكرة ابيضاض الوريد أسفل الجانب من وجهه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح الإبرة بالبقاء داخل الوريد لمدة 10-15 ثانية مضافة لمنع ارتجاعي من injectant. </li></ol> 3. بعد الحقن <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الحقن السليم، يجب أن الجرو تتحول الأزرق على الفور تقريبا. إزالة الإبرة واستخدام القوة لطيف لتطبيق مسحة القطن إلى موقع الحقن حتى تجلط الدم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الجرو لعلامات الضيق. السماح الجرو 2-3 دقائق لاستعادة وrewarm، صecognize عندما الجرو هو واعية، وتستقيم وتتحرك، قبل أن يعود إلى القفص. فنجان الجراء في أيدي القفاز المحقق لتوفير الدفء المناسب للمساعدة في التعافي إذا لزم الأمر. بدلا من ذلك، وضع وسادة التدفئة تحت القفص المنزل لتسهيل ارتفاع درجة حرارة الجرو حقن. عموما بعد حقن صبغة زرقاء ايفانز، الموت ببطء الجراء. لا تشمل صبغة عند حقن مادة الاختبار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الجرو مرة أخرى في قفص المنزل وضمان المغلفة الجرو مع الفراش و / أو nestlet لضمان reacceptance من قبل السد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام حقنة جديدة والقطن المسحة لكل الجرو للحفاظ على العقم. </li></ol>

<ol>
	<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes.">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nature. 27, 59-65 (2009).</li><li>Dominguez, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+scAAV9+delivery+of+a+codon-optimized+SMN1+sequence+rescues+SMA+mice.">Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice.</a> Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).</li><li>Rahim, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+administration+of+AAV2/9+to+the+fetal+and+neonatal+mouse+leads+to+differential+targeting+of+CNS+cell+types+and+extensive+transduction+of+the+nervous+system.">Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system.</a> FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).</li><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN.">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li><li>Duque, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+administration+of+self-complementary+AAV9+enables+transgene+delivery+to+adult+motor+neurons.">Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons.</a> Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).</li><li>Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+AAV-9+transduction+in+mice+is+influenced+by+animal+age+but+not+by+the+route+of+administration.">Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration.</a> Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).</li><li>Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+gene+transfer+into+the+CNS+across+the+BBB+after+neonatal+systemic+delivery+of+single-stranded+AAV+vectors.">Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors.</a> Brain research. 1389, 19-26 (2011).</li><li>Porensky, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+administration+of+morpholino+antisense+oligomer+rescues+spinal+muscular+atrophy+in+mouse.">A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse.</a> Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).</li><li>Hua, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+SMN+restoration+is+essential+for+long-term+rescue+of+a+severe+spinal+muscular+atrophy+mouse+model.">Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model.</a> Nature. 478, 123-126 (2011).</li><li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+neonatal+intravascular+injections:+modeling+newborn+disease.">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).</li><li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+(ICV)+and+intravenous+(IV)+injection+in+mice.">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J. vis. Exp. (56), (2011).</li><li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice.">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).</li><li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+heart+failure+in+the+SMNDelta7+model+of+spinal+muscular+atrophy+and+correction+by+postnatal+scAAV9-SMN+delivery.">Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery.</a> Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).</li><li>Valori, C. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+delivery+of+scAAV9+expressing+SMN+prolongs+survival+in+a+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy.</a> Science translational medicine. 2, (2010).</li><li>Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+intraperitoneal+or+intravenous+injections+of+recombinant+adeno-associated+virus+type+8+transduce+dorsal+root+ganglia+and+lower+motor+neurons.">Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons.</a> Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).</li><li>Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gaucher+disease.">Gaucher disease.</a> Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).</li><li>Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+gene+transfer+leads+to+widespread+correction+of+pathology+in+a+murine+model+of+lysosomal+storage+disease.">Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).</li><li>Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+systemic+clinical+disease+in+MPS+VII+mice+following+AAV-mediated+neonatal+gene+transfer.">Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer.</a> Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).</li><li>Wang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Juvenile+neuronal+ceroid+lipofuscinoses.">Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses.</a> Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).</li><li>Forsythe, E., Beales, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bardet-Biedl+syndrome.">Bardet-Biedl syndrome.</a> European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).</li><li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+gene+delivery+in+large+species+for+targeting+spinal+cord,+brain,+and+peripheral+tissues+for+pediatric+disorders.">Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders.</a> Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).</li><li>Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retro-orbital+injections+in+mice.">Retro-orbital injections in mice.</a> Lab animal. 40, 155-160 (2011).</li><li>Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neonatal+blood-brain+barrier+is+functionally+effective,+and+immaturity+does+not+explain+differential+targeting+of+AAV9.">The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9.</a> Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).</li><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+AAV9-mediated+suppression+of+mutant+SOD1+slows+disease+progression+and+extends+survival+in+models+of+inherited+ALS.">Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS.</a> Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

تسليم داخل الأوعية الدموية وكلاء لالجهاز العصبي المركزي أو في جميع أنحاء الجسم أمر صعب في نماذج الفئران حديثي الولادة من الأمراض. بروتوكول صفها هو، طريقة سريعة نسبيا غير الغازية لإدارة حلول عن طريق الوريد في الفئران حديثي الولادة مع متطلبات الحد الأدنى من المعدات. ع...

تقديم العلاجات للجهاز العصبي المركزي (CNS) في نماذج الفئران من أمراض الأطفال ما زال يمثل تحديا. الفئران هذا النموذج الحالات المرضية حديثي الولادة هي الأصغر وغير ناضجة تنمويا، وبالتالي يمكن أن يكون صعبا لحقن مباشرة في الهياكل المناسبة داخل الجهاز العصبي المركزي. الحقن داخل الأوعية الدموية من العوامل العلاجية هو غير الغازية أو أسلوب جيد التحمل لتوصيل الخلايا، والمخدرات، أو ناقلات فيروسية لكامل الجسم بما في ذلك الجهاز العصبي المركزي وشبكية العين 1-5 3،5-9. المنشورات السابقة تصف الزمانية الوريد حقن الوجه باستخدام نقل transilluminator 10،11، دون مجهر تشريح 11،12، أو التي تتطلب شخصين لحقن 10. تقنية الحقن الموصوفة في هذا البروتوكول هو مفيد لشخص واحد يمكن أن تضخ الجراء، ومصدر الضوء لعرض الوريد الصدغي لا لمس الجرو، مما يلغي الحاجة إلى الشريط الجراحية أو مرفق من الجرو على سطح ثابتمثل نقل transilluminator 11. تسليم الغدة المرتبطة ناقلات فيروسية المصلي 9 (AAV9) في الفئران ينتج التعبير القوي في الخلايا العصبية والخلايا النجمية في جميع أنحاء الدماغ والحبل الشوكي (الشكل 1). تسليم داخل الأوعية ناقلات فيروسية في الوريد الوجهي الصدغي السطحي قد استخدمت بشكل صحيح في مختلف الدراسات في الفئران حديثي الولادة لعلاج الخلل العصبي العضلي للأطفال ضمور العضلات الشوكي (SMA) 2،4،13،14 وزادت في نهاية المطاف حياة الفئران المعالجة. الحقن داخل الأوعية الدموية للفئران حديثي الولادة تستهدف أيضا بشكل فعال على الجهاز العصبي المحيطي والأجهزة الطرفية (الشكل 2). بعد حقن AAV، وقد لوحظ تنبيغ العقد الجذرية الظهرية والكبد والقلب والعضلات والهيكل العظمي والرئة، والضفيرة العضلية المعوية للامعاء 1،3،6،7،15. التنبيغ واسع النطاق للجهاز العصبي المركزي ومحيط يجعل هذه الطريقة من الحقن مثالية للأمراض التي تتطلب التعبير العالميالتحوير، مثل مرض 16 وغيرها من أمراض التخزين الليزوزومية غوشر 17،18، مرض باتن وlipofuscinoses سيرويد الخلايا العصبية ذات الصلة، 19 ومتلازمة بارديه-بيدل، وهو اضطراب وراثي المتعددة للمع ظهور الأعراض التي تحدث في مرحلة الطفولة المبكرة (20). وينبغي أيضا النظر الحقن داخل الأوعية الدموية في الفئران حديثي الولادة كوسيلة رواية النمذجة أمراض الأطفال على نطاق المنظومة. وقد ترجمت هذه التقنية لنماذج حيوانية أكبر 5،21، والحقن داخل الأوعية موجود بالفعل كوسيلة مقبولة سريريا لتقديم العلاجات. يصف البروتوكول الحالي وسيلة بسيطة وفعالة لتقديم وكلاء لالفئران حديثي الولادة عن طريق الوريد الصدغي السطحي وجه في موعد أقصاه يوم بعد الولادة 2. حقن يمكن أن يتم الانتهاء من واحدة، يمارس الفرد وجيد التحمل من قبل كل من الجراء والسدود. الجراء تجربة الحد الأدنى من الشدة والتعافي بسرعة. الاهميهTLY، وحقن الناجح يؤدي إلى تسليم العالمي للعامل تدار. هذا البروتوكول هو المناسب لتسليم ناقلات فيروسية، وكلاء الصيدلانية أو خلايا الفئران حديثي الولادة.

<table><tbody><tr><td>Thinpro insulin syringe</td><td>Terumo</td><td>SS30M3009</td><td>3/10 cc, 3/8&quot; needle, 30 G, 1 per mouse</td></tr><tr><td>Evans blue dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>Dilute to 1% with 1x Phosphate Buffered Saline</td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>Fiber optic light source</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

intravenous injections in neonatal mice

الحقن في الوريد هي الطريقة المعمول بها سريريا لتقديم العلاجات. للقوارض الكبار والحيوانات الكبيرة، والحقن الوريدية هي مجدية تقنيا والروتينية. ومع ذلك، يمكن لبعض نماذج الماوس يكون بداية مبكرة من المرض مع التقدم السريع الذي يجعل إدارة العلاجات المحتملة صعوبة. الوريد الصدغي (أو الوجه) هو مجرد الأمامي لبرعم الأذن لدى الفئران وبشكل واضح للعيان اليومين الأولين بعد الولادة على جانبي الرأس باستخدام مجهر تشريح. خلال هذا الإطار، يمكن حقنه في الوريد الصدغي مع وحدات التخزين ما يصل إلى 50 ميكرولتر. الحقن هو آمن وجيد التحمل من قبل كل من الجراء والسدود. اكتمال إجراء حقن نموذجي في غضون 1-2 دقائق، وبعد ذلك يتم إرجاع الجرو إلى قفص المنزل. في اليوم الثالث بعد الولادة الوريد من الصعب تصور ويصبح إجراء الحقن لا يمكن الاعتماد عليها من الناحية الفنية. وقد استخدمت هذه التقنية لإيصال فيروس الغدة المرتبطة (AAV) vectأملاح الإماهة الفموية، والتي بدورها يمكن أن توفر تقريبا في جميع أنحاء الجسم، ومستقر التعبير التحوير لحياة الحيوان اعتمادا على المصلي الفيروسي الذي تم اختياره.

خلال حقن الصحيح، ينبغي أن تتحول الوريد للحظات واضح، أو بلانش. إذا حقن صبغ الجرو كله يجب أن يتحول الأزرق في غضون ثوان. إذا حدث حقنة غير لائق، غالبا ما يكون هناك بلعة تحت الجلد تتركز في الرأس أو الرقبة وinjectant قد يتسرب من موقع الحقن. قد ينتج عن الحقن غير لائقة أيضا في ظهور ك...

Watch this Scientific Journal Video about Intravenous Injections in Neonatal Mice at JoVE.com

Intravenous Injections in Neonatal Mice

نماذج حيوانية من المرض لدى الأطفال يمكن أن تواجه بداية مبكرة وتطور المرض العدواني. سريريا تقديم العلاج ذات الصلة لنماذج الماوس الشباب يمكن أن يكون صعبا من الناحية الفنية. يصف هذا البروتوكول طريقة الحقن في الوريد غير الغازية عن الفئران حديثي الولادة في غضون شهرين بعد الولادة الأيام الأولى من الحياة.

الحقن في الوريد في الفئران حديثي الولادة

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Research

JoVE Journal

Biology

58.3K Views.  Ohio State University.  نماذج حيوانية من المرض لدى الأطفال يمكن أن تواجه بداية مبكرة وتطور المرض العدواني. سريريا تقديم العلاج ذات الصلة لنماذج الماوس الشباب يمكن أن يكون صعبا من الناحية الفنية. يصف هذا البروتوكول طريقة الحقن في الوريد غير الغازية عن الفئران حدي?...

Video: Intravenous Injections in Neonatal Mice

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most often results in failure of potential therapeutics designed for neurodegenerative disorders 1,2. Neurodegenerative diseases such as Spinal Muscular Atrophy (SMA), in which the lower motor neurons are affected, can benefit greatly from introducing the therapeutic agents into the CNS. The purpose of this video is to demonstrate two different injection paradigms to deliver therapeutic materials into neonatal mice soon after birth. One of these methods is injecting directly into cerebral lateral ventricles (Intracerebroventricular) which results in delivery of materials into the CNS through the cerebrospinal fluid 3,4. The second method is a temporal vein injection (intravenous) that can introduce different therapeutics into the circulatory system, leading to systemic delivery including the CNS 5. Widespread transduction of the CNS is achievable if an appropriate viral vector and viral serotype is utilized. Visualization and utilization of the temporal vein for injection is feasible up to postnatal day 6. However, if the delivered material is intended to reach the CNS, these injections should take place while the blood brain barrier is more permeable due to its immature status, preferably prior to postnatal day 2. The fully developed blood brain barrier greatly limits the effectiveness of intravenous delivery. Both delivery systems are simple and effective once the surgical aptitude is achieved. They do not require any extensive surgical devices and can be performed by a single person. However, these techniques are not without challenges. The small size of postnatal day 2 pups and the subsequent small target areas can make the injections difficult to perform and initially challenging to replicate.

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

This article demonstrates two very different methods of injection: 1) into the brain (intracerebroventricular) and 2) systemic (intravenous) to introduce the therapeutic agents into the central nervous system of neonatal mice.

تقديم وكلاء العلاجية من خلال Intracerebroventricular (ICV) ، وحقن في الوريد (رابعا) في الفئران

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

Medicine

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal infection, the virus can infect and replicate in the developing brain, which may induce severe neurological damage, including deafness and mental retardation. Despite the potential severity of the symptoms, the therapeutic options are limited by the unavailability of a vaccine and the absence of a specific antiviral therapy. Furthermore, a precise description of the molecular events occurring during infection of the central nervous system (CNS) is still lacking since observations mostly derive from the autopsy of infected children. Several animal models, such as rhesus macaque CMV, have been developed and provided important insights into CMV pathogenesis in the CNS. However, despite its evolutionary proximity with humans, this model was limited by the intracranial inoculation procedure used to infect the animals and consistently induce CNS infection. Furthermore, ethical considerations have promoted the development of alternative models, among which neonatal infection of newborn mice with mouse cytomegalovirus (MCMV) has recently led to significant advances. For instance, it was reported that intraperitoneal injection of MCMV to Balb/c neonates leads to infection of neurons and glial cells in specific areas of the brain. These findings suggested that experimental inoculation of mice might recapitulate the deficits induced by HCMV infection in children. Nevertheless, a dynamic analysis of MCMV infection of neonates is difficult to perform because classical methodology requires the sacrifice of a significant number of animals at different time points to analyze the viral burden and/or immune-related parameters. To circumvent this bottleneck and to enable future investigations of rare mutant animals, we applied in vivo imaging technology to perform a time-course analysis of the viral dissemination in the brain upon peripheral injection of a recombinant MCMV expressing luciferase to C57Bl/6 neonates.

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV) infection of neonates represents an important cause of mental retardation, yet the molecular events leading to virus-induced pathogenesis are still poorly understood. To investigate the dynamics of brain infection, we adapted whole-animal in vivo imaging to perform time-course analysis of neonates infected with a luciferase-recombinant virus.

استخدام<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; التصوير لرصد تطور التجريبية ماوس عدوى الفيروس المضخم للخلايا في حديثي الولادة

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening  pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal  infection, the virus ...

Immunology and Infection

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances early in the gestation. The rationale behind IUT for therapeutic purposes is based on the small size of the fetus, the fetal immunologic immaturity, the accessibility and proliferative nature of the fetal stem or progenitor cells, and the potential to treat a disease or the onset of symptoms prior to birth. Taking advantage of these normal developmental properties of the fetus, the delivery of hematopoietic stem cells (HSC) via an IUT has the potential to treat congenital hematologic disorders such as sickle cell disease, without the required myeloablative or immunosuppressive conditioning required for postnatal HSC transplants. Similarly, the accessibility of progenitor cells in multiple organs during development potentially allows for a more efficient targeting of stem/progenitor cells following an IUT of viral vectors for gene therapy or genome editing. Additionally, IUT can be used to study normal developmental processes including, but not limited to, the development of immunologic tolerance. The murine model provides a valuable and affordable means to understanding the potential and limitations of IUT prior to pre-clinical large animal studies and an eventual clinical application. Here, we describe a protocol for performing an IUT in the murine fetus through intravenous and intra-amniotic routes. This protocol has been used successfully to elucidate the necessary conditions and mechanisms behind in utero hematopoietic stem cell transplantation, tolerance induction, and in utero gene therapy.

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

We describe a protocol for performing an in utero transplantation (IUT) through intravenous and intra-amniotic routes of injection in the murine model. This protocol can be used to introduce cells, viral vectors, and other substances into the unique immune-tolerant fetal environment.

عن طريق الحقن الوريدي وداخل السلي في الرحم زرع في نموذج مورين

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances ...

Developmental Biology

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

حقن الفيروسي Intracerebroventricular من حديثي الولادة ماوس الدماغ للاستمرار وانتشار تنبيغ العصبية

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Neuroscience

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Intracerebroventricular وداخل الأوعية الدموية حقن الفيروسية الجسيمات ونيون ميكروبيدات في الدماغ حديثي الولادة

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

إجراء الحقن داخل بطانة الرحم البطيني في الفئران باستخدام نهج اليد الحرة

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

تسليط الضوء على المؤلف: رؤى وابتكارات وسبل مستقبلية في التحكم العصبي التناسلي 

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.

حقن داخل المخ البطيني الحر في الفئران

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

A Neonatal Rodent Model of Retroorbital Vein Injection

Intravenous (iv) injection is the most used route of drug administration in neonates in the clinical setting. Therefore, retroorbital vein injection is an important method for compound administration in research, where successful proof-of-concept studies can progress into much-needed neonatal clinical trials. Most intravenous studies in neonatal rodents use the superficial temporal/facial vein. However, retroorbital injection becomes unreliable in neonatal rodents older than 2 days after the skin darkens and the vein is no longer visible. In the present protocol, we describe the retroorbital injection of the venous sinus in both the neonatal mouse and rat at ages when the superficial temporal vein is no longer visible, but the eyes have not opened yet. Eye-opening facilitates retro-orbital injection by enabling the researcher to clearly see that they are not perforating the eye when inserting the needle. We demonstrate that this technique can be performed in a reliable and reproducible manner without adverse effects. Additionally, we show that it can be used in many studies, such as administering compounds to study neonatal brain injury.

This protocol aims to demonstrate a reproducible venous administration route that can be used in rats and mice throughout the neonatal period. This procedure is important for preclinical rodent studies that wish to mirror drug administration in neonatal care units primarily using intravenous administration.

نموذج القوارض الوليدية لحقن الوريد خلف الحجاج

Intravenous (iv) injection is the most used route of drug administration in neonates in the clinical setting. Therefore, retroorbital vein injection is an ...

بروتوكول شامل لتوصيل الحقن داخل القراب في الفئران حديثي الولادة

Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and treatments. By directly delivering medications and treatments into the cerebrospinal fluid of the central nervous system, this method achieves higher localized drug concentrations while reducing systemic side-effects compared to other routes such as intravenous, subcutaneous, or intramuscular injections. Its importance extends beyond clinical settings, as intrathecal injection plays a vital role in preclinical studies focused on treating neurogenetic disorders in rodents and other large animals, including non-human primates. However, despite its widespread application, intrathecal injection in young, particularly neonatal pups, poses significant technical challenges due to their small size and fragile nature. Successful and reliable administration of intrathecal injections in newborn mice requires meticulous attention to detail and careful consideration of various factors. Thus, there is a crucial need for a standardized protocol that not only provides instructions but also highlights key technical considerations and good laboratory practices to ensure procedural consistency, as well as the safety and welfare of the animals.
To address this unmet need, we present a detailed and comprehensive protocol for performing intrathecal injections specifically in newborn pups on postnatal day 1 (P1). By following the step-by-step instructions, researchers can confidently perform intrathecal injections in neonatal pups, enabling the accurate delivery of drugs, antisense oligos, and viruses for gene replacement or genome editing-based treatments. Furthermore, the importance of adhering to good laboratory practices is emphasized to maintain the well-being of animals and ensure reliable experimental outcomes. This protocol aims to address the technical challenges associated with intrathecal injections in neonatal mice, ultimately facilitating advances in the field of neurogenetic research that aims to develop potential therapeutic interventions.

تسليط الضوء على المؤلف: الحقن داخل القراب - طريقة توصيل فعالة وموثوقة لاختبار فعالية تحرير الجينات في أدمغة الفئران الوليدية

The present protocol outlines step-by-step instructions for performing intrathecal injections in neonatal mice for gene editing and drug delivery.

الحقن داخل القراب للفأر حديث الولادة لتحرير الجينوم وتوصيل الدواء

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and ...

الحقن في الوريد في الفئران حديثي الولادة

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

تقديم وكلاء العلاجية من خلال Intracerebroventricular (ICV) ، وحقن في الوريد (رابعا) في الفئران

استخدام

عن طريق الحقن الوريدي وداخل السلي في الرحم زرع في نموذج مورين

حقن الفيروسي Intracerebroventricular من حديثي الولادة ماوس الدماغ للاستمرار وانتشار تنبيغ العصبية

Intracerebroventricular وداخل الأوعية الدموية حقن الفيروسية الجسيمات ونيون ميكروبيدات في الدماغ حديثي الولادة

حقن داخل المخ البطيني الحر في الفئران

حقن داخل المخ البطيني الحر في الفئران

حقن داخل المخ البطيني الحر في الفئران

نموذج القوارض الوليدية لحقن الوريد خلف الحجاج

الحقن داخل القراب للفأر حديث الولادة لتحرير الجينوم وتوصيل الدواء