人类成胶质细胞瘤器官型切片培养模型，用于研究肿瘤细胞迁移和抗创伤药物的患者特异性作用

摘要

目前的胶质母细胞瘤（GBM）的离体模型并没有针对人肿瘤浸润的生理学相关研究进行优化。在这里，我们提出了新鲜人类GBM组织的器官切片培养物的产生和维持方案。提供延时显微术和定量细胞迁移分析技术的描述。

摘要

尽管手术，化学治疗和放射治疗，胶质母细胞瘤（GBM）仍然具有极差的临床预后。进入周围脑实质的肿瘤侵袭代表着持久的治疗挑战。为了开发GBM的抗迁移疗法，为控制实验提供生理学相关背景的模型系统至关重要。在这里，我们提出了一种用于在手术切除期间获得的人类GBM组织产生切片培养物的方案。这些培养物允许离体实验，而不通过动物异种移植物或单细胞培养物传代。此外，我们描述了使用延时激光扫描共聚焦显微镜与细胞跟踪，以定量研究肿瘤细胞的迁移行为和与治疗相关的反应。手术组织采集后90分钟内可重复产生切片。逆转录病毒介导的荧光细胞随后在培养的两周内完成蜂鸣，共聚焦成像和肿瘤细胞迁移分析。我们已经成功地使用这些切片培养物来发现人类GBM中与迁移行为增加相关的遗传因素。此外，我们已经验证了模型检测针对抗迁移疗法的患者特异性变异的能力。展望未来，人类GBM切片培养是快速离体评估治疗剂对肿瘤敏感性的有吸引力的平台，以推进个性化神经肿瘤治疗。

引言

胶质母细胞瘤（GBM）的实验室研究受到缺乏忠实地重现人类疾病所需病理特征（即肿瘤细胞迁移和侵袭）的模型的阻碍。 2D和3D 的体外侵袭测定的比较研究，以及3D啮齿动物切片培养物模型已经发现在这两个上下文机理上不同的细胞迁移的程序，从2D系统发现的译可能限制与人类疾病^1，2，3。这里描述的器官型肿瘤切片培养和成像范例允许研究从手术切除获得的离体人肿瘤组织的切片内的肿瘤细胞迁移。因此，手术切除的肿瘤组织的切片培养物与延时共聚焦显微镜结合提供了研究本地的肿瘤细胞迁移的平台微环境无组织溶解或培养传代。

有一种使用由人类肿瘤异种移植物，逆转录病毒诱导的肿瘤和细胞产生的叠加来研究肿瘤侵袭^{1，2，3，4，5} GBM的啮齿动物脑切片培养物模型的大量文献。最近，几个小组已经直接从人GBM组织^{6，7，8，9，10}中描述的器官切片培养物的产生。然而，关于切片技术和培养基的公开方案之间存在明显差异。此外，使用器官切片培养物已经集中在包括细胞信号变化的静态实验终点ng，增殖和死亡。本文所述的方案通过采用时间推移激光扫描共聚焦显微镜的动态肿瘤细胞行为的时间分辨观察来扩展先前的切片培养范例。的帧间¹¹和瘤内¹²最近发现^，在人GBM ¹³遗传变异强调联这种异质性与肿瘤细胞的行为和其对肿瘤对治疗的反应的影响的重要性。在这里，我们报告了使用来自人类癌症组织的直接切片培养物的简化和可重复的方案，以近似实时地观察肿瘤细胞迁移。

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研究方案

在开始收集患者组织样本之前，必须根据批准的机构评估委员会（IRB）方案从每个患者获得知情同意书。该协议的作者收到了科罗拉多大学医院和Inova Fairfax医院批准的IRB协议下所述的工作的同意。从这些切片培养物收集的数据不用于指导患者护理决定。

预切片准备

1. 在计划肿瘤切除和组织收集前（或在2周内利用以前产生的培养基）前一天准备"组织加工"培养基和"切片培养维持"培养基。向500mL高葡萄糖DMEM中加入5mL青霉素 - 链霉素溶液（10,000U / mL）和5mL 1M HEPES以产生组织处理介质。
2. 使用神经元培养基（ 如 Neurobasal）准备250 mL切片培养维持培养基胡桃酚红。用10mM HEPES，1xB-27补充剂，400μML-谷氨酰胺，600μML-丙氨酰-L-谷氨酰胺二肽，60U / mL青霉素，60μg/ mL链霉素和6U / mL制霉菌素补充该培养基。
3. 将所有培养基储存在4°C不超过2周。

2.手术日:组织获取

1. 在组织采集当天，使用高压灭菌的玻璃器皿和层流罩中的无菌技术，在组织处理介质中制备50-100mL的低熔点琼脂糖的1％和2％（wt / vol％）溶液。需要两种浓度的琼脂糖来适应不可预测的肿瘤组织一致性变化。
2. 使用微波加热琼脂糖悬浮液，直到观察到温和的沸腾。将琼脂糖溶液置于37°C水浴中，保持液态，直至使用。
3. 在6孔板的每个孔中放置1mL切片培养物维持培养基。
4. 使用无菌镊子将空PTFE培养物插入每个孔中。将板放置在保持在37℃的5％CO ₂气氛的加湿，水夹套的组织培养箱中。
5. 在层流罩内使用无菌巴斯德吸管，在肿瘤组织获取之前，将95％O ₂ /5％CO ₂气体的混合物在含有冰冷的组织加工介质的烧瓶中起泡约15至30分钟。在加工过程中，使用超氧化介质可以最大限度地减少组织中的缺氧。
6. 准备标有50 mL锥形管（足够分析需要数量的单个肿瘤区域），包含20 mL等量的超氧化冰冷加工介质，以便在手术室和切片设备之间运输组织。
7. 结合神经外科医生，对肿瘤区域进行术前计划，以进行样本采集。选择具有对比度增强的肿瘤区域，如患者的临床想象所示g（T1后钆磁共振成像（MRI）序列）。以前的经验表明，该区域产生可行的肿瘤组织，而不是坏死组织。
   注意:尝试从周围（周围）白质生成切片;然而，背景自体荧光和肿瘤细胞密度降低限制了这些切片的实验效用。
8. 在肿瘤切除开始时获得肿瘤组织。避免收集暴露于广泛的双极烧灼的肿瘤组织，这可能会损害继发于热损伤的组织活力。与片状切除术中获得的组织相比，在片状肿瘤切除术期间获得的组织样品显示增强的活力。这一观察结果可能涉及由于手术切除和延长获取时间而导致的血流不均匀肿瘤组织剥夺。
9. 如果需要，将肿瘤组织标记并存储在单独的锥形管中以分离样品来自不同的肿瘤区域。 （ 即表面与深部肿瘤组织）。如果术中手术导航可用，可以记录精确的组织位置。

3.切片培养准备

注意:本协议要求使用新鲜未固定的人体组织。所有样品均被认为是传染性的，应根据普遍的血源性病原体方案进行处理。任何时候都应穿戴适当的个人防护装备。在使用前，镊子和解剖刀应暴露于15分钟的紫外线。在使用过程中，用70％乙醇（EtOH）间歇性喷洒工具，使液体在使用前蒸发。切片过程以半无菌的方式使用具有过滤空气的水平层流罩进行。

1. 将肿瘤组织块放置在具有冰冷加工介质的培养皿中。我们要清洗肿瘤组织并尽量减少附着的红细胞ea移液管轻轻地交换和丢弃培养皿中的培养基三次。
2. 使用手术刀将肿瘤块切成矩形盒形。将组织块修剪成约3mm×3mm×10mm。通过切割或用细镊子轻柔牵引小心地清除任何连接的血管。
3. 将5 - 7 mL 37°C琼脂糖吸取到小型立方体（〜2 cm ³ ）塑料包埋模具中。使用前用无菌温度计确认琼脂糖溶液的温度不超过37℃。
4. 让琼脂糖在冰床上坐1分钟左右。
5. 将2 - 4个肿瘤组织"条带"放入琼脂糖中，长轴垂直取向。
   注意:组织条在凝固前会倾向于"沉淀"在琼脂糖中。为了避免这种并发症，请将组织条暂时保持在垂直方向，直到琼脂糖进一步固化。
6. 将含有琼脂糖模板的组织放在冰床上2 - 5 min以方便固化。
7. 从冰中取出霉菌，用手术刀切割形状的两侧，轻轻取出琼脂糖块。避免在块上施加过大的力，这可能会破坏琼脂糖。
8. 使用大量的氰基丙烯酸酯胶将琼脂糖块固定在vibratome标本板上。让胶水设定约1 - 2分钟。
9. 用冰冷的加工介质填充vibratome储存器以浸没固定在样品板上的琼脂糖块。
10. 在切片过程中，将95％O ₂ /5％CO ₂气体混合物通过修剪的无菌塑料移液器进入振动储器。
11. 将vibratome切片厚度设置为300 - 350μm。
12. 根据组织一致性调整刀片前进速度和刀片振幅。 "更硬"GBM组织需要较慢的刀片提前速度和更高的振幅。精确的刀片速度和幅度设置将根据vibratome规格而有所不同。
    注意:切片时通常会出现几个问题。如果组织条从琼脂糖块上移开，尝试将组织包埋在较高浓度的琼脂糖中。如果肿瘤切片比想要的（机器组）厚，或者是不对称的，则增加振动和振幅降低的速度。为了确保肿瘤组织不被刀片固定器卡住或"拖动"，因为切片发生，当刀片移动时，请小心地将刀片夹持器和切片之间定位。
13. 使用不锈钢微球，将组织切片转移到具有冰冷处理介质的培养皿中。
14. 从培养箱中获得含有PTFE插入物和平衡的切片培养基的6孔板（如第2部分步骤4中所制备）。
15. 板组织切片使用不锈钢微球。通过使用小的细毛刷画来最小化直接接触和操纵组织以产生"流体波"，以将切片从刮刀上轻轻地推出nd到培养物插入物上。
    注意:最小化在组织培养插件顶部引入的加工介质的量。如果过量的介质转移导致切片浮动，请使用无菌巴斯德吸管移除介质。
16. 将含有肿瘤切片的6孔板返回到保持在37℃，5％CO ₂气氛的培养箱中。
    注意:整个嵌入和切片方案应在手术室肿瘤组织获取90分钟内完成。

切片文化维护

1. 12-24小时后，用无菌镊子抓住每个插入物边缘转移切片培养物，并转移到含有新鲜切片培养维持培养基的平板上。确保在转移插入物之前将等分于每个孔中的切片培养物维持培养基在培养箱中平衡至少15分钟。
2. 用新鲜平衡的切片将插入物移入新的6孔板每48小时播放一次媒体。
3. 如果需要，使用移液管等分试样切片培养基，以便立即用于生物化学测定（ 即 ELISA）或在-80℃下冷冻以备将来使用。

5. 通过绿色荧光蛋白表达逆转录病毒的肿瘤细胞标记

注意:用于分析肿瘤细胞迁移的延时显微术需要在切片培养物内稳定的长期荧光标记细胞。建议使用逆转录病毒，因为它选择性地感染分裂细胞，从而丰富肿瘤细胞群体内的荧光标记，而不是切片内存在的小胶质细胞或其他细胞类型。感染的标准化表明，10 ⁴ CFU /μL的病毒滴度导致足够的绿色荧光蛋白表达用于跟踪和分析细胞迁移。增加病毒滴度，使用非选择性病毒（ 即腺病毒，慢病毒）或ot她标记所有细胞的手段可能排除了在迁移过程中识别清除细胞边界，从而使分析复杂化。可以根据需要利用替代荧光标记物进行优化。

1. 无论是通过标准协议^5，14或从可商购的来源获得用于肿瘤切片的感染逆转录病毒。通过将适当的体积添加到未补充的神经元培养基中以达到10 ⁴ CFU /μL的病毒滴度来稀释病毒上清液。
2. 培养7 - 10天之后，感染感染的肿瘤切片培养物为5 - 10μL病毒（10 ⁴ CFU /μL）。将病毒轻轻滴到每个组织切片的表面上。如果切片漂浮在插入物的表面上，则减少添加的上清液体积。将含有切片培养物的板返回培养箱。
3. 在24小时后开始评估标记肿瘤细胞的切片病毒感染（见第6节）。该时间延迟将取决于病毒掺入和荧光基因表达动力学。对于这里使用的病毒构建体，需要72小时用标准荧光显微镜观察强壮的荧光信号。
   注意:很少，切片显示病毒标记细胞的主要外围分布，这可能使共聚焦成像复杂化。为了避免这种并发症，尝试减少切片上的切片厚度和厚度变化。如果切片培养物在中心附近具有较厚的区域，则这可能会阻止充分的营养渗透，从而限制了活跃分裂肿瘤细胞的群体。筛选这种并发症的定性测定是向切片培养基中加入四唑染料试剂（ 即 MTT）。添加试剂后切片不变蓝色的区域表明缺乏代谢活动，损害切片的健康。

le"> 6。Time-Lapse Single Photon Laser Scanning Confocal Imaging of Tumor Cell Migration

注意:成功转导后，证实培养物的健康，细胞可以在对照条件下成像，然后在处理条件下进行相同的成像时间。使用该方案，细胞在每种条件下成功成像并追踪12小时。然而，更短或更长的成像周期和环境操纵也可能是有益的。

1. 加载显微镜
   1. 在成像之前，将1 mL新鲜切片培养基置于玻璃底盘中。
   2. 允许玻璃底盘中的培养基在培养箱中平衡15分钟。
      注意:此时，可将可溶性标记试剂，如荧光共轭凝集素（ 即用于小胶质细胞标记的Isolectin IB ₄ ）或配体缀合的量子点添加到切片培养基中用于鉴定细胞成像期间的唾液亚群。
   3. 使用层流罩中的无菌镊子将要成像的插入物转移到玻璃底盘。将菜肴运送到显微镜舞台。
   4. 在密封的显微镜分级培养箱中，在37℃和5％CO ₂气氛下保持切片培养物。如果有可能的话，使用无菌的H ₂ O加湿培养箱，以防止过度的介质蒸发（对于较长的成像实验尤其重要）。
   5. 利用具有长工作距离10X空气物镜的共聚焦显微镜和用于单光子和/或多光子的激光激发。
      注意:确保显微镜物镜提供足够的工作距离。由于来自台式培养箱，玻璃底盘和组织培养插入物的附加高度的结果，长工作距离目标是至关重要的。
   6. 固定玻璃底板，取下塑料培养皿盖，盖上气 -渗透膜。
2. 图像采集
   1. 使用显微镜目视检查切片，并在切片边缘和中心之间找到具有足够密度的荧光标记肿瘤细胞的合适场。由于成像期间组织移位的敏感性增加，避免了切片边缘的成像场。可以采用组织切片竖琴来限制这种变化。
   2. 在多维分析模式下使用成像软件设置第一个（底部）和最后一个（顶部）Z-堆叠边界，使得要成像的所有位置都包含可见的荧光细胞信号。通过150 - 200μm的切片成像，以10μm的恒定Z步距为跟踪细胞路径提供了足够的分辨率（可根据个别成像需要进行调整）。
   3. 如果显微镜具有电动化阶段，请确保每个Z型叠层采集都有足够的时间。将采集之间的时间间隔设置为相等每个位置的扫描时间x图像位置数（ 即成像肿瘤区域）。
      注意:为了同时激发绿色和红色荧光团，请使用双线激光线扫描程序，同时激活488 nm和633 nm。选择的激光激发波长将根据表达的各种荧光蛋白而变化。
   4. 在成像的肿瘤区域之间保持均匀的激光功率和共焦孔设置。利用最低的激光功率设置，以清楚地划分肿瘤细胞体和过程以限制光毒性。具体的成像参数单位（ 即功率和共焦孔设置）将根据显微镜和激光源规格而变化。
   5. 通过在朝向目标前进的焦平面中添加2-3个"缓冲"Z堆叠步骤来补偿潜在的介质蒸发。这有效地防止组织离开Z堆叠采集范围离子在垂直平面上。

图像后处理和肿瘤细胞追踪

注意:许多共焦成像系统配备了专有的图像处理软件。下面讨论的处理步骤包括可以跨软件平台执行的通用协议。将给出开源平台NIH ImageJ和MTrackJ ^15的具体说明。

1. 打开一个Z-stack文件。在ImageJ中，单击"图像→堆栈→Z项目"。选择第一个和最后一个Z-stack包含，并选择"Max Intensity"作为投影类型。结果是称为最大强度投影（MIP）的渲染。从每个成像区域捕获的每组Z-stack图像创建一个MIP。
2. 连接来自每个区域的MIP以创建时间序列。点击"图像→堆叠→图像到堆叠"。
3. 手动识别位置通过选择视觉上近似的肿瘤细胞体的中心点来形成细胞体"质心"。这是通过使用MTrackJ（NIH ImageJ的开放源代码插件）的"添加"轨道功能点击细胞体来实现的。
4. 单击以划分一系列图像的每个帧中的单元格体位置。这为每个单元格创建一个独特的"轨迹"。顺序地，标记下一个单元格的单元格本体位置。重复此过程，直到所有单元迁移路径被跟踪。
5. 一旦在给定的肿瘤微区域中跟踪细胞群体，使用MTrackJ的"测量"功能导出所有细胞轨迹坐标。将文件保存为.xls格式，以便可以使用电子表格或用户生成的软件分析原始数据。
6. 使用沿单元格迁移轨迹记录的每个点记录的坐标，执行定量分析，包括迁移速度的推导，方向性和其他迁移指标，如Parker 等[ ^16]所述 。
   注意:所有计算的距离和速度都是实际值的低估。这是通过产生最大强度投影将三维图像（和迁移路径）转换为二维数据所固有的。

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结果

我们的小组成功地从50多位接受GBM初始切除术的患者中获得了切片培养。这种切片生成，培养，逆转录病毒标记，成像和迁移分析协议已经精简到可重复的工作流程中（ 图1 ）。重要的是，这些器官型GBM切片与整个培养物中的起始肿瘤组织一致，包括在培养物中维持长达15天的病理标志物和小胶质细胞（ 图2 ）。此外，我们利用该系统对微环?...

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讨论

来自人类癌症组织的有机切片培养物为临床前的翻译实验提供了有吸引力和利用率不足的平台。了解肿瘤细胞在天然肿瘤微环境中的迁移，增殖和细胞死亡的人群行为缺乏。重要的是，在细胞行为水平上以动态，时间分辨的方式研究肿瘤对治疗的反应可以揭示治疗抵抗的新机制。人类肿瘤切片培养提供人类疾病过程与当前离体和体内建模技术之间的联系¹⁹ 。最近，?...

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材料

Name	Company	Catalog Number	Comments
DMEM High Glucose	Invitrogen (Gibco)	11960-044
Neurobasal-A Medium, minus phenol red	Invitrogen (Gibco)	12349-015
B-27 Supplement (50x), serum free	Invitrogen (Gibco)	17504-044
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)	Invitrogen (Gibco)	15140-122
GlutaMAX Supplement	Invitrogen (Gibco)	35050-061
L-Glutamine (200 mM)	Invitrogen (Gibco)	25030-081
HEPES (1 M)	Invitrogen (Gibco)	15630-080
Nystatin Suspension	Sigma-Aldrich	N1638-20ML	10,000 unit/mL in DPBS, aseptically processed, BioReagent, suitable for cell culture
UltraPure Low Melting Point Agarose	Invitrogen (Gibco)	16520-050	Melts at 65.5 °C, Remains fluid at 37 °C, and sets rapidly below 25 °C.
Isolectin GS-IB4 from Griffonia simplicifolia, Alexa Fluor 647 Conjugate	Thermo Fisher (Molecular Probes)	I32450	Used in media to label Microglia/Macrophages
pRetroX-IRES-ZsGreen1 Vector	Clonetech	632520
Retro-X Concentrator	Clonetech	31455	Binding resin for non-ultracentrifugation concentration of viral supernatants
pVSG-G Vector	Clonetech	631530	part of the Retro-X Universal Retroviral Expression System
GP2-293 Viral packaging cells	Clonetech	631530	part of the Retro-X Universal Retroviral Expression System
Cyanoacrylate Glue (Super Glue)	Sigma-Aldrich	Z105899	Medium-viscosity
Equipment
Peel-A-Way Embedding Mold (Square - S22)	Polysciences, Inc.	18646A-1	Molds for tumor sample embedding
Stainless Steel Micro Spatulas	Fisher Scientific	S50823	Bend instrument 45 degrees at the neck of the spoon blade
Curved Fisherbrand Dissecting Fine-Pointed Forceps	Fisher Scientific	08-875
Single Edge Razor Blade (American Safety Razors)	Fisher Scientific	17-989-001	Blade edge is 0.009" thick. Crimped blunt-edge cover is removed before loading onto vibratome.
Leica VT1000 S Vibratome	Leica Biosystems	VT1000 S
Hydrophilic PTFE cell culture insert	EMD Millipore	PICM0RG50	30 mm, hydrophilic PTFE, 0.4 µm pore size
35 mm Glass Bottom Dishes	MatTek	P35G-1.5-20-C Sleeve	20 mm glass diameter. Coverslip glass thickness 1.5 mm
LSM 510 Confocal Micoscope	Zeiss	LSM 510	10x Air Objective (c-Apochromat NA 0.45)
PECON Stagetop Incubator	PeCON Germany	(Discontinued)	Incubator PM 2000 RBT is a comprable product designed for use with Zeiss Microscopes.