M.-A. Deutsch is supported by Dr. Rusche Forschungsprojekt (2014) Deutsche Stiftung f&#252;r Herzforschung and Deutsche Gesellschaft f&#252;r Thorax- Herz- und Gef&#228;&#223;chirurgie. M. Krane is supported by Deutsche Stiftung f&#252;r Herzforschung (F/37/11), Deutsches Zentrum f&#252;r Herz Kreislauf Forschung (DZHK B 13-050A; DZHK B 14-013SE) and Deutsche Forschungsgemeinschaft (KR3770/7-1; KR3770/9-1)

وتمت الموافقة على جميع التجارب من قبل مركز القلب الألماني ميونيخ وحكومة بافاريا، ألمانيا (جي زد. 55.2-1-54-2532.3-17-13). وتم إيواء الحيوانات في منشأة معينة الممرض الحر وتلقى رعاية الإنسان في الامتثال مع &quot;مبادئ مختبر رعاية الحيوان&quot; التي وضعتها الجمعية الوطنية للطب والبحوث &quot;دليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية&quot; التي تقدمها الأكاديمية الوطنية العلوم ونشرها من قبل المعاهد الوطنية للصحة (NIH النشر رقم 86-23، نقح 1985). ملاحظة: وهناك مجموعة كاملة من أدوات المجهرية العقيمة، من بينهم اثنان من ملقط المنحنية وdilatators السفينة، ضرورية لإجراء العملية (الشكل 2A). العلاج الوقائي بالمضادات الحيوية المحيطة بالجراحة ليست ضرورية بشكل روتيني ولكن يجوز أن يبين في الحيوانات المناعة. تمت التضحية الحيوانات باستخدام استنشاق الأيزوفلورين المحطة. إعداد المانحة والكسب غير المشروع الحصاد &lt;رأ&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان قبل داخل الصفاق (IP) حقن ميدازولام (5.0 ملغ / كلغ)، medetomidine (0.5 ملغ / كلغ) والفنتانيل (0.05 ملجم / كجم من وزن الجسم). ضع الماوس في موقف ضعيف في مجال الجراحة وتأكيد التسامح الجراحية التي منعكس دواسة الانسحاب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير الجلد ثلاث مرات مع الكلورهيكسيدين وإجراء شق البطن خط الوسط. سحب الأمعاء مع الشاش الرطب إلى اليسار لفضح الوريد الأجوف السفلي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن 50 وحدة دولية من الهيبارين المخفف في 0.4 مل المالحة من خلال الوريد الأجوف السفلي لمنع تخثر الدم. شق دقيقة السفينة 1 بعد تنقص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح الحجاب الحاجز وأداء بضع الصدر الثنائي لفضح القلب. وينعكس جدار الصدر الأمامي متفوق والذي عقد في مكان مع المشبك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الغدة الصعترية وبصراحة تشريح النسيج الضام بين الشريان الأبهر والجذع الرئوي. شق اليمين الوريد الأجوف العلوي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ثقب الشريان الأبهر الصاعد تعبئتها على مستوىالجذع العضدي الرأسي مع 30 G الإبرة التي شنت على حقنة 5 مل وببطء يروي قلب retrogradually دون الضغط المفرط مع 3 مل من 4 ° C حل شلل القلب البارد. تجنب دخول الهواء إلى الدورة الدموية التاجية. قطرة محلول ملحي بارد مثلج على الكسب غير المشروع إلى تعزيز السكتة القلبية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المسح الشامل الشريان الأورطي قريب إلى أصل الجذع العضدي الرأسي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate في الأجوف السفلي، وكلا الأوردة متفوقة على مقربة من القلب مع 8-0 الحرير والمسح الشامل لهم بشكل أقصى للالأربطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح مجانا الجذع الرئوي كما بشكل أقصى وقت ممكن. Ligate الشرايين الرئوية على مقربة من التشعب مع 8-0 الحرير والمسح الشامل لهم بشكل أقصى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate الأوردة الرئوية عن جنبا إلى جنب مع واحد ضمد 8-0 الحرير والمسح الشامل لهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة القلب من المتبرع وتخزينه في الجليد الباردة حل شلل القلب حتى الزرع. </li></ol> 2. إعداد مستلم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعدادالأصفاد لanastomoses عن طريق قطع أنابيب بوليميد مع مشرط رقم 11 أو مقص تحت المجهر. تتكون الكفة من جسم اسطواني وملحق (1/3 من محيط) لوضع المشبك الأوعية الدموية، ولكل من يبلغ طوله 1 مم (الشكل 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان وتأكيد التسامح الجراحية كما هو موضح أعلاه. حقن 0.25 مل المالحة الدافئة الحل تحت الجلد (SC) لاستبدال السوائل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الشعر من منطقة عنق الرحم الصحيحة باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية، ووضع الحيوان في موقف ضعيف على وسادة دافئة. تأمين الساقين مع خيوط الشريط مع تجنب الإفراط في أطرافه الأمامية وهذا يمكن أن تضر التنفس. تغطية العيون باستخدام مرهم للعين لمنع جفاف. تطهير موقع الجراحية ثلاث مرات مع الكلورهيكسيدين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل شق الجلد عرضية من زاوية الفك السفلي الأيمن إلى الشق الوداجي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعبئة بصراحة تحويلةحبل الوريد ernal. يكوي فروع جنب مع ملقط القطبين والمسح الشامل لهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم الوريد الوداجي الخارجي بين الحروف المركبة على مستوى التقاء مع الوريد من الغدة تحت الفك السفلي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الوريد الوداجي الخارجي من خلال الكفة وتسد الأوعية قريب عن طريق وضع المشبك الأوعية الدموية على تمديد الكفة. إزالة ضمد وري التجويف السفينة مع 1:10 المالحة heparinized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إيفرت جدار الوعاء الدموي على الكفة واصلاحها مع مسبقا كفافي 8-0 الحرير ربطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الجزء السطحي للعضلة القصية الترقوية الخشائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعبئة الأيمن الشريان السباتي المشترك والمسح الشامل السفينة بين الحروف المركبة دون التشعب الشريان السباتي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الشريان السباتي عن طريق الكفة وتسد الأوعية قريب عن طريق وضع المشبك Yasargil بشأن تمديد الكفة. إزالة ضمد وري التجويف السفينة مع 1:10 المالحة heparinized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> dilat بلطفالبريد التجويف الشرياني مع dilatator السفينة، إيفرت جدار الوعاء الدموي على الكفة واصلاحها مع مسبقا كفافي 8-0 الحرير ربطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للحصول على مساحة كافية لزرع الكسب غير المشروع، وإزالة الفص الأيمن من الغدة تحت الفك السفلي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على المجال العملي رطبة حتى الزرع. </li></ol> 3. زرع الكسب غير المشروع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الكسب غير المشروع في منطقة عنق الرحم المتلقي رأسا على عقب مع الشريان الأورطي الموجه إعلامي والشريان الرئوي أفقيا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الشريان الأورطي من الكسب غير المشروع على الكفة مع الشريان السباتي وتأمين مفاغرة مع كفافي ضمد 8-0 الحرير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شق الجذع الرئوي على جانبها الأمامي وتسحبه على الكفة مع الوريد الوداجي الخارجي. تأمين مرة أخرى مفاغرة مع كفافي ضمد 8-0 الحرير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة المشبك على حبل الوريد الخارجي، وبعد بواسطة unclamping من الشريان السباتي. قلوب تملأ فورا مع الدم. لتعزيز صeperfusion إسقاط 37 درجة مئوية محلول ملحي دافئ على الكسب غير المشروع. عادة قلب يتطور الجيبي خلال دقيقة واحدة. إزالة الملحق صفعة في موقع الوريدي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضمان موقف الكسب غير المشروع الصحيح، يجب أن تكون خالية من التوتر anastomoses والسفن دون التواء. لا الأوعية أكتوي من الجلد لأن ذلك قد يؤدي إلى ضعف التئام الجروح. النزيف عادة ما يتوقف من تلقاء أنفسهم. إغلاق الجلد مع واحدة 8-0 خياطة مستمرة. </li></ol> 4. بعد العملية الجراحية العناية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن 0.25 مل دافئ الشوري محلول ملحي لاستبدال السوائل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استعداء المخدرات حقن النالوكسون (1.2 ملغ / كلغ)، فلومازينيل (0.5 ملغ / كلغ) وatipamezol (2.5 ملغم / كغم من وزن الجسم) الشوري اليسار الحيوان على وسادة دافئة حتى استعاد وعيه أنه كاف للحفاظ على الاستلقاء القصية. مراقبة الحيوانات لمدة ساعة إضافية واحدة على الأقل لتسجيل أي سلوك غير طبيعي. لا يعودون الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى يتعافى تماماالأحمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توفير تسكين وقائية مع البوبرينورفين (0.05 ملغ / كغ الشوري ثلاث مرات في اليوم) أو تسكين البديل وفقا لبروتوكول المؤسسات المحلية لمدة لا تقل عن 72 ساعة بعد العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجراح وطبيب بيطري يجب أن نرى الحيوانات بانتظام. في حالة فقدان الوزن&gt; 15٪، واللامبالاة، وتورم أو الجراحية الحيوانات عدوى الجانب يصرح باستخدامها باستخدام استنشاق الأيزوفلورين المحطة. </li></ol>

<ol>
	<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chen, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+of+cervical+heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 52, 1099-1101 (1991).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation.">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28, 565-570 (2008).</li><li>Schramm, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+subepicardial+microcirculation+in+heterotopically+transplanted+mouse+hearts:+an+intravital+multifluorescence+microscopy+study.">The subepicardial microcirculation in heterotopically transplanted mouse hearts: an intravital multifluorescence microscopy study.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 134, 210-217 (2007).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp : JoVE. 238, (2007).</li><li>Gong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introduction+of+modified+cervical+cardiac+transplant+model+in+mice.">Introduction of modified cervical cardiac transplant model in mice.</a> Exp Clin Transplant. 10, 158-162 (2012).</li><li>Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+mouse+cervical+heart+transplantation+using+a+cuff+technique.">Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique.</a> Transplantation. 51, 896-898 (1991).</li><li>Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+kidney+transplantation+in+mice:+technique+using+cuff+for+renal+vein+anastomosis.">Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis.</a> PloS one. 8, e77278 (2013).</li><li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis.">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141, 682-689 (2007).</li><li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+hind-limb+transplantation+in+rats.">Orthotopic hind-limb transplantation in rats.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2010).</li><li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat.+Technique+using+cuff+for+portal+vein+anastomosis+and+biliary+drainage.">Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage.</a> Transplantation. 28, 47-50 (1979).</li><li>Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+rats.">Orthotopic liver transplantation in rats.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2012).</li><li>Okazaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+orthotopic+vascularized+aerated+lung+transplantation.">A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation.</a> Am J Transplant. 7, 1672-1679 (2007).</li><li>Suzuki, H., Fan, L., Wilkes, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+obliterative+bronchiolitis+in+a+murine+model+of+orthotopic+lung+transplantation.">Development of obliterative bronchiolitis in a murine model of orthotopic lung transplantation.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2012).</li><li>Zou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+venous+bypass+graft+arteriosclerosis.">Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis.</a> Am J Pathol. 153, 1301-1310 (1998).</li><li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant.">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8, 245-249 (2010).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20, 1123-1128 (2001).</li><li>Arras, M., Autenried, P., Rettich, A., Spaeni, D., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+intraperitoneal+injection+anesthesia+in+mice:+drugs,+dosages,+adverse+effects,+and+anesthesia+depth.">Optimization of intraperitoneal injection anesthesia in mice: drugs, dosages, adverse effects, and anesthesia depth.</a> Comp Med. 51, 443-456 (2001).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

لقد أنجزنا أكثر من 200 عملية زرع القلب مع نسبة نجاح أكثر من 90٪ في مختلف البيئات التجريبية. مع تقنية الموضحة هنا، يمكن أن يتم الإجراء الكامل في غضون 60 دقيقة بواسطة جراح من ذوي الخبرة. من خلال إعداد الأوعية عنق الرحم قبل الشراء الجهاز، ومجموع وقت الكسب غير المشروع نقص الت?...

كثيرا ما يستخدم نموذج زرع القلب للتحقيق I / R-الإصابة، رفض المزروع، في مرحلة ما بعد الزرع اعتلال وعائي وكفاءة وكلاء الجهاز المناعي. نماذج الماوس تجمع بين العديد من المزايا مثل المناعية المعروفة وخلفيات وراثية، وتوافر العديد من السلالات الفطرية والمعدلة وراثيا وتكاليف التجريبية منخفضة نسبيا. في عام 1973، وقد وصفت تقنية زرع القلب في البطن في الفئران أول من كوري وآخرون 1. في هذا النموذج يتم revascularized الطعوم بنهاية إلى جنب anastomoses من الأبهر الصاعد إلى الشريان الأورطي البطني المستلم والشريان الرئوي الرئيسي إلى الوريد الأجوف السفلي. في عام 1991، وقد وصفت تقنية خياطة لزرع القلب عنق الرحم في الفئران عن طريق تشن وآخرون (2). في هذا النموذج يتم تأسيس الوراء الشريان التاجي نضح من قبل مفاغرة من الشريان السباتي المستلم إلى الأبهر الصاعد للغرامالخلف. يتم إخراج مصارف الدم الوريدي عبر الجيب التاجي في الأذين الأيمن، والبطين الأيمن والشريان الرئوي عبر إلى المستلم الوريد الوداجي الخارجي (الشكل 1). بالمقارنة مع الكسب غير المشروع غرس البطن نموذج عنق الرحم أقل الغازية وموقع سطحي من الكسب غير المشروع تمكن الوصول السهل جدا للامتحانات المتابعة إضافية (مثل الجس، القلب، حيوي داخلي المجهري مضان) 3،4. على الرغم من التحسينات الفنية 5،6، واستخدام أوسع لهذا النموذج كان محدودا بسبب الصعوبات التقنية لأداء anastomoses خياطة الأوعية الصغيرة مع وجود نسبة عالية من التسرب مفاغرة وتجلط الدم. في عام 1991، ماتسورا وآخرون. أدخلت هذه التقنية الكفة التي يتم فيها مقلوبة جدار الوعاء الدموي على اسطوانة الاصطناعية، مما يسهل كثيرا من نموذج زرع القلب عنق الرحم 7. وكانت هذه التقنية فواعتمد rther لمختلف النماذج التجريبية من بينها زرع الكلى 8، 9 البنكرياس، أطرافهم 10، 11،12 الكبد والرئة والأوعية الدموية 13،14 زرع 15. وبالمقارنة مع تقنية خياطة الوقت اللازم لanastomoses، وبالتالي، فإن الوقت نقص التروية الدافئ هو أقصر، وهناك مضاعفات أقل بكثير الأوعية الدموية باستخدام تقنية صفعة 16. وعلاوة على ذلك، فإنه يمكن الجراحين مع قليل من التدريب في جراحة لتنفيذ العملية مع نسبة نجاح عالية. عيوب تقنية صفعة هو ربط المتطلبات المسبقة من الشريان السباتي المشترك، الأمر الذي قد يغير التروية الدماغية. في هذه الورقة الفيديو نقدم محسنة ومبسطة تقنية صفعة لعملية زرع قلب عنق الرحم في الفئران.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Forceps JFC-7.2</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>P-00036</td>
			<td>Curved tip 0.20 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel dilatator D-5a</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adventita scissor</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp B-1V</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00396</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil Clip</td>
			<td>Peter Lazic</td>
			<td>65,097</td>
			<td>3.5 mm lenght</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td>Micromed</td>
			<td>148-100-011</td>
			<td>tip 0.25 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide tubes</td>
			<td>River Tech Medical</td>
			<td></td>
			<td>19-24 gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8.0 silk ligatures</td>
			<td>Catgut</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custodiol HTK solution</td>
			<td>Essential Pharmaceuticals</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

heterotopic cervical heart transplantation in mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

فريق العمل لدينا يمكن أن تؤدي بنجاح تقنية الموضحة بعد ما يقرب من 20 عملية جراحية التدريب. أصعب جزء هو إيفرت جدار الوعاء الدموي في الشريان السباتي على الكفة، لأنها تقلب بسهولة مرة أخرى ويمكن أن تؤدي محاولات متعددة لتمزق من الجدار. بعد فترة التدريب، كان متوسط ​​إجمالي ?...

Watch this Scientific Journal Video about Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice at JoVE.com

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

منتبذ عنق الرحم القلب زرع في الفئران

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

heterotopic-cervical-heart-transplantation-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

11.0K Views.  German Heart Center Munich, Technische Universität München. The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Video: Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

تسيطر الاصابات تهتك عنق في الفئران

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

الفئران عنق الرحم القلب زرع نموذج باستخدام أزرار وتقنيات التعديل

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

وهناك طريقة معدلة لغيري مكاني ماوس القلب Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

الفئران غيري مكاني القلب زرع تقنية

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

زرع صمام الرئوي عن طريق نموذج الفأر من غيري مكاني القلب زرع

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

الفئران منتبذ البطن القلب / زراعة واحدة والرئة في تكوين محملة حجم

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A المجهرية نموذج رواية لمنتبذ، جناح كتلة جدار الصدر، الغدة الصعترية، وزرع القلب في الفئران

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

نموذج مبسط لزرع صمام القلب غير المتجانس في القوارض

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

بروتوكول زرع قلب غير متجانس من لحم الخنزير لتوصيل العلاجات إلى ألوغرافت القلب

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

تقنية الكفة المعدلة لنموذج زرع القلب غير المتجانس لعنق الرحم للفأر

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...